Nous tenons à remercier les membres du laboratoire Mari et le laboratoire Godenschwege, en particulier Aline Yonezawa, pour les commentaires et l&#39;aide à ce protocole. Ce travail a été financé par l&#39;Institut national des troubles neurologiques et des maladies de subvention à la bande FM R21NS06637 et TAG; AB a été financé par le nombre National Science prix de la Fondation 082925, URM: biologie intégrative pour les futurs chercheurs.

1. Électrophysiologie Rig Set-up <ol><li> L&#39;équipement requis pour la plate-forme d&#39;électrophysiologie set-up est décrite en détail par Augustin et al. dans le présent Journal 14. S&#39;il vous plaît se référer à cet article pour une explication détaillée des appareils électrophysiologiques nécessaires. </li><li> Modifier la plate-forme décrit précédemment électrophysiologie set-up 14 par l&#39;ajout d&#39;un micromanipulateur sixième, qui détient le nanoinjector. Pour un accès facile à la tête de l&#39;animal, il doit être placé entre les deux micromanipulateurs électrode de stimulation comme le montre la figure 2. </li><li> Avant de commencer l&#39;expérience, veiller à ce que vous avez une gamme à l&#39;aise sur tous les axes de rotation avec tous les micromanipulateurs, et que toutes les électrodes ainsi que la micropipette d&#39;injection (voir étape 2) peut atteindre l&#39;animal. </li></ol> 2. Nanoinjection Set-up <ol><li> Le nanoinjection set-up nécessite une Nanoliter2000 (World Precisisur les instruments, Sarasota, Floride, Etats-Unis) ou de type similaire de l&#39;injecteur qui permet des injections contrôlées en quantités nanolitre. </li><li> Préparer aiguille d&#39;injection en utilisant les micropipettes de verre sont fournies avec l&#39;injecteur en les tirant à une résistance de 80-100 MQ avec une électrode de traction. </li><li> Pour les injections lisses, il est nécessaire de biseauter les micropipettes à une ouverture de 11 à 17 um à un angle de 45 degrés (figure 3). </li><li> Lentement remblayer la micropipette d&#39;injection avec de l&#39;huile synthétique à l&#39;aide d&#39;une seringue Hamilton selon les instructions du manuel Nanoliter2000, veiller à ce que les bulles d&#39;air sont présents. </li><li> Fixez soigneusement la micropipette sur la nanoinjector et se préparent à charger le composé en vidant l&#39;excédent d&#39;huile selon les instructions du manuel Nanoliter2000. </li><li> Placez l&#39;injecteur sur le micromanipulateur et charger le composé selon les instructions dans le manuel Nanoliter2000. Assurez-vous que la pointe de la micropipette ne se brise pas au cours de cetteProcédure. </li><li> Réglez la quantité désirée de nanolitres être injectés dans la boîte de commande de l&#39;injecteur selon les instructions du manuel Nanoliter2000. S&#39;il vous plaît noter que le montant total injecté ne doit pas dépasser 100 nl. Nous avons constaté que de plus grandes quantités de solutions de contrôle salines peuvent affecter la fonction du circuit de GFS. </li><li> Il est essentiel d&#39;avoir l&#39;injecteur débranché de la boîte de commande lors de l&#39;acquisition d&#39;enregistrement à l&#39;exception de l&#39;injection lui-même, depuis l&#39;alimentation électrique de l&#39;nanoinjector interfère avec les enregistrements, qui est visible comme un bruit de fond (Figure 4). Cependant, ne pas déconnecter l&#39;alimentation de la boîte de commande comme il le re-régler. </li></ol> 3. Drosophila melanogaster Préparation <ol><li> Anesthésier 2 à 6 mouches d&#39;un jour avec CO 2 ou sur la glace comme décrit précédemment 14,15. </li><li> Une fois immobile, utilisez une paire de pince à épiler pour transférer l&#39;animal à un réseau Wi petite plaquee de la cire molle dentaire par le ramasser de ses jambes. S&#39;il vous plaît noter que la mouche des fruits mâle pèse environ 1,0 mg et une mouche à fruit femelle pèse environ 1,2 mg, ce qui composé à poids corporel ratio est différent chez les mouches mâles et femelles. Par conséquent, il est recommandé d&#39;utiliser un seul sexe pour les expériences. </li><li> Comme décrit précédemment 14,15, soigneusement monter du côté battant dorsale et veiller à ce que le thorax et la tête sont immobilisées avec de la cire dentaire mou placé autour du corps. Étaler soigneusement les ailes de telle sorte qu&#39;elles se trouvaient perpendiculaire au thorax (Figure 2, C). La mouche doit être montée avec le moins de dommages possible. </li></ol> 4. Nanoinjection Jumelé / électrophysiologie <ol><li> Placez la volée monté sur la plate-forme d&#39;électrophysiologie avec sa tête vers les électrodes de stimulation. </li><li> Empaler l&#39;animal avec le stimulant, sol correspondant et des électrodes d&#39;enregistrement tel que décrit précédemment 14,15 (Figure 2, C). Sauf indication contraire souhaité, électrode d&#39;enregistrement seul endroit dans le DLM et l&#39;autre dans le muscle TTM. Le muscle DLM est situé dans le thorax entre les antérieurs dorso-centrales poils et la ligne médiane de la mouche. Le muscle TTM est situé près des attaches d&#39;aile, entre les postérieurs et antérieurs Supra-Alar poils de la mouche 7. </li><li> Aligner la micropipette d&#39;injection contenant le composé avec le centre de la ocelles trois situés sur la partie médiane postérieure de la tête, mais ne pas injecter encore (Figure 2, C). </li><li> Avant l&#39;injection du composé obtenir un enregistrement de base de la GF et GF TTM à DLM voies de la fibre géante (GFS, figure 1) par la stimulation du cerveau. Pour ce faire, activer les fibres géantes (GFS) avec 10 trains de 10 stimuli (40-50 mV) chaque donnée pour une durée de 0,03 ms à 100 Hz avec un délai de 1 seconde entre les trains 14,15 (figure 4). Le type sauvage vole shOuld être en mesure de suivre un-to-one à ce rythme de stimulation à la fois pour DLM et les voies de TTM. Jeter la volée si le GF et GF DLM aux voies TTM ne suivent pas la stimulation de 100 Hz à un ratio de 1:1. </li><li> Mettre à la stimulation continue de la GF avec des impulsions uniques à 1 Hz (Figure 4). </li><li> Rapidement brancher l&#39;injecteur dans la boîte de contrôle. Même si le bruit de fond va interférer avec les enregistrements de stimulation 1 Hz, ne pas abandonner. </li><li> Insérer soigneusement la micropipette injection dans la capsule de tête de la mouche juste au-dessous de la cuticule, et injecter la quantité désirée de composé dans l&#39;hémolymphe de la volée tout en maintenant la stimulation de 1 Hz (figure 4). Grâce au système circulatoire ouvert de la mouche, le système nerveux tout entier seront exposés au composé en quelques secondes. Bien qu&#39;un site d&#39;injection particulier n&#39;est pas critique pour délivrer des composés dans l&#39;hémolymphe, on trouve la région des ocelles, qui sont de localiserd médial du côté le plus dorsale de la capsule céphalique, d&#39;être un site pratique qui permet une injection facile qui mène à une distribution rapide et même du composé. </li><li> Retirer immédiatement micropipette d&#39;injection à partir du site d&#39;injection et de débrancher l&#39;injecteur du boîtier de commande tout en continuant le 1 Hz GF stimulation jusqu&#39;à 1 min après l&#39;injection (figure 4). </li><li> Dans le but de révéler des effets plus subtils de composés sur la SFP, l&#39;accent sur les fibres géantes (GFS) avec 10 trains de 10 stimuli à 100 Hz avec un délai de 1 seconde entre les trains. Continuer à tester la fonction des voies de GF avec ce paradigme toutes les 5 minutes jusqu&#39;à 15 minutes (Figure 4). Toutefois, des intervalles plus courts ou plus longs périodes de surveillance sont également possibles. </li><li> Afin de tester si le composé a un effet au niveau des jonctions neuromusculaires (NMJs) de la SFP, et peut-être affiner les effets du composé, procéder pour activer le moteur neurones directionTLY par la stimulation thoracique. Pour ce faire, retirez les électrodes de stimulation dans les yeux et de les remplacer sur les côtés antérieurs du thorax afin de stimuler les neurones moteurs avec 10 trains de 10 stimuli à 100 Hz. </li></ol> Remarque: Les traces d&#39;électrophysiologie montrés dans la vidéo ne correspondent pas à des effets de l&#39;injection de colorant pur. 5. Les résultats représentatifs Effet d&#39;un antagoniste sur l&#39;ISP aux DLM synapse du système fibre géant Methyllycaconitine citrate (MLA) est un antagoniste nAChR qui est spécifique pour les sous-types a7 nAChR. Le PSI à DLMn synapse dans la voie de GF-DLM est dépendante de la sous-type Dα7 nAChR pour un bon fonctionnement, tandis que l&#39;enlèvement génétique de sous-type Dα7 nAChR est sans effet sur ​​la voie GF-MTT 5,6. Afin de démontrer la spécificité et la sensibilité de notre test nous avons injecté député à différentes concentrations (0, 0,02, 0,04, 0.08, 0,12 ng / mg, 46 nl injecté) dans la tête de l&#39;animal (n = 10 pour un traitement Composé; n = 15 pour le traitement solution saline). Seules les mouches mâles (de type sauvage génotype sauvage 10E) ont été utilisés, et l&#39;effet du composé a été contrôlée pour un total de 15 minutes après l&#39;injection. La figure 5 représente la différence entre les enregistrements de référence obtenues avant l&#39;injection et ceux obtenus après l&#39;injection en réponse à l&#39;entraide judiciaire et la solution de contrôle solution saline. Nous avons trouvé que l&#39;injection de l&#39;entraide judiciaire pour conséquence l&#39;incapacité de la voie de GF-DLM de suivre un-à-un à 100 Hz par des stimulations de l&#39;ETG dans le cerveau alors que la voie GF-TTM est demeurée inchangée. (Figure 5, trace Haut et milieu, t-test effectué entre les contrôles salins [0 ng / mg] et les différentes concentrations de MLA à chaque point de temps, sauf si les données sont non-paramétrique [normalité et l&#39;égalité des variances testé], sinon nous utilisons un test de Mann-Whitney. * p &lt;0,001). Toutefois, une r one-to-oneÉPONSE de la DLM a été observée lorsque les neurones moteurs ont été stimulées directement (figure 5, trace en bas), ce qui démontre que la fonction de la JNM DLM et TTM n&#39;est pas affectée par le député. MLA est apparu pour atteindre son maximum d&#39;effet 1 minute après l&#39;injection pour 0,04, 0,08 et 0,12 ng / mg de MLA injecté, comme aucun autre changement significatif n&#39;a été noté au cours des 15 minutes suivantes de période d&#39;essai. En outre, le composé a atteint un effet maximum à 0,08 ng / mg depuis plus fortes réponses n&#39;ont pas été observés avec la dose plus élevée de 0,12 ng / mg. <img src="/files/ftp_upload/3597/3597fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Le diagramme de fibre géante du système de la fibre géante (GFS). Les fibres géantes (GFS, montré en rouge) synapse électrique (Gap jonctions) ainsi que chimiquement (cholinergique) sur un périphérique Interneuron synapse (PSI, en vert) et le neurone Tergo Muscle Trochanteral (TTMn, représenté en jaune) 5. Le PSI DLMn (dorsale neurone musculaire longitudinale, représentée en bleu) de connexion dépend de Dα7 sous-type nAChR 6. Enfin, la jonction neuromusculaire (JNM) de l&#39;TTMn et le DLMn sur le saut (TTM, en violet) et les muscles de vol (DLM, en violet) est glutamatergique. Remarque: Le GF à la connexion ISP est à la fois électrique et chimique. Cependant, chez les mutants shakB (qui ne disposent pas des jonctions communicantes), aucune réponse ne peut être enregistré à partir du DLM sur la stimulation de l&#39;ETG dans le cerveau, ce qui démontre que le composant chimique en l&#39;absence de connexions électriques ne suffit pas d&#39;évoquer un potentiel d&#39;action dans le PSI 5,16-18. Parce que le GF à la connexion ISP est dépendante de jonctions lacunaires, ce chiffre montre que la jonction GAP à la synapse pour des raisons de simplicité. <img src="/files/ftp_upload/3597/3597fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Micromanipulateurs set-haut. <ol class="ualpha"><li> Une modification de set-up d&#39;un protocole déjà publié 14 est utilisée pour ajuster le micromanipulateur d&#39;injection pour les enregistrements appariés avec GFS nanoinjections simultanées. La préparation à la mouche montée est orienté à la tête de la mouche vers l&#39;expérimentateur. Le micromanipulateur d&#39;injection (N ° 1) est placé en face de l&#39;expérimentateur entre les deux manipulateurs pour les électrodes de stimulation (2 tungstène et # N ° 3). Les deux micromanipulateurs pour les électrodes d&#39;enregistrement de verre (n ° 4 et 5) sont placés sur le côté gauche et droite, respectivement. Le micromanipulateur pour l&#39;électrode de masse de tungstène (# 6) est placé le plus loin dans le dos soit sur le côté gauche (quels) ou sur le côté droit. </li><li> Une vue rapprochée du sommet de l&#39;arrangement des différentes électrodes et micropipette d&#39;injection. </li><li> Un correctement monté D. melanogaster empalé avec des électrodes et micropipette d&#39;injection prête pour l&#39;injection. Notez que l&#39;animal corpsest monté avec son thorax horizontalement et ses ailes déployées. La cire est bien enroulé autour de son corps empêchant l&#39;animal de se déplacer. En outre, l&#39;électrode de masse (# 6, dans l&#39;abdomen), les électrodes d&#39;enregistrement de verre (# 4 et # 5, dans le thorax, a souligné par des contours noirs), et les électrodes de stimulation (# 2 et # 3, une dans chaque oeil ) sont empalés en place, comme décrit précédemment 14. La micropipette d&#39;injection (# 1) est correctement aligné avec le centre de la ocelles trois (encerclée). Insertion de la micropipette d&#39;injection doit être placée dans ce domaine. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3597/3597fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Micropipette d&#39;injection biseauté. Un schéma d&#39;une micropipette correctement biseauté est montré ici. L&#39;ouverture électrode doit être biseauté à un angle de 45 degrés et une ouverture entre 11 à 17 um. Une micropipette l&#39;injection proprement dite en biseau est crucial pour une injection en douceur avec un minimum dAmage à la mouche. <img src="/files/ftp_upload/3597/3597fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Schéma d&#39;ensemble du protocole nanoinjection / électrophysiologie. Un diagramme représentant de l&#39;ensemble du régime de la nanoinjection / protocole d&#39;électrophysiologie. Commencez par l&#39;obtention d&#39;un enregistrement de base en stimulant les fibres géantes (GFS) à 100 Hz avec 10 trains de 10 stimuli chacune (un seul train illustré ici). Avant l&#39;injection, de commencer les stimulations 1 Hz une seconde. Pendant le temps d&#39;injection (injecteurs tout est branché sur le boîtier de commande), vous pourrez observer le bruit de fond important, cependant, ne pas interrompre les enregistrements. Après l&#39;injection (et de l&#39;injecteur est débranché de la boîte de commande), continuer la stimulation de 1 Hz pendant environ 1 minute de plus. Enfin, passez à souligner le GFS avec 10 trains de 10 stimuli à 100 Hz et de continuer à tester la fonction des voies de GF avec ce paradigme toutes les 5 minutes jusqu&#39;à 15 minutes. Remarque: Les enregistrements wavant manipulé pour créer l&#39;économie générale et ne représentent pas un résultat spécifique obtenu. Pas à l&#39;échelle, et non pas toutes les traces sont visibles. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3597/3597fig4large.jpg">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image</a> . <img src="/files/ftp_upload/3597/3597fig5.jpg" alt="Figure 5" /> Figure 5. Les effets de la MLA dans le SFG. <ol class="ualpha"><li> Une représentation graphique des effets de la α7 nAChR antagoniste methyllycaconitine citrate (MLA) sur la voie de GF-DLM de la mouche des fruits à différentes concentrations (0, 0,02, 0,04, 0,08, 0,12 ng / mg n = 10 pour le traitement composé.; n = 15 pour le traitement salin). Seulement une minute après l&#39;injection, un effet significatif et immédiat a été observée avec 0,04 ng / mg de MLA. Un effet significatif a également été vu avec 0.8ng/mg et 0.12ng/mg de l&#39;entraide judiciaire à 100Hz stimulation de la SFP. Aucune différence significative n&#39;a été notée entre les contrôles salines et de 0,02 ng / mg de MLA. En outre, aucun i changereffet n a été observée après une post-injection minute pendant le temps testé (15 minutes). Un t-test a été effectué entre les contrôles salins (0 ng / mg) et les différentes concentrations de MLA à chaque point dans le temps. Les niveaux sont signalés en moyenne + / - SEM, * p &lt;0,001. </li><li> Traces échantillon des réponses DLM à 100 Hz de stimulation. Trace du haut montre les réponses du muscle avant l&#39;injection député lors de la stimulation GF dans le cerveau. Notez que le muscle est capable de répondre à chaque stimulus one-to-one à 100 Hz. Moyen de trace affiche les réponses de la DLM après injection de MLA (0,12 ng / mg). Notez que le muscle n&#39;est pas en mesure de répondre à chaque stimulus one-to-one à 100 Hz. (Astérisques). Trace du bas montre les réponses de la DLM de la même préparation (0,12 ng / mg) lors de la stimulation directe des neurones moteurs dans le thorax. Parce que DLM répond one-to-one à 100 Hz avec une stimulation thoracique, l&#39;échec de réponses avec des stimulations du cerveau peut être attribuée à l&#39;cholinergique PSI-DLMn connexion. </li><li> Une représentation graphique des effets à des concentrations différentes d&#39;entraide judiciaire (0, 0,02, 0,04, 0,08, 0,12 ng / mg) sur la voie de GF-TTM. Aucun effet significatif n&#39;a été observée entre une solution saline (0 ng / mg) et les injections de composés à aucun moment. Un t-test a été effectué entre les contrôles salins (0 ng / mg) et les différentes concentrations de MLA à chaque instant, * p &lt;0,001. </li><li> Traces échantillon des réponses TTM à 100 Hz de stimulation. Trace du haut montre les réponses du muscle avant l&#39;injection député lors de l&#39;activation GF avec une stimulation dans le cerveau. Notez que le muscle est capable de répondre à tous les stimuli à 100 Hz. Moyen trace montre les réponses de la DLM après injection de MLA (0,12 ng / mg). Les réponses du muscle à la stimulation TTM du GF dans le cerveau reste en tête-à-un. Trace du bas montre les réponses de la TTM de la même préparation à 100 Hz de stimulation des neurones moteurs dans le thorax (0,12 ng / mg). </li></ol>

<ol>
	<li>Koehn, F. E., Carter, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolving+role+of+natural+products+in+drug+discovery.">The evolving role of natural products in drug discovery.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 4, 206-220 (2005).</li><li>Miljanich, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ziconotide:+neuronal+calcium+channel+blocker+for+treating+severe+chronic+pain.">Ziconotide: neuronal calcium channel blocker for treating severe chronic pain.</a> Curr. Med. Chem. 11, 3029-3040 (2004).</li><li>Layer, R. T., Wagstaff, J. D., White, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conantokins:+peptide+antagonists+of+NMDA+receptors.">Conantokins: peptide antagonists of NMDA receptors.</a> Curr. Med. Chem. 11, 3073-3084 (2004).</li><li>Lewis, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conotoxins+as+selective+inhibitors+of+neuronal+ion+channels,+receptors+and+transporters.">Conotoxins as selective inhibitors of neuronal ion channels, receptors and transporters.</a> IUBMB Life. 56, 89-93 (2004).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A., Tanouye, M. A., Phelan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Fayyazuddin, A., Zaheer, M. A., Hiesinger, P. R., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nicotinic+acetylcholine+receptor+Dalpha7+is+required+for+an+escape+behavior+in+Drosophila.">The nicotinic acetylcholine receptor Dalpha7 is required for an escape behavior in Drosophila.</a> PLoS biology. 4, e63 (2006).</li><li>Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=L-glutamate+as+an+excitatory+transmitter+at+the+Drosophila+larval+neuromuscular+junction.">L-glutamate as an excitatory transmitter at the Drosophila larval neuromuscular junction.</a> The Journal of physiology. 262, 215-236 (1976).</li><li>Usherwood, P. N., Machili, P., Leaf, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=L-Glutamate+at+insect+excitatory+nerve-muscle+synapses.">L-Glutamate at insect excitatory nerve-muscle synapses.</a> Nature. 219, 1169-1172 (1968).</li><li>Marrus, S. B., Portman, S. L., Allen, M. J., Moffat, K. G., DiAntonio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+localization+of+glutamate+receptor+subunits+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction.">Differential localization of glutamate receptor subunits at the Drosophila neuromuscular junction.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 1406-1415 (2004).</li><li>Petersen, S. A., Fetter, R. D., Noordermeer, J. N., Goodman, C. S., DiAntonio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+glutamate+receptors+in+Drosophila+reveals+a+retrograde+signal+regulating+presynaptic+transmitter+release.">Genetic analysis of glutamate receptors in Drosophila reveals a retrograde signal regulating presynaptic transmitter release.</a> Neuron. 19, 1237-1248 (1997).</li><li>Qin, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+different+subunits+are+essential+for+expressing+the+synaptic+glutamate+receptor+at+neuromuscular+junctions+of+Drosophila.">Four different subunits are essential for expressing the synaptic glutamate receptor at neuromuscular junctions of Drosophila.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 3209-3218 (2005).</li><li>Schuster, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+cloning+of+an+invertebrate+glutamate+receptor+subunit+expressed+in+Drosophila+muscle.">Molecular cloning of an invertebrate glutamate receptor subunit expressed in Drosophila muscle.</a> Science. 254, 112-114 (1991).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> Journal of. 44, 405-421 (1980).</li><li>Augustin, H., Allen, M. J., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Giant+Fiber+Pathway+of+D.+melanogaster.">Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (47), e2412 (2011).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila Neurobiology. , 215-224 (2010).</li><li>Blagburn, J. M., Alexopoulos, H., Davies, J. A., Bacon, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Null+mutation+in+shaking-B+eliminates+electrical,+but+not+chemical,+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system:+a+structural+study.">Null mutation in shaking-B eliminates electrical, but not chemical, synapses in the Drosophila giant fiber system: a structural study.</a> J. Comp. Neurol. 404, 449-458 (1999).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J. Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li><li>Baird, D. H., Schalet, A. P., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Passover+locus+in+Drosophila+melanogaster:+complex+complementation+and+different+effects+on+the+giant+fiber+neural+pathway.">The Passover locus in Drosophila melanogaster: complex complementation and different effects on the giant fiber neural pathway.</a> Genetics. 126, 1045-1059 (1990).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J. Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> The European journal of neuroscience. 26, 439-445 (2007).</li><li>Mejia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+approach+for+in+vivo+screening+of+toxins+using+the+Drosophila+Giant+Fiber+circuit.">A novel approach for in vivo screening of toxins using the Drosophila Giant Fiber circuit.</a> Toxicon. 56, 1398-1407 (2010).</li><li>Stork, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+function+of+the+blood-brain+barrier+in+Drosophila.">Organization and function of the blood-brain barrier in Drosophila.</a> J. Neurosci. 28, 587-597 (2008).</li></ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Le bio-essai nanoinjection / électrophysiologie présentée ici permet de dépistage rapide de composés dans le système nerveux de la mouche des fruits. C&#39;est un roman dans la technique in vivo qui nécessite de petites quantités d&#39;un composé de susciter un effet sur ​​une variété de cibles moléculaires dans un circuit neuronal bien caractérisé. Cette méthode peut être utilisée pour tester la bioactivité des composés différents, à partir de toxines inconnues disponibles dan...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Électrodes de verre d&#39;enregistrement: verre borosilicate capillaires </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> 1B100F-4 </td><td> 1.0mm OD, 0.58mm ID </td></tr><tr><td> Stimulateur </td><td> Instruments de gazon </td><td> Modèle S48 </td><td></td></tr><tr><td> Amplificateur </td><td> Obtenir Instruments Inc </td><td> 5A Modèle </td><td></td></tr><tr><td> Acquisition de données Logiciels: Digidata </td><td> Molecular Devices </td><td> Modèle 1440A </td><td></td></tr><tr><td> Logiciel de collecte de données: pCLAMP </td><td> Molecular Devices </td><td> Version 10 </td><td></td></tr><tr><td> Stéréomicroscope wvec la fibre optique d&#39;éclairage anneau microscope </td><td> AmScope </td><td> SM-4T Modèle HL250-AR </td><td></td></tr><tr><td> Dissection portée pour le montage </td><td> AmScope </td><td> SM-2TZ </td><td></td></tr><tr><td> Kite Manuel Micromanipulateur &amp; inclinable base </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> Modèle # M3301 Kite: Modèle # KITE-M3-L </td><td></td></tr><tr><td> Drosophila melanogaster sauvage 10E génotype (souche de type sauvage) </td><td> Bloomington Stock centre </td><td> Stock # 3892 </td><td></td></tr><tr><td> Vertical pipette extracteur </td><td> David Kopf Instruments </td><td> Modèle 700c </td><td></td></tr><tr><td> Micropipettes de verre d&#39;injection: verre borosilicate capillaires </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> Catalogue # 4878 </td&gt; <td> 1.14mm OD, ID 0.5mm </td></tr><tr><td> Huile de silicone </td><td> Pêcheur </td><td> Catalogue # S159-500 </td><td></td></tr><tr><td> Chanfreiner </td><td> Sutter Instrument Co. </td><td> KT Brown Type d&#39; Modèle # BV-10 </td><td></td></tr><tr><td> Nanoliter2000 </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> Catalogue # B203XVY </td><td></td></tr><tr><td> Colorant alimentaire bleu </td><td> McCormick </td><td> N / A </td><td> Ingrédients: Eau, Propylène Glycol, FD &amp; C Blue 1, et 0,1% (conservateur) propylparaben. </td></tr><tr><td> Methyllycaconitine citrate (MLA) </td><td> Bioscience Tocris </td><td> Catalogue # 1029 </td><td></td></tr><tr><td> Bâtonnets de cire en plastique </td><td> Hygenic Corporation (Akron Ohio aux Etats-Unis) </td><td></td><td></td></tr></tbody&gt; </table>

paired nanoinjection and electrophysiology assay to screen for bioactivity of compounds using the drosophila melanogaster giant fiber system

Criblage de composés pour l&#39;activité in vivo peut être utilisé en tant que première étape d&#39;identifier des candidats qui peuvent être développés en 1,2 agents pharmacologiques. Nous avons développé un roman nanoinjection / électrophysiologie dosage qui permet la détection des effets modulateurs de composés bioactifs sur la fonction d&#39;un circuit neuronal qui sert de médiateur de la réaction de fuite chez Drosophila melanogaster 3,4. Notre test in vivo, qui utilise le système de Drosophila fibre géante (GFS, Figure 1) permet le dépistage des différents types de composés, tels que de petites molécules ou des peptides, et exige que des quantités minimales à obtenir un effet. En outre, le GFS Drosophila offre une grande variété de cibles moléculaires potentielles sur les neurones ou les muscles. Les fibres géantes (GFS) synapse électrique (Gap jonctions) ainsi que chimiquement (cholinergique) sur une synapse périphérique Interneuron (PSI) et le Tergo Muscle Trochanteral neurone (TTMn) 5 </sup&gt;. Le PSI à DLMn (dorsale neurone musculaire longitudinale) de connexion dépend de Dα7 récepteurs nicotiniques de l&#39;acétylcholine (nAChR) 6. Enfin, la jonction neuromusculaire (JNM) de l&#39;TTMn et le DLMn avec le saut (TTM) et les muscles de vol (DLM) sont glutamatergique 7-12. Ici, nous montrons comment injecter des quantités nanolitre d&#39;un composé, tout en obtenant électrophysiologiques des enregistrements intracellulaires du système de fibre géante 13 et la façon de surveiller les effets du composé sur la fonction de ce circuit. Nous montrons la spécificité du test avec du citrate de methyllycaconitine (MLA), un antagoniste nAChR, qui perturbe le PSI à DLMn connexion, mais pas le GF TTMn connexion ou la fonction de la jonction neuromusculaire au saut ou les muscles de vol. Avant de commencer cette vidéo, il est essentiel que vous regardez attentivement et se familiariser avec la vidéo intitulée &quot;JoVE enregistrements électrophysiologiques de la voie des fibres Géant de D. melanogaster &quot;de Augustin et al 7, comme la vidéo présentée ici est conçu comme une extension de cette technique existante. Ici, nous utilisons la méthode électrophysiologique des enregistrements et de se concentrer en détail que sur l&#39;ajout des nanoinjections appariés et de la technique de surveillance.

Watch this Scientific Journal Video about Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System at JoVE.com

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Un rapide<em&gt; In vivo</em&gt; Test pour tester des composés neuromodulateurs en utilisant le système de fibre géante (GFS) de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Est décrite. Nanoinjections dans la tête de l&#39;animal ainsi que des enregistrements électrophysiologiques de la SFP peut révéler la bioactivité des composés sur les neurones ou les muscles.

Nanoinjection paires et test d&#39;électrophysiologie à l&#39;écran de la bioactivité des composés en utilisant le Drosophila melanogaster Système de fibre géant

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

paired-nanoinjection-electrophysiology-assay-to-screen-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

13.0K vues.  Florida Atlantic University. Un rapide In vivo Test pour tester des composés neuromodulateurs en utilisant le système de fibre géante (GFS) de Drosophila melanogaster Est décrite. Nanoinjections dans la tête de l'animal ainsi que des enregistrements électrophysiologiques de la SFP peut révéler la bioactivité des composés sur les neurones ou les muscles.

Vidéo: Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Enregistrements électrophysiologiques de la voie des fibres Géant de D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Recherche

Neurosciences

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Préparation Mont entiers de l&#39;Adulte Drosophile Chaîne nerveuse ventrale pour injection fibre Dye Géant

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Essai simple pour la quantification de l&#39;évitement social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilisation de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

High Throughput Assay pour examiner les préférences de ponte de l&#39;individu<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Un moyen simple pour mesurer Transformations en récompense le comportement de recherche Utilisation<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Capillaire Feeder Assay mesures prise alimentaire dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at the synaptic level. The Active Zone (AZ) is the region at the presynaptic membrane that mediates neurotransmitter release and is composed of a dense collection of scaffold proteins. AZs of Drosophila melanogaster (Drosophila) photoreceptors undergo molecular remodeling after prolonged exposure to natural ambient light. Thus the level of neuronal activity can rearrange the molecular composition of the AZ and contribute to the regulation of the functional output.
Starting from the light exposure set-up preparation to the immunohistochemistry, this protocol details how to quantify the number, the spatial distribution, and the delocalization level of synaptic molecules at AZs in Drosophila photoreceptors. Using image analysis software, clusters of the GFP-fused AZ component Bruchpilot were identified for each R8 photoreceptor (R8) axon terminal. Detected Bruchpilot spots were automatically assigned to individual R8 axons. To calculate the distribution of spot frequency along the axon, we implemented a customized software plugin. Each axon&#39;s start-point and end-point were manually defined and the position of each Bruchpilot spot was projected onto the connecting line between start and end-point. Besides the number of Bruchpilot clusters, we also quantified the delocalization level of Bruchpilot-GFP within the clusters. These measurements reflect in detail the spatially resolved synaptic dynamics in a single neuron under different environmental conditions to stimuli.

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Here we show how to quantify the number and spatial distribution of synaptic active zones in Drosophila melanogaster&#160;photoreceptors, highlighted with a genetically encoded molecular marker, and their modulation after prolonged exposure to light.

Analyse Synaptic Modulation de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Photorécepteurs après exposition à la lumière prolongée

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...