Nous remercions les membres du laboratoire Tuschl des discussions utiles. MH est soutenu par le Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD). Ce travail a été soutenu par le Fonds national suisse de Grant # 3100A0-114001 à MZ; TT est un enquêteur HHMI, et de travailler dans son laboratoire a été financée par des subventions du NIH et de GM073047 MH08442 et la Fondation Starr.

Le protocole ci-dessous décrit la procédure de PAR-Clip pour cellules HEK293 exprimant DRAPEAU / HA-taggés IGF2BP1 lors de l&#39;induction par la doxycycline. Nous allons utiliser un anticorps anti-FLAG pour immunoprécipitation. PAR-Clip fonctionnera avec n&#39;importe quel lignée cellulaire exprimant des niveaux détectables de l&#39;endogène, sans étiquette ARN protéine de liaison (RBP) d&#39;intérêts si un anticorps efficace pour immunoprécipitation est disponible. Cellules Expansion <ol><li> Développer FlpIn-HEK293/TO/FLAG/HA-IGF2BP1 cellules dans un milieu de croissance. Nous vous recommandons d&#39;utiliser entre 100 à 400 x 10 6 cellules (environ 10 à 40 cm 15 assiettes de culture cellulaire) comme point de départ. Cultivez-les à environ 80% de confluence. </li><li> 14 h avant réticulation ajouter un) 4-thiouridine à une concentration finale de 100 uM (1:1000 v / v d&#39;un M 1 4-thiouridine solution stock) directement au milieu de culture cellulaire et b) induire l&#39;expression de l&#39;indicateur / HA taggés IGF2BP1 par addition de 1 ug / ml de doxycycline (1:10.000 v / v de 10 mg / ml solution stock doxycycline). REMARQUE: au lieu de 4-thiouridine vous pouvez également utiliser 100 uM de 6-thioguanosine. </li></ol> Réticulation UV <ol><li> Laver les cellules une fois avec 10 ml PBS glacé par plaque et retirez PBS complètement. </li><li> Placez les plaques sur un plateau avec de la glace et irradier découverts à 0,15 J / cm 2 de 365 nm de lumière UV dans un Stratalinker 2400 (Stratagene) ou un appareil similaire. </li><li> Racler les cellules off avec une spatule en caoutchouc dans 1 ml de PBS par plaque, le transfert de 50 tubes de centrifugation ml et recueillir par centrifugation à 500 g pendant 5 min à 4 ° C et jeter le surnageant. 100 x 10 6 cellules HEK293 (10 15 cm plaques) donnera environ. 1 ml de cellule humide de granules. </li><li> (Optionnel) Sauf si vous voulez continuer directement avec la lyse cellulaire, choc geler les cellules dans l&#39;azote liquide et stocker granulés à -80 ° C. Les culots cellulaires peuvent être conservés pendant au moins 12 mois. </li></ol> Lyse cellulaire et RNaseT1 digérer <ol><li> Relevez culot cellulaire de cellules réticulées dans 3 volumes de tampon de lyse NP40 1x et incuber sur de la glace pendant 10 min. </li><li> Lysat à cellules claires par centrifugation à 13000 xg pendant 15 min à 4 ° C. </li><li> Effacer le lysat encore en le filtrant à travers un filtre à membrane de 0,2 um seringue (Acrodisc Pall ou équivalent). </li><li> Ajouter ribonucléase T1 (Fermentas, 10000 U / pl) à une concentration finale de 1 U / pl et incuber dans un bain-marie pendant 15 min à 22 ° C. Refroidir la réaction par la suite pour 5 min sur la glace avant de procéder. </li></ol> Immunoprécipitation et la récupération des fragments d&#39;ARN cibles réticulé Utiliser le séparateur magnétique Suivez ces directives tout au long de la préparation de l&#39;échantillon pour empêcher les billes magnétiques de se dessécher. <ol><li> Placer le tube contenant les billes sur le support magnétique pour 1 2 minutes. </li><li> Ajouter le tampon dans le tube alors que le tube est sur le séparateur magnétique. </li><li> Boucher le tube, le retirer du séparateur magnétique, et remettre en suspension les perles. Vous pouvez remettre en suspension les perles en feuilletant le tube avec votre doigt ou d&#39;utiliser un Vortexer fixé à 5 6. </li><li> Centrifuger brièvement pour ramasser toutes les billes qui peuvent rester dans le bouchon du tube. </li><li> Répétez les étapes 1 à 4 selon les besoins. </li></ol> Préparation des billes magnétiques <ol><li> Transférer 10 ul de particules magnétiques Dynabeads protéines G (Invitrogen) lysat par cellule ml (pour une expérience typique elle devrait être d&#39;env. 40 50 ul de billes) à un tube de 1,5 ml. Lavez perles deux fois avec 1 ml de tampon citrate-phosphate. </li><li> Remettre en suspension dans un volume double de tampon citrate-phosphate par rapport au volume initial de billes en suspension. </li><li> Ajouter 0,25 pg d&#39;anti-FLAG anticorps monoclonal M2 (Sigma) par ml de suspension et incuber sur une roue en rotation pendant 40 min à température ambiante. </li><li> Lavez perles deux fois dans 1 ml de tampon citrate-phosphate pour éliminer l&#39;anticorps non liés. </li><li> Remettre les billes dans le double du volume de tampon citrate-phosphate par rapport au volume initial de billes en suspension. </li></ol> Immunoprécipitation (IP), deuxième RNase T1 digestion, et la déphosphorylation <ol><li> Ajouter 20 ul d&#39;anticorps fraîchement préparés conjugués des billes magnétiques par ml de lysat partielle RNase T1 cellule traitée et incuber dans 15 ml tubes de centrifugation sur une roue en rotation pendant 1 h à 4 ° C. </li><li> Recueillir des billes magnétiques sur un collecteur de particules magnétiques de 15 et 50 tubes de centrifugation ml (Invitrogen) et le transfert des tubes de 1,5 ml de microcentrifugation. </li><li> Lavez perles 3 fois dans 1 ml de tampon de lavage IP. </li><li> Ajouter RNaseT1 (Fermentas, 10000 U / pl) à une concentration finale de 100 U / ul et incuber la suspension de billes dans un bain-marie pendant 15 min à 22 ° C. Refroidir la suite sur la glacependant 5 min. </li><li> Lavez 3 fois en perles de 1 ml de tampon de lavage haute-sel. </li><li> Perles Remettre en suspension dans 1 volume de tampon de déphosphorylation </li><li> Ajouter phosphatase intestinale de veau alcaline (CIAP, ONE) à une concentration finale de 0,5 U / pl, et incuber la suspension pendant 10 min à 37 ° C. </li><li> Lavez perles fois dans 1 ml de tampon de lavage phosphatase </li><li> Laver deux fois en perles kinase (PNK) tampons polynucléotide sans DTT (la concentration la TNT nécessaires à la réaction enzymatique est suffisamment élevée pour endommager les billes magnétiques). </li><li> Resuspendre perles perles en un seul volume initial de tampon PNK </li></ol> Le marquage des segments d&#39;ARN aux protéines réticulées immunoprécipité <ol><li> Pour la suspension de billes décrites ci-dessus, ajouter Υ-32 P-ATP à une concentration finale de 0,5 pCi / ul et T4 PNK (ONE) à 1 U / ul dans un volume de billes d&#39;origine. Incuber la suspension pendant 30 min à 37 ° C. </li><li> Ajouter ATP non radioactif pour obtenir une concentration finale de 100 uM et incuber pendant encore 5 min à 37 ° C. </li><li> Laver les billes magnétiques 5 fois avec 800 pl d&#39;PNK tampon sans TNT. </li><li> Resuspendre les perles dans 70 ul de tampon de chargement SDS-PAGE. </li></ol> SDS-PAGE et électroélution des réticulé ARN-protéine complexes à partir de tranches de gel <ol><li> Incuber la suspension radiomarqué pendant 5 min dans un bloc chauffant à 95 ° C pour dénaturer et la libération de la RBP immunoprécipités avec l&#39;ARN réticulé et vortex. </li><li> Retirez les billes magnétiques sur le séparateur et le transfert du surnageant dans un tube de centrifugeuse propre de 1,5 ml. </li><li> Charge 40 ul du surnageant par puits d&#39;une Novex Bis-Tris à 4-12% (Invitrogen) en gel de polyacrylamide préfabriqué et exécuter le gel pendant 55 min à 200 V. </li><li> Démonter la chambre de gel et de démanteler le gel, la laissant monté sur une plaque. Pour faciliter l&#39;alignement du gel à l&#39;impression sur papier phosphorimager, nous recommandons l&#39;implantation de trois minuscules morceaux de gel radioactifs asymétrique à trois des quatre coins du gel. Morceaux de gel radioactifs peuvent être recueillies à partir de gels qui ont été précédemment utilisé pour purifier radiomarqué oligonucléotides synthétiques. Envelopper le gel dans un film plastique (par exemple, Saran) pour éviter toute contamination. </li><li> Exposer le gel d&#39;un écran blanchi phosphorimager pendant 1 h et de visualiser sur un phosphorimager. </li><li> Aligner le gel sur le dessus de l&#39;impression phosphorimager utilisant les morceaux de gel implanté pour l&#39;orientation. Découpez les bandes qui correspondent à la taille attendue de la RBP (IGF2BP1, env. 75 kDa) et transférer dans un tube D-Tube dialyseur Midi et ajouter 800 ul 1x tampon SDS cours d&#39;exécution. </li><li> Electroelute réticulé ARN-RBP complexes en 1x SDS courir tampon à 100 V pendant 2 h. excisés du gel et électro dans un Midi D-Tube dialyseur (Novagen) dans 800 pi de tampon SDS fonctionne selon les instructions du fabricant. </li></ol> Protéinase K digestion <ol><li> Ajouter un volume égal de tampon 2x protéinase K par rapport à la electroeluate, suivie par l&#39;ajout de protéinase K (Roche) à une concentration finale de 1,2 mg / ml. Incuber pendant 30 min à 55 ° C. </li><li> Récupérer l&#39;ARN par acides phénol / chloroforme / IAA d&#39;extraction (25:24:1, pH 4,0), suivie par une extraction au chloroforme. Ajouter 1 l de glycogène (10 mg / ml stock) précipiter l&#39;ARN en ajoutant 3 volumes d&#39;éthanol. Dissoudre le culot dans l&#39;eau 10,5 pi. </li></ol> la préparation d&#39;ADNc et le séquençage de profondeur Réaliser l&#39;ARN récupérés par un protocole standard d&#39;ADNc préparation décrit à l&#39;origine pour le clonage de petits ARN régulateurs 19. La première étape, la ligature adaptateur 3 &#39;, a été réalisée comme décrit sur une échelle de 20 ul avec 10,5 ul de l&#39;ARN récupérés. Utilisez le séquençage Solexa adaptateur ensembles décrits. Selon la quantité d&#39;ARN récupérés, 5&#39;-adaptateur-3&#39;-adaptateur de produits sans inserts peuvent être détectées après amplification de l&#39;ADNc par PCR comme des bandes supplémentaires. Dans de tels cas, le produit d&#39;accise plus de PCR de taille attendue à partir d&#39;un NuSieve 3% à faible point de fusion gel d&#39;agarose, éluer le produit de PCR à partir des morceaux de gel en utilisant le kit GelElute (Qiagen) et la séquence en utilisant la technologie Solexa. Un séquençage Solexa courir offre habituellement entre 6 et 10 millions de séquences qui sont assez lit pour une couverture du transcriptome gamme de sites de liaison des protéines liant l&#39;ARN. Analyse bioinformatique Attention analyse bioinformatique de la séquence de lit doit être fait pour obtenir un aperçu significatif dans les sites pour la liaison à l&#39;ARN RBP examinés, tels que l&#39;élément de reconnaissance d&#39;ARN, les régions préférées liant le RBP a (exonique vs intronique, séquence codante vs non traduite séquence). La séquence lit doivent être alignés contre les bases de données du génome et de l&#39;Est. Nous utilisons habituellement lit Mapping unique dans le génome avec jusqu&#39;à un décalage, l&#39;insertion ou la suppression de construire des grappes de la séquence lit qui peuvent ensuite être analysés ultérieurement. La fréquence des mutations caractéristiques de la grappe séquencé lit, T pour les transitions C en utilisant 4-SU et G à A transitions en utilisant 6-SG, sont révélateurs de séquences avec succès réticulé. Dans notre expérience, les ARN non réticulé étiquetés avec 4-SU montrent un taux de mutation de fond d&#39;environ 20%. Ce taux est augmente à env. 50-80% sur la réticulation. Une description détaillée de l&#39;analyse bioinformatique peut être trouvée dans le matériel supplémentaire de la publication par Hafner et al. 18 Étapes facultatives Détermination du taux d&#39;incorporation de 4-thiouridine en ARN total Isoler l&#39;ARN total à partir de la lignée cellulaire exprimant de façon stable le RBP d&#39;intérêt après plus en milieu supplémenté avec 100 uM 4SU 16 h avant la récolte. Comme contrôle, la récolte des cellules cultivées sans ajout 4SU. Isoler l&#39;ARN total par addition de 3 volumes de réactif Trizol (Sigma) pour les culots lavés suivant les instructions du fabricant. était encore purifier l&#39;ARN total en utilisant Qiagen RNeasy selon le protocole du fabricant. Pour éviter l&#39;oxydation des 4SU pendant l&#39;isolement de l&#39;ARN et l&#39;analyse, ajouter 0,1 mM dithiothréitol (DTT) pour les tampons de lavage et ultérieures étapes enzymatiques. Digest et déphosphorylé ARN total à nucléosides unique pour l&#39;analyse HPLC comme décrit avant le 20. Brièvement, dans un volume de 30 ul, incuber 40 ug d&#39;ARN total ont été purifiées pendant 16 h à 37 ° C avec 0,4 U de phosphatase alcaline bactérienne (biochimique Worthington) et 0,09 venin de serpent U phosphodiestérase (Worthington Biochemical). En tant que norme de référence, utiliser un ARN de synthèse 4SU marqué, (nous en standard l&#39;utilisation CGUACGCGGAAUACUUCGA (4SU) U) et également l&#39;objet de compléter la digestion enzymatique. Séparez les mélanges résultant de ribonucléosides par HPLC sur une découverte Supelco C18 (phase greffée de particules de silice uM 5, 250 x 4,6 mm) colonne en phase inverse (Bellefonte PA, USA). Tampons HPLC sont 0,1 M dans l&#39;acétonitrile TEAA 3% (A) et 90% d&#39;acétonitrile dans de l&#39;eau (B). Utilisez un gradient isocratique: 0% de B pendant 15 min, 0 à 10% de B pendant 20 min, 10 à 100% de B pendant 30 min. Appliquer un B 5 min à 100% lavez appliquée entre les courses pour nettoyer la colonne HPLC. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/2034/2034fig1.jpg" alt="Figure 1" /> La figure 1 (droite) montre un résultat représentatif d&#39;une PAR-Clip réalisé avec des lignées cellulaires exprimant DRAPEAU / HA-taggés avec 4 IGF2BP1-SU et 6-SG. Notez que l&#39;efficacité de réticulation de la 6-SG pour IGF2BP1 est inférieur au rendement de réticulation pour 4-SU. L&#39;efficacité plus faible réticulation se traduira par un fond plus élevé des séquences dérivées de fragments d&#39;ARN cellulaires abondants et donc vous devriez considérer élargissement de l&#39;expérience lors de l&#39;utilisation moins efficace nucléosides photoréactif. Le panneau de gauche de la figure 1 montre une comparaison de l&#39;utilisation de différents analogues de l&#39;uridine photoréactif qui pourrait être potentiellement utilisé pour PAR-Clip rapport aux traditionnels UV 254 nm de réticulation. L&#39;intensité de la bande radioactive de la bonne longueur vous donne une bonne idée si l&#39;expérience PAR-Clip a travaillé et que vous avez isolé l&#39;ARN suffisantes pour mener à bien un petit protocole de séquençage de l&#39;ARN (étape par étape pour la préparation de la description banque d&#39;ADNc de petites séquençage des ARN peut être trouvée dans 19). La fréquence des mutations caractéristiques de la lecture séquencé, T pour les transitions C en utilisant 4-SU et G à A transitions en utilisant 6-SG, sont révélateurs de séquences avec succès réticulé. Dans notre expérience, les ARN non réticulé étiquetés avec 4-SU montrent un taux de mutation de fond d&#39;environ 20%. Ce taux est augmente à env. 50-80% sur la réticulation.

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	<li>Keene, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+regulons:+coordination+of+post-transcriptional+events.">RNA regulons: coordination of post-transcriptional events.</a> Nat. Rev. Genet. 8 (7), 533-533 (2007).</li><li>Tenenbaum, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+mRNA+subsets+in+messenger+ribonucleoprotein+complexes+by+using+cDNA+arrays.">Identifying mRNA subsets in messenger ribonucleoprotein complexes by using cDNA arrays.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 97 (26), 14085-14085 (2000).</li><li>Gerber, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+identification+of+mRNAs+associated+with+the+translational+regulator+PUMILIO+in+Drosophila+melanogaster.">Genome-wide identification of mRNAs associated with the translational regulator PUMILIO in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 103 (12), 4487-4487 (2006).</li><li>Lopez de Silanes, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+target+RNA+motif+for+RNA-binding+protein+HuR.">Identification of a target RNA motif for RNA-binding protein HuR.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 101 (9), 2987-2987 (2004).</li><li>Greenberg, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultraviolet+light-induced+crosslinking+of+mRNA+to+proteins.">Ultraviolet light-induced crosslinking of mRNA to proteins.</a> Nucl. Acids Res. 6 (2), 715-715 (1979).</li><li>Wagenmakers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cross-linking+of+mRNA+to+proteins+by+irradiation+of+intact+cells+with+ultraviolet+light.">Cross-linking of mRNA to proteins by irradiation of intact cells with ultraviolet light.</a> Eur. J. Biochem. 112 (2), 323-323 (1980).</li><li>Mayrand, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+nuclear+ribonucleoprotein:+identification+of+proteins+in+contact+with+poly(A)++heterogeneous+nuclear+RNA+in+living+HeLa+cells.">Structure of nuclear ribonucleoprotein: identification of proteins in contact with poly(A)+ heterogeneous nuclear RNA in living HeLa cells.</a> The Journal of Cell Biology. 90 (2), 380-380 (1981).</li><li>Dreyfuss, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+heterogeneous+nuclear+RNA-protein+complexes+in+vivo+with+monoclonal+antibodies.">Characterization of heterogeneous nuclear RNA-protein complexes in vivo with monoclonal antibodies.</a> Mol. Cell. Biol. 4 (6), 1104-11 (1984).</li><li>Adam, S. A., Dreyfuss, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenovirus+proteins+associated+with+mRNA+and+hnRNA+in+infected+HeLa+cells.">Adenovirus proteins associated with mRNA and hnRNA in infected HeLa cells.</a> J. Virol. 61 (10), 3276-3276 (1987).</li><li>Ule, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLIP+identifies+Nova-regulated+RNA+networks+in+the+brain.">CLIP identifies Nova-regulated RNA networks in the brain.</a> Science. 302 (5648), 1212-1212 (2003).</li><li>Licatalosi, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HITS-CLIP+yields+genome-wide+insights+into+brain+alternative+RNA+processing.">HITS-CLIP yields genome-wide insights into brain alternative RNA processing.</a> Nature. 456 (7221), 464-464 (2008).</li><li>Yeo, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+RNA+code+for+the+FOX2+splicing+regulator+revealed+by+mapping+RNA-protein+interactions+in+stem+cells.">An RNA code for the FOX2 splicing regulator revealed by mapping RNA-protein interactions in stem cells.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. 16 (2), 130-130 (2009).</li><li>Sanford, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Splicing+factor+SFRS1+recognizes+a+functionally+diverse+landscape+of+RNA+transcripts.">Splicing factor SFRS1 recognizes a functionally diverse landscape of RNA transcripts.</a> Genome Res. 19 (3), 381-381 (2009).</li><li>Granneman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+protein+binding+sites+on+U3+snoRNA+and+pre-rRNA+by+UV+cross-linking+and+high-throughput+analysis+of+cDNAs.">Identification of protein binding sites on U3 snoRNA and pre-rRNA by UV cross-linking and high-throughput analysis of cDNAs.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. , (2009).</li><li>Guil, S., Caceres, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multifunctional+RNA-binding+protein+hnRNP+A1+is+required+for+processing+of+miR-18a.">The multifunctional RNA-binding protein hnRNP A1 is required for processing of miR-18a.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. 14 (7), 591-591 (2007).</li><li>Chi, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Argonaute+HITS-CLIP+decodes+microRNA-mRNA+interaction+maps.">Argonaute HITS-CLIP decodes microRNA-mRNA interaction maps.</a> Nature. 460 (7254), 479-479 (2009).</li><li>Zisoulis, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+discovery+of+endogenous+Argonaute+binding+sites+in+Caenorhabditis+elegans.">Comprehensive discovery of endogenous Argonaute binding sites in Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. , (2010).</li><li>Hafner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptome-wide+identification+of+RNA-binding+protein+and+microRNA+target+sites+by+PAR-CLIP.">Transcriptome-wide identification of RNA-binding protein and microRNA target sites by PAR-CLIP.</a> Cell. , (2010).</li><li>Hafner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+microRNAs+and+other+small+regulatory+RNAs+using+cDNA+library+sequencing.">Identification of microRNAs and other small regulatory RNAs using cDNA library sequencing.</a> Methods. 44 (1), 3-3 (2008).</li><li>Andrus, A., Kuimelis, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Base+composition+analysis+of+nucleosides+using+HPLC.">Base composition analysis of nucleosides using HPLC.</a> Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry. Chapter 10 (Unit 10.6), (2001).</li></ol>

TT est un conseiller cofondateur et scientifique à Alnylam Pharmaceuticals et un conseiller de Regulus Therapeutics.

Tampons et réactifs La croissance moyenne des cellules HEK293 <ul><li> DMEM </li><li> 10% de FBS </li><li> 2 mM de L-Glutamine </li><li> 100 U / ml de pénicilline </li><li> 100 U / ml de streptomycine </li><li> 100 pg / ml d&#39;hygromycine </li><li> 15 pg / ml blasticidine </li></ul> Solution stock 4-thiouridine (1 M) <ul><li> 260,27 mg de 4-thiouridine </li><li> 1 ml de DMSO </li></ul> Doxycycline stock (10 mg / ml) <ul><li> 10 mg doxycycline </li><li> 1 ml de DMSO </li></ul> 1x tampon de lyse NP40 Préparer un stock de tampon 5x sans DTT et les inhibiteurs de protéase. Ajouter la TNT et inhibiteur de la protéase directement avant l&#39;expérience. <ul><li> HEPES 50 mM, pH 7,5 </li><li> 150 mM de KCl </li><li> 2 mM d&#39;EDTA </li><li> 1 mM NaF </li><li> 0,5% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM de DTT </li><li> complète l&#39;EDTA-libres cocktail inhibiteur de protéase (Roche) </li></ul> Tampon citrate-phosphate <ul><li> 4,7 g / l d&#39;acide citrique </li><li> 9,2 g / l de Na 2 HPO 4 </li><li> pH 5,0 </li></ul> IP-tampon de lavage <ul><li> 50 mM HEPES-KOH, pH 7,5 </li><li> 300 mM de KCl </li><li> 0,05% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM de DTT (ajouter directement avant l&#39;expérience) </li><li> complète l&#39;EDTA-libres cocktail inhibiteur de protéase (Roche) (ajouter directement avant l&#39;expérience) </li></ul> Tampon de lavage haute-sel <ul><li> 50 mM HEPES-KOH, pH 7,5 </li><li> 500 mM de KCl </li><li> 0,05% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM de DTT (ajouter directement avant l&#39;expérience) </li><li> complète l&#39;EDTA-libres cocktail inhibiteur de protéase (Roche) (ajouter directement avant l&#39;expérience) </li></ul> La déphosphorylation de tampon <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,9 </li><li> 100 mM de NaCl </li><li> MgCl2 10 mM </li><li> DTT 1 mM </li></ul> Tampon de lavage Phosphatase <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 20 mM d&#39;EGTA </li><li> 0,5% (v / v) NP40 </li></ul> Polynucléotide kinase (PNK) tampon sans TNT <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> NaCl 50 mM </li><li> MgCl2 10 mM </li></ul> PNK tampon <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> NaCl 50 mM </li><li> MgCl2 10 mM </li><li> DTT 5 mM </li></ul> Tampon SDS Chargement de la page <ul><li> Glycérol à 10% (v / v) </li><li> 50 mM Tris-HCl, pH 6,8 </li><li> 2 mM d&#39;EDTA </li><li> 2% (p / v) SDS </li><li> 100 mM de DTT </li><li> 0,1% de bleu de bromophénol </li></ul> 2x protéinase K tampons <ul><li> 100 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 150 mM de NaCl </li><li> 12,5 mM EDTA </li><li> 2% (p / v) SDS </li></ul>

par-clip - a method to identify transcriptome-wide the binding sites of rna binding proteins

Transcrits d&#39;ARN sont soumis à la régulation des gènes post-transcriptionnel en interagissant avec des centaines de protéines liant l&#39;ARN (pratiques commerciales restrictives) et microARN complexes contenant ribonucléoprotéine (miRNPs) qui sont souvent exprimés dans une cellule de type dépendante. Pour comprendre comment l&#39;interaction de ces facteurs liant l&#39;ARN affecte la régulation de la transcription individuels, des cartes à haute résolution in vivo des protéines-ARN interactions sont nécessaires 1. Une combinaison de facteurs génétiques, des approches biochimiques et informatiques sont généralement appliqués pour identifier l&#39;ARN-RBP ou de l&#39;ARN-RNP interactions. Profilage biopuces de l&#39;ARN associés aux pratiques commerciales restrictives immunopurifié (RIP-Chip) 2 définit les objectifs à un niveau du transcriptome, mais son application est limitée à la caractérisation des interactions cinétiquement stable et seulement dans de rares cas 3,4 permet d&#39;identifier l&#39;élément de reconnaissance RBP (RRE ) dans l&#39;ARN cible de long. Plus directe informations sur le site RBP cible est obtenu en combinant dans réticulation UV vivo 5,6 avec l&#39;immunoprécipitation 7-9 suivie de l&#39;isolement de segments d&#39;ARN réticulé et séquençage d&#39;ADNc (CLIP) 10. CLIP a été utilisé pour identifier les cibles d&#39;un certain nombre de pratiques commerciales restrictives 11-17. Toutefois, CLIP est limitée par la faible efficacité des UV à 254 nm ARN-protéine de réticulation, et l&#39;emplacement de la réticulation n&#39;est pas facilement identifiable au sein de l&#39;fragments séquencés réticulés, ce qui rend difficile de séparer les UV réticulé cibler des segments d&#39;ARN à partir de fond non réticulé fragments d&#39;ARN également présent dans l&#39;échantillon. Nous avons développé une approche puissante de réticulation basé sur des cellules de déterminer à haute résolution et du transcriptome à l&#39;échelle des sites de liaison des pratiques commerciales restrictives cellulaire et miRNPs que nous appelons PAR-Clip (photoactivables-ribonucléoside-Enhanced réticulation et immunoprécipitation) (voir Fig. 1A pour un aperçu de la méthode). La méthode repose sur l&#39;incorporation d&#39;analogues ribonucléoside photoréactif, tels que le 4-thiouridine (4-SU) et 6-thioguanosine (6-SG) dans transcrits d&#39;ARN naissantes par des cellules vivantes. L&#39;irradiation des cellules par la lumière UV de 365 nm induit réticulation efficace de photoréactif nucléoside marqué ARN cellulaires aux pratiques commerciales restrictives qui interagissent. Immunoprécipitation de la RBP de l&#39;intérêt est suivie de l&#39;isolement de l&#39;ARN réticulé et coimmunoprecipitated. L&#39;ARN isolé est transformée en une banque d&#39;ADNc et profonde séquencé en utilisant la technologie Solexa. Un trait caractéristique de banques d&#39;ADNc préparées par RAP-Clip est que la position précise de réticulation peuvent être identifiés par des mutations qui résident dans l&#39;ADNc séquencés. Lorsque vous utilisez 4-SU, séquences réticulés thymidine à la transition cytidine, tandis que l&#39;aide de 6-SG résultats dans la guanosine à l&#39;adénosine mutations. La présence des mutations dans les séquences réticulé permet de les séparer du fond de séquences dérivées d&#39;ARN cellulaires abondants. Application de la méthode à un certain nombre de protéines liant l&#39;ARN diversifié a été signalé dans Hafner et al. 18

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PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins

Transcrits d&#39;ARN sont soumis à régulation post-transcriptionnelle vaste qui est médiée par une multitude d&#39;action trans protéines liant l&#39;ARN (pratiques commerciales restrictives). Nous présentons ici une méthode généralisable pour identifier précisément et à l&#39;échelle du transcriptome à l&#39;échelle des sites liaison à l&#39;ARN de pratiques commerciales restrictives.

PAR-Clip - Une méthode pour identifier transcriptome à l&#39;échelle des sites de liaison des protéines liant l&#39;ARN

RNA transcripts are subjected to post-transcriptional gene regulation by interacting with hundreds of RNA-binding proteins (RBPs) and microRNA-containing ...

par-clip-method-to-identify-transcriptome-wide-binding-sites-rna

Research

JoVE Journal

Biology

53.2K vues.  Rockefeller University. Transcrits d'ARN sont soumis à régulation post-transcriptionnelle vaste qui est médiée par une multitude d'action trans protéines liant l'ARN (pratiques commerciales restrictives). Nous présentons ici une méthode généralisable pour identifier précisément et à l'échelle du transcriptome à l'échelle des sites liaison à l'ARN de pratiques commerciales restrictives.

Vidéo: PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins

Actin Co-Sedimentation Assay; for the Analysis of Protein Binding to F-Actin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates tension and helps maintains cellular shape.  Although the actin cytoskeleton is a rigid structure, it is a dynamic structure that is constantly remodeling.  A number of proteins can bind to the actin cytoskeleton.  The binding of a particular protein to F-actin is often desired to support cell biological observations or to further understand dynamic processes due to remodeling of the actin cytoskeleton. The actin co-sedimentation assay is an in vitro assay routinely used to analyze the binding of specific proteins or protein domains with F-actin.  The basic principles of the assay involve an incubation of the protein of interest (full length or domain of) with F-actin, ultracentrifugation step to pellet F-actin and analysis of the protein co-sedimenting with F-actin.  Actin co-sedimentation assays can be designed accordingly to measure actin binding affinities and in competition assays.

Proteins bind to filamentous actin (F-actin) through distinct actin binding modules. In this video we demonstrate the procedure of actin co-sedimentation, which is an in vitro assay routinely used to analyze proteins or specific domains that bind F-actin.

Co-actine sédimentation Assay; pour l&#39;analyse des Binding Protein à F-actine

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates ...

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Biologie

Proteomics to Identify Proteins Interacting with P2X2 Ligand-Gated Cation Channels

Ligand-gated ion channels underlie synaptic communication in the nervous system1. In mammals there are three families of ligand-gated channels: the cys loop, the glutamate-gated and the P2X receptor channels2. In each case binding of transmitter leads to the opening of a pore through which ions flow down their electrochemical gradients. Many ligand-gated channels are also permeable to calcium ions3, 4, which have downstream signaling roles5 (e.g. gene regulation) that may exceed the duration of channel opening. Thus ligand-gated channels can signal over broad time scales ranging from a few milliseconds to days. Given these important roles it is necessary to understand how ligand-gated ion channels themselves are regulated by proteins, and how these proteins may tune signaling. Recent studies suggest that many, if not all, channels may be part of protein signaling complexes6. In this article we explain how to identify the proteins that bind to the C-terminal aspects of the P2X2 receptor cytosolic domain.
P2X receptors are ATP-gated cation channels and consist of seven subunits (P2X1-P2X7). P2X receptors are widely expressed in the brain, where they mediate excitatory synaptic transmission and presynaptic facilitation of neurotransmitter release7. P2X receptors are found in excitable and non-excitable cells and mediate key roles in neuronal signaling, inflammation and cardiovascular function8. P2X2 receptors are abundant in the nervous system9 and are the focus of this study. Each P2X subunit is thought to possess two membrane spanning segments (TM1 &amp; TM2) separated by an extracellular region7 and intracellular N and C termini (Fig 1a)7. P2X subunits10 (P2X1-P2X7) show 30-50% sequence homology at the amino acid level11. P2X receptors contain only three subunits, which is the simplest stoichiometry among ionotropic receptors. The P2X2 C-terminus consists of 120 amino acids (Fig 1b) and contains several protein docking consensus sites, supporting the hypothesis that P2X2 receptor may be part of signaling complexes. However, although several functions have been attributed to the C-terminus of P2X2 receptors9 no study has described the molecular partners that couple to the intracellular side of this protein via the full length C-terminus. In this methods paper we describe a proteomic approach to identify the proteins which interact with the full length C-terminus of P2X2 receptors.

We describe a simple protocol to identify brain proteins that bind to the full length C terminus of ATP-gated P2X2 receptors. The extension and systematic application of this approach to all P2X receptors is expected to lead to a better understanding of P2X receptor signaling.

Protéomique pour identifier les protéines interagissant avec P2X2 canaux cationiques ligand-dépendants

Ligand-gated ion channels underlie synaptic communication in the nervous system1. In mammals there are three families of ligand-gated channels: the cys ...

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity chromatography 1 or Activity Based Protein Profiling 2. Trifunctional Capture Compounds (CCs, Figure 1A) 3 are the basis for a generic approach, in which the initial equilibrium-driven interaction between a small molecule probe (the selectivity function, here S-adenosyl-L-homocysteine, SAH, Figure 1A) and target proteins is irreversibly fixed upon photo-crosslinking between an independent photo-activable reactivity function (here a phenylazide) of the CC and the surface of the target proteins. The sorting function (here biotin) serves to isolate the CC - protein conjugates from complex biological mixtures with the help of a solid phase (here streptavidin magnetic beads). Two configurations of the experiments are possible: "off-bead" 4 or the presently described "on-bead" configuration (Figure 1B). The selectivity function may be virtually any small molecule of interest (substrates, inhibitors, drug molecules).
S-Adenosyl-L-methionine (SAM, Figure 1A) is probably, second to ATP, the most widely used cofactor in nature 5, 6. It is used as the major methyl group donor in all living organisms with the chemical reaction being catalyzed by SAM-dependent methyltransferases (MTases), which methylate DNA 7, RNA 8, proteins 9, or small molecules 10. Given the crucial role of methylation reactions in diverse physiological scenarios (gene regulation, epigenetics, metabolism), the profiling of MTases can be expected to become of similar importance in functional proteomics as the profiling of kinases. Analytical tools for their profiling, however, have not been available. We recently introduced a CC with SAH as selectivity group to fill this technological gap (Figure 1A).
SAH, the product of SAM after methyl transfer, is a known general MTase product inhibitor 11. For this reason and because the natural cofactor SAM is used by further enzymes transferring other parts of the cofactor or initiating radical reactions as well as because of its chemical instability 12, SAH is an ideal selectivity function for a CC to target MTases. Here, we report the utility of the SAH-CC and CCMS by profiling MTases and other SAH-binding proteins from the strain DH5&alpha; of Escherichia coli (E. coli), one of the best-characterized prokaryotes, which has served as the preferred model organism in countless biochemical, biological, and biotechnological studies. Photo-activated crosslinking enhances yield and sensitivity of the experiment, and the specificity can be readily tested for in competition experiments using an excess of free SAH.

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry CCMS

Capture Compounds are trifunctional small molecules to reduce the complexity of the proteome by functional reversible small molecule-protein interaction followed by photo-crosslinking and purification. Here we use a Capture Compound with S-adenosyl-L-homocysteine-binding as selectivity function to isolate methyltransferases from an Escherichia coli whole cell lysate and identify them by MS.

Profilage de la méthyltransférase et autres S-Adénosyl- L-Homocystéine protéines liant par spectrométrie de masse de captation composé (CDSM)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity ...

Collecting Variable-concentration Isothermal Titration Calorimetry Datasets in Order to Determine Binding Mechanisms

Isothermal titration calorimetry (ITC) is commonly used to determine the thermodynamic parameters associated with the binding of a ligand to a host macromolecule. ITC has some advantages over common spectroscopic approaches for studying host/ligand interactions. For example, the heat released or absorbed when the two components interact is directly measured and does not require any exogenous reporters. Thus the binding enthalpy and the association constant (Ka) are directly obtained from ITC data, and can be used to compute the entropic contribution. Moreover, the shape of the isotherm is dependent on the c-value and the mechanistic model involved. The c-value is defined as c = n[P]tKa, where [P]t is the protein concentration, and n is the number of ligand binding sites within the host. In many cases, multiple binding sites for a given ligand are non-equivalent and ITC allows the characterization of the thermodynamic binding parameters for each individual binding site. This however requires that the correct binding model be used. This choice can be problematic if different models can fit the same experimental data. We have previously shown that this problem can be circumvented by performing experiments at several c-values. The multiple isotherms obtained at different c-values are fit simultaneously to separate models. The correct model is next identified based on the goodness of fit across the entire variable-c dataset. This process is applied here to the aminoglycoside resistance-causing enzyme aminoglycoside N-6'-acetyltransferase-Ii (AAC(6')-Ii). Although our methodology is applicable to any system, the necessity of this strategy is better demonstrated with a macromolecule-ligand system showing allostery or cooperativity, and when different binding models provide essentially identical fits to the same data. To our knowledge, there are no such systems commercially available. AAC(6')-Ii, is a homo-dimer containing two active sites, showing cooperativity between the two subunits. However ITC data obtained at a single c-value can be fit equally well to at least two different models a two-sets-of-sites independent model and a two-site sequential (cooperative) model. Through varying the c-value as explained above, it was established that the correct binding model for AAC(6')-Ii is a two-site sequential binding model. Herein, we describe the steps that must be taken when performing ITC experiments in order to obtain datasets suitable for variable-c analyses.

ITC is a powerful tool for studying the binding of a ligand to its host. In complex systems however, several models may fit the data equally well. The method described here provides a means to elucidate the appropriate binding model for complex systems and extract the corresponding thermodynamic parameters.

Collecte variable de concentration isotherme ensembles de données de titrage calorimétrique afin de déterminer des mécanismes de liaison

Isothermal titration calorimetry (ITC) is commonly used to determine the thermodynamic parameters associated with the binding of a ligand to a host ...

iCLIP - Transcriptome-wide Mapping of Protein-RNA Interactions with Individual Nucleotide Resolution

The unique composition and spatial arrangement of RNA-binding proteins (RBPs) on a transcript guide the diverse aspects of post-transcriptional regulation1. Therefore, an essential step towards understanding transcript regulation at the molecular level is to gain positional information on the binding sites of RBPs2.
Protein-RNA interactions can be studied using biochemical methods, but these approaches do not address RNA binding in its native cellular context. Initial attempts to study protein-RNA complexes in their cellular environment employed affinity purification or immunoprecipitation combined with differential display or microarray analysis (RIP-CHIP)3-5. These approaches were prone to identifying indirect or non-physiological interactions6. In order to increase the specificity and positional resolution, a strategy referred to as CLIP (UV cross-linking and immunoprecipitation) was introduced7,8. CLIP combines UV cross-linking of proteins and RNA molecules with rigorous purification schemes including denaturing polyacrylamide gel electrophoresis. In combination with high-throughput sequencing technologies, CLIP has proven as a powerful tool to study protein-RNA interactions on a genome-wide scale (referred to as HITS-CLIP or CLIP-seq)9,10. Recently, PAR-CLIP was introduced that uses photoreactive ribonucleoside analogs for cross-linking11,12.
Despite the high specificity of the obtained data, CLIP experiments often generate cDNA libraries of limited sequence complexity. This is partly due to the restricted amount of co-purified RNA and the two inefficient RNA ligation reactions required for library preparation. In addition, primer extension assays indicated that many cDNAs truncate prematurely at the crosslinked nucleotide13. Such truncated cDNAs are lost during the standard CLIP library preparation protocol. We recently developed iCLIP (individual-nucleotide resolution CLIP), which captures the truncated cDNAs by replacing one of the inefficient intermolecular RNA ligation steps with a more efficient intramolecular cDNA circularization (Figure 1)14. Importantly, sequencing the truncated cDNAs provides insights into the position of the cross-link site at nucleotide resolution. We successfully applied iCLIP to study hnRNP C particle organization on a genome-wide scale and assess its role in splicing regulation14.

The spatial arrangement of RNA-binding proteins on a transcript is a key determinant of post-transcriptional regulation. Therefore, we developed individual-nucleotide resolution UV crosslinking and immunoprecipitation (iCLIP) that allows precise genome-wide mapping of the binding sites of an RNA-binding protein.

iClip - transcriptome à l&#39;échelle de cartographie des protéines-ARN Interactions avec résolution nucléotides individuels

The unique composition and spatial arrangement of RNA-binding proteins (RBPs) on a transcript guide the diverse aspects of post-transcriptional ...

Pull-down of Calmodulin-binding Proteins

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the calcium-binding protein known as calmodulin (CaM)1,2. CaM is involved at multiple levels in almost all cellular processes, including apoptosis, metabolism, smooth muscle contraction, synaptic plasticity, nerve growth, inflammation and the immune response. A number of proteins help regulate these pathways through their interaction with CaM. Many of these interactions depend on the conformation of CaM, which is distinctly different when bound to Ca2+ (Ca2+-CaM) as opposed to its Ca2+-free state (ApoCaM)3.
While most target proteins bind Ca2+-CaM, certain proteins only bind to ApoCaM. Some bind CaM through their IQ-domain, including neuromodulin4, neurogranin (Ng)5, and certain myosins6. These proteins have been shown to play important roles in presynaptic function7, postsynaptic function8, and muscle contraction9, respectively. Their ability to bind and release CaM in the absence or presence of Ca2+ is pivotal in their function. In contrast, many proteins only bind Ca2+-CaM and require this binding for their activation. Examples include myosin light chain kinase10, Ca2+/CaM-dependent kinases (CaMKs)11 and phosphatases (e.g. calcineurin)12, and spectrin kinase13, which have a variety of direct and downstream effects14.
The effects of these proteins on cellular function are often dependent on their ability to bind to CaM in a Ca2+-dependent manner. For example, we tested the relevance of Ng-CaM binding in synaptic function and how different mutations affect this binding. We generated a GFP-tagged Ng construct with specific mutations in the IQ-domain that would change the ability of Ng to bind CaM in a Ca2+-dependent manner. The study of these different mutations gave us great insight into important processes involved in synaptic function8,15. However, in such studies, it is essential to demonstrate that the mutated proteins have the expected altered binding to CaM.
Here, we present a method for testing the ability of proteins to bind to CaM in the presence or absence of Ca2+, using CaMKII and Ng as examples. This method is a form of affinity chromatography referred to as a CaM pull-down assay. It uses CaM-Sepharose beads to test proteins that bind to CaM and the influence of Ca2+ on this binding. It is considerably more time efficient and requires less protein relative to column chromatography and other assays. Altogether, this provides a valuable tool to explore Ca2+/CaM signaling and proteins that interact with CaM.

Calmodulin (CaM) pull-down assay is an effective way to investigate the interaction of CaM with various proteins. This method uses CaM-sepharose beads for efficient and specific analysis of CaM-binding proteins. This provides an important tool to explore CaM signaling in cellular function.

Pull-down des protéines se liant à la calmoduline

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the ...

Modified Yeast-Two-Hybrid System to Identify Proteins Interacting with the Growth Factor Progranulin

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role in a variety of physiologic and disease processes, including early embryogenesis, wound healing 1, inflammation 2, 3, and host defense 4. PGRN also functions as a neurotrophic factor 5, and mutations in the PGRN gene resulting in partial loss of the PGRN protein cause frontotemporal dementia 6, 7. Our recent studies have led to the isolation of PGRN as an important regulator of cartilage development and degradation 8-11. Although PGRN, discovered nearly two decades ago, plays crucial roles in multiple physiological and pathological conditions, efforts to exploit the actions of PGRN and understand the mechanisms involved have been significantly hampered by our inability to identify its binding receptor(s). To address this issue, we developed a modified yeast two-hybrid (MY2H) approach based on the most commonly used GAL4 based 2-hybrid system. Compared with the conventional yeast two-hybrid screen, MY2H dramatically shortens the screen process and reduces the number of false positive clones. In addition, this approach is reproducible and reliable, and we have successfully employed this system in isolating the binding proteins of various baits, including ion channel 12, extracellular matrix protein 10, 13, and growth factor14. In this paper, we describe this MY2H experimental procedure in detail using PGRN as an example that led to the identification of TNFR2 as the first known PGRN-associated receptor 14, 15.

We have modified the conventional yeast two-hybrid screening, an effective genetic tool in identifying protein interaction. This modification markedly shortens the process, reduces the workload, and most importantly, reduces the number of false positives. In addition, this approach is reproducible and reliable.

Mise à jour de levure-système à deux hybrides pour identifier les protéines qui interagissent avec le facteur de croissance progranuline

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role ...

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the messagefor review see 1. However, it's now widely accepted that synonymous codon usage is the primary cause of non-uniform translational elongation rates1. Synonymous codons are not used with identical frequency. A bias exists in the use of synonymous codons with some codons used more frequently than others2. Codon bias is organism as well as tissue specific2,3. Moreover, frequency of codon usage is directly proportional to the concentrations of cognate tRNAs4. Thus, a frequently used codon will have higher multitude of corresponding tRNAs, which further implies that a frequent codon will be translated faster than an infrequent one. Thus, regions on mRNA enriched in rare codons (potential pause sites) will as a rule slow down ribosome movement on the message and cause accumulation of nascent peptides of the respective sizes5-8. These pause sites can have functional impact on the protein expression, mRNA stability and protein foldingfor review see 9. Indeed, it was shown that alleviation of such pause sites can alter ribosome movement on mRNA and subsequently may affect the efficiency of co-translational (in vivo) protein folding1,7,10,11. To understand the process of protein folding in vivo, in the cell, that is ultimately coupled to the process of protein synthesis it is essential to gain comprehensive insights into the impact of codon usage/tRNA content on the movement of ribosomes along mRNA during translational elongation.
Here we describe a simple technique that can be used to locate major translation pause sites for a given mRNA translated in various cell-free systems6-8. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA. The rationale is that at low-frequency codons, the increase in the residence time of the ribosomes results in increased amounts of nascent peptides of the corresponding sizes. In vitro transcribed mRNA is used for in vitro translational reactions in the presence of radioactively labeled amino acids to allow the detection of the nascent chains. In order to isolate ribosome bound nascent polypeptide complexes the translation reaction is layered on top of 30% glycerol solution followed by centrifugation. Nascent polypeptides in polysomal pellet are further treated with ribonuclease A and resolved by SDS PAGE. This technique can be potentially used for any protein and allows analysis of ribosome movement along mRNA and the detection of the major pause sites. Additionally, this protocol can be adapted to study factors and conditions that can alter ribosome movement and thus potentially can also alter the function/conformation of the protein.

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

A technique to identify translational pause sites on mRNA is described. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA, followed by the size analysis of the nascent chains using a denaturing gel electrophoresis.

Isolement du ribosome Bound polypeptides naissants<em&gt; In vitro</em&gt; Pour identifier les sites de pause de translation le long d&#39;ARNm

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the ...

Protein Purification-free Method of Binding Affinity Determination by Microscale Thermophoresis

Quantitative characterization of protein interactions is essential in practically any field of life sciences, particularly drug discovery. Most of currently available methods of KD determination require access to purified protein of interest, generation of which can be time-consuming and expensive. We have developed a protocol that allows for determination of binding affinity by microscale thermophoresis (MST) without purification of the target protein from cell lysates. The method involves overexpression of the GFP-fused protein and cell lysis in non-denaturing conditions. Application of the method to STAT3-GFP transiently expressed in HEK293 cells allowed to determine for the first time the affinity of the well-studied transcription factor to oligonucleotides with different sequences. The protocol is straightforward and can have a variety of application for studying interactions of proteins with small molecules, peptides, DNA, RNA, and proteins.

Microscale thermophoresis (MST) can be widely used for determination of binding affinity without purification of the target protein from cell lysates. The protocol involves overexpression of the GFP-fused protein, cell lysis in non-denaturing conditions, and detection of MST signal in the presence of varying concentrations of the ligand.

Protein Purification méthode sans la détermination de l&#39;affinité de liaison par thermophorèse Microscale

Quantitative characterization of protein  interactions is essential in practically any field of life sciences,  particularly drug discovery. Most of ...

A Sensitive and Specific Quantitation Method for Determination of Serum Cardiac Myosin Binding Protein-C by Electrochemiluminescence Immunoassay

Biomarkers are becoming increasingly more important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing myocardial infarction (MI) is largely driven by detecting cardiac-specific proteins in patients' serum or plasma as an indicator of myocardial injury. Having recently shown that cardiac myosin binding protein-C (cMyBP-C) is detectable in the serum after MI, we have proposed it as a potential biomarker for MI. Biomarkers are typically detected by traditional sandwich enzyme-linked immunosorbent assays. However, this technique requires a large sample volume, has a small dynamic range, and can measure only one protein at a time.	
Here we show a multiplex immunoassay in which three cardiac proteins can be measured simultaneously with high sensitivity. Measuring cMyBP-C in uniplex or together with creatine kinase MB and cardiac troponin I showed comparable sensitivity. This technique uses the Meso Scale Discovery (MSD) method of multiplexing in a 96-well plate combined with electrochemiluminescence for detection. While only small sample volumes are required, high sensitivity and a large dynamic range are achieved. Using this technique, we measured cMyBP-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I levels in serum samples from 16 subjects with MI and compared the results with 16 control subjects. We were able to detect all three markers in these samples and found all three biomarkers to be increased after MI. This technique is, therefore, suitable for the sensitive detection of cardiac biomarkers in serum samples.

Measuring biomarkers in complex biological samples is increasingly guiding clinical decision-making. We describe a highly sensitive method to simultaneously measure cardiac myosin binding protein-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I in serum samples from subjects with myocardial infarction and healthy control subjects.

Une méthode de quantification sensible et spécifique pour la détermination de sérum myosine cardiaque Binding Protein-C par immuno-Electrochemiluminescence

Biomarkers are becoming increasingly more  important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing  myocardial infarction (MI) is ...