Nous reconnaissons le travail du Dr Adlah Sukkar, MD en aidant à la coulée du poumon. Ce travail a été financé par le NHLBI, HL088005.

Tous les protocoles menées chez le rat ont été approuvés par les soins de la Johns Hopkins University et animaux comité sur l&#39;utilisation et conformément aux directives du NIH. Chaque fois que possible, l&#39;animal devrait être préparée chirurgicalement dans une zone séparée de la zone chirurgicale pour minimiser la contamination du site opératoire. 1. Anesthésie / analgésie <ol><li> Lieu rat (rats Sprague-Dawley mâles, 125-150 G, Harlan, Indianapolis, IN) dans une chambre d&#39;induction infusé avec 3% d&#39;isoflurane. </li><li> Placez rat anesthésié à bord chirurgie attaché à cône de nez et d&#39;un ventilateur avec un anesthésique isoflurane 3%. Utiliser une technique stérile pour toutes les procédures. Drapé rat afin d&#39;assurer champ opératoire stérile. </li></ol> 2. Intubation <ol><li> Immobiliser appendices en décubitus dorsal à l&#39;aide du ruban adhésif chirurgical. </li><li> Retirer rat de cône de nez, de prolonger la langue avec des pinces rembourrées. </li><li> Utiliser 14 intracath jauge avec stylet métallique émoussé comme guide. Faites glisser derrière pourNgue, dans la trachée. </li><li> Retirer stylet de métal blanc en laissant intracath en plastique dans la trachée. Assurer le rat est la respiration et de l&#39;air s&#39;écoule à travers le tube. </li><li> Remplacer cône de nez avec adaptateur directement au cathéter, connectez-rat pour ventilateur (90 respirations / min; 8 ml / kg volume courant; rongeurs Ventilateur Modèle 683, Harvard Apparatus, Holliston, Massachusetts). </li><li> Appliquer Puralube (Butler Schein, Dublin, OH) pommade vétérinaire sur les yeux. </li></ol> 3. Thoracotomie <ol><li> Côté rat bon endroit bas, immobiliser appendices à l&#39;aide du ruban adhésif chirurgical. </li><li> Raser la cage thoracique gauche côté. </li><li> Retirer l&#39;excédent avec de la fourrure petit vide. </li><li> Assurez-champ stérile en l&#39;essuyant avec de l&#39;alcool suivie de povidone-iode tige montée (Dynarex Corporation, Orangebur, État de New York). Répétez ce processus deux fois plus (pour un total de trois gommages). </li><li> Faire une incision transversale avec ciseaux de dissection stériles ou stériles scalpel au centre du terrain. </li><li> Blunt disséquer à travers layers du tissu et de la graisse vers le bas pour les côtes (dernière couche est une membrane mince couvrant les côtes). </li><li> Compter les côtes de déterminer 3 ème espace intercostal. </li><li> Utilisation stériles 45 ° Graefe forceps, l&#39;incision franche entre les 3 e et 4 e côte. </li><li> Insérer des séparateurs côtes, tirez doucement la création de vide ouvert avec une visualisation complète du poumon, bande endroit des sutures de maintenir ouverte. </li></ol> 4. Gauche ligature de l&#39;artère pulmonaire <ol><li> Avec 90 ° Graefe pince, déplacez poumon gauche vers l&#39;arrière avec la main droite. </li><li> Utilisant le modèle Dumont # 5 pinces droites, prenez l&#39;artère pulmonaire gauche et des voies respiratoires avec la main gauche. L&#39;artère pulmonaire gauche se poser sur le dessus des voies respiratoires. Assurez-vous que le forceps sont directement perpendiculaire à la table. En outre, il est plus efficace pour ramasser l&#39;artère pulmonaire gauche / bronche souche gauche à la position la plus distale (la plus proche du parenchyme). Poussez le poumon gauche ventilation de côté à cette manœuvre à la main gauche. </li><li> Utilisez Dumontle motif n ° 5 45 ° pinces courbées pour séparer l&#39;artère pulmonaire gauche de la bronche souche gauche à leurs frontières naturelles. Cette ligne de séparation apparaît mince et blanc entre les deux structures individuelles. </li><li> Séparer directement sous artère sans passer par le récipient; glisser doucement les extrémités de la pince tenues ensemble le long de la séparation. </li><li> Continuez jusqu&#39;à ce que des conseils de forceps ont visiblement séparée de l&#39;artère pulmonaire gauche et la bronche souche gauche. Seul un petit point de la pointe doit être pleinement travers. Si le sang peut être visualisée sur le bout de la pince, il n&#39;est pas complètement à travers et ligature ne doit pas être tentée. Une fois dans l&#39;espace, l&#39;artère pulmonaire gauche jettera sur la courbe de la pince. Maintenir dans cette position. </li><li> Relâchez doucement droite émoussée poignée de pince (main gauche) et prenez pièce d&#39;une suture pré-coupé (~ 2-3 cm, taille suture en polypropylène 6-0; Myco médicaux, Cary, NC). </li><li> Ouvrez une pince courbes berçant l&#39;artère pulmonaire gauche et gsuture rab. Tirez doucement suture à travers l&#39;espace entre l&#39;artère pulmonaire gauche et bronche souche gauche dans un mouvement vers le haut par rapport à la courbe de la pince. </li><li> Attachez l&#39;occlusion pulmonaire gauche avec un noeud carré, reste soigneusement snip de suture. </li><li> Fermer côtes en utilisant le forceps émoussé de tenir côte et la suture à deux reprises avec le polypropylène (monofilament bleu) taille 4-0 attaché à un 19 mm, arrière cercle 3/8 aiguille coupante (Myco médicale, Cary, NC) dans une pince hémostatique, en faisant attention de ne pas la peau de suture (seulement côtes). </li><li> Remplissez un noeud lâche carré, gonfler les poumons, lieu expiratoire positive de pression (PEEP; 2-5 cmH 2 O), hyperinflate noeud du poumon puis fixez solidement, et faire un autre nœud complet avant la biopsie reste de suture. Retirer de la PEEP et de visualiser pendant 30 secondes pour que le poumon ne s&#39;effondre pas. Appliquer 5 gouttes bupivicaïne (APP Pharmaceuticals, Schaumbur, IL). </li><li> Fermer peau en plaçant colle tissulaire sur la plaie et la peau pousser ensemble à l&#39;aide de retour end de coton-tige. Donnez bupivicaïne (2,0 mg / kg sous-cutané) sur le site de l&#39;incision puis tous les 8 heures, pendant 24 heures ou jusqu&#39;à ce que l&#39;animal reprend son activité normale. Comme la couche sous-cutanée dans ce domaine est très mince, il n&#39;est pas facile de suture sur son propre. Lorsque l&#39;on applique de la colle tissulaire et la peau est poussé en même temps qu&#39;il ferme également la couche sous-cutanée. </li><li> Coupez le gaz isoflurane, mais continuer à ventiler le rat pendant 1-2 min à l&#39;air ambiant jusqu&#39;au retour de mouvements volontaires. Débranchez le tube trachéal du ventilateur et s&#39;assurer que le rat respire spontanément avant de le retirer. </li><li> Essuyez Puralube des yeux avec un coton-tige et le mouvement du moniteur et de récupération. Injecter chlorhydrate de buprénorphine (0,05 mg / kg par voie intrapéritonéale, Butler Schein, Dublin OH). Continuer livraison des analgésiques toutes les 12 heures pendant 48 heures après la chirurgie. </li></ol> 5. Cathétérisme artère carotide gauche Pour évaluer l&#39;ampleur de perfus bronchiquesion du poumon gauche ischémique à des moments souhaités après ligature de l&#39;artère pulmonaire gauche, injecter microsphères marquées par l&#39;artère carotide gauche dans la crosse de l&#39;aorte. Préparer les rats comme ci-dessus 1-2. <ol><li> Couper la ligne médiane le long cou, émousser décortiquer pour révéler la trachée artère carotide gauche et (site d&#39;injection des microsphères). </li><li> Insérez cathéter rempli de sérum physiologique hépariné, pointe émoussée du tube PE20 (Becton Dickinson, Sparks MD) dans le récipient relié à aiguille de 25 g, 4-way robinet, seringue de 1 ml. </li><li> Placez la bouteille de microsphères (15 um pourpre polystyrène microsphères fluorescentes, 1 x 10 6 / ml sphères; Invitrogen, Eugene, OR) dans sonicateur l&#39;eau pendant 30 secondes. </li><li> Retirez la bouteille, vortex et d&#39;en tirer une hausse de 0,5 ml (500.000 microsphères) dans un 1 ml Hamilton seringue en verre (Hamilton Company, Reno, NV) à travers une aiguille de 20 g. </li><li> Fixez une seringue Hamilton à 4 voies robinet et laisser infuser microsphères avec pompe seringue (taux: 500 pi / min; Génie De plus, Kent scientifique, Torringtsur, CT). </li><li> Retirer la seringue Hamilton et appareils de chasse d&#39;eau avec 1 ml de solution saline heparized à 500 l / min. </li><li> Effectuer une thoracotomie coffre plein et être exsangue le rat en coupant la veine cave inférieure. </li><li> Retirez le poumon gauche et d&#39;autres tissus d&#39;intérêt. </li><li> Pour extraire les microsphères à partir de tissus, de prendre tout le poumon gauche du rat après saignée et le placer dans KOH 2M (4-6 ml). Placer dans un bain d&#39;eau à 55 ° C et laisser une nuit à la digestion des tissus. Ajouter Tween 80 (0,25%) pour laver les billes, vortex (10 sec) et centrifuger (2,000 rpm, 20 ° C pendant 10 minutes). Retirer le surnageant, ajouter le 2-éthoxyéthyle (1 ml), vortex et laisser reposer pendant 1 heure. Vortex et centrifuger la suspension (2.000 rpm; (20 ° C pendant 10 min) Retirer la couche d&#39;acétate de 2-éthoxyéthyle aqueuse contenant de la fluorescence, dans une cuvette de mesure et en utilisant un Hitachi F-2500 spectrophotomètre à fluorescence (618 612/emission excitation. , Digilab, Holliston, MA). </li></ol>

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	<li>Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stages+in+the+development+of+collateral+circulation+to+the+lung+in+the+rat.">Early stages in the development of collateral circulation to the lung in the rat.</a> Circulation Research. 8, 353-376 (1960).</li><li>Li, X., Wilson, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+vascularity+of+the+bronchial+mucosa+in+mild+asthma.">Increased vascularity of the bronchial mucosa in mild asthma.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 229-233 (1997).</li><li>Turner-Warwick, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precapillary+systemic-pulmonary+anastomoses.">Precapillary systemic-pulmonary anastomoses.</a> Thorax. 18, 225-237 (1963).</li><li>Muller, K. M., Meyer-Schwickerath, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bronchial+arteries+in+various+stages+of+bronchogenic+carcinoma.">Bronchial arteries in various stages of bronchogenic carcinoma.</a> Pathol. Res. Pract. 163, 34-46 (1978).</li><li>Remy-Jardin, M., Duhamel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+Collateral+Supply+in+Patients+with+Chronic+Thromboembolic+and+Primary+Pulmonary+Hypertension:+Assessment+with+Multi-Detector+Row+Helical+CT+Angiography.">Systemic Collateral Supply in Patients with Chronic Thromboembolic and Primary Pulmonary Hypertension: Assessment with Multi-Detector Row Helical CT Angiography.</a> Radiology. , 274-281 (2005).</li><li>Karsner, H., Ghoreyeb, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+in+infarction:+The+circulation+in+experimental+pulmonary+embolism.">Studies in infarction: The circulation in experimental pulmonary embolism.</a> J. Exp. Med. 18, 507-522 (1913).</li><li>Endrys, J., Hayat, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+bronchopulmonary+collaterals+and+collateral+blood+flow+in+patients+with+chronic+thromboembolic+and+primary+pulmonary+hypertension.">Comparison of bronchopulmonary collaterals and collateral blood flow in patients with chronic thromboembolic and primary pulmonary hypertension.</a> Heart. 78, 171-176 (1997).</li><li>Virchow, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uber+die+Standpunkte+in+den+Wissenschaftlichen+Medizin.">Uber die Standpunkte in den Wissenschaftlichen Medizin.</a> Virchow Archiv. 1, 1-19 .</li><li>Fadel, E., Mazmanian, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+reperfusion+injury+after+chronic+or+acute+unilateral+pulmonary+artery+occlusion.">Lung reperfusion injury after chronic or acute unilateral pulmonary artery occlusion.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 157, 1294-1230 (1998).</li><li>Charan, N. B., Carvalho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenesis+in+bronchial+circulatory+system+after+unilateral+pulmonary+artery+obstruction.">Angiogenesis in bronchial circulatory system after unilateral pulmonary artery obstruction.</a> J. Appl. Physiol. 82, 284-291 (1997).</li><li>Shi, W., Hu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+reactivity+of+pulmonary+vessels+in+postobstructive+pulmonary+vasculopathy.">Altered reactivity of pulmonary vessels in postobstructive pulmonary vasculopathy.</a> J. Appl. Physiol. 88, 17-25 (2000).</li><li>Shi, W., Giaid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+reactivity+to+endothelin+of+pulmonary+arteries+in+long-term+post-obstructive+pulmonary+vasculopathy+in+rats.">Increased reactivity to endothelin of pulmonary arteries in long-term post-obstructive pulmonary vasculopathy in rats.</a> Pulm. Pharmacol. Ther. 11, 189-196 (1998).</li><li>Sukkar, A., Jenkins, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+CXCR2+Attenuates+Bronchial+Angiogenesis+in+the+Ischemic+Rat+Lung.">Inhibition of CXCR2 Attenuates Bronchial Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung.</a> J. Appl. Physiol. 104, 1470-1475 (2008).</li><li>Mitzner, W., Lee, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenesis+in+the+mouse+lung.">Angiogenesis in the mouse lung.</a> Am. J. Pathol. 157, 93-101 (2000).</li><li>Wagner, E. M., Jenkins, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+and+vascular+function+during+chronic+severe+pulmonary+ischemia.">Lung and vascular function during chronic severe pulmonary ischemia.</a> J. Appl. Physiol. 110, 538-544 (2011).</li><li>Remy-Jardin, M., Bouaziz, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bronchial+and+nonbronchial+systemic+arteries+at+multi-detector+row+CT+angiography:+comparison+with+conventional+angiography.">Bronchial and nonbronchial systemic arteries at multi-detector row CT angiography: comparison with conventional angiography.</a> Radiology. 233, 741-749 (2004).</li><li>Baluk, P., Tammela, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+persistent+lymphatic+vessel+hyperplasia+in+chronic+airway+inflammation.">Pathogenesis of persistent lymphatic vessel hyperplasia in chronic airway inflammation.</a> J. Clin. Invest. 115, 247-257 (2005).</li><li>Bailey, S. R., Boustany, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+vascular+reactivity+and+vascularisation+in+human+chronic+airway+disease.">Airway vascular reactivity and vascularisation in human chronic airway disease.</a> Pulm. Pharmacol. Ther. 22, 417-425 (2009).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Gauche ligature de l&#39;artère pulmonaire chez toutes les espèces étudiées conduit à une néovascularisation systémique robuste du poumon ischémique. Nous avons présenté les détails de l&#39;approche chirurgicale chez un modèle de rat. Nos résultats produit par coulée vasculaire, histopathologie, et le marquage in vivo montrent que la prolifération artères bronchiques et perfuser le parenchyme pulmonaire. Ainsi, les mécanismes de l&#39;angiogenèse bronchique peut être étudiée dans ...

Angiogenèse systémique dans le poumon est bien reconnu. Dans des états pathologiques tels que l&#39;asthme 2, la fibrose pulmonaire interstitielle 3, le cancer 4 et chronique thrombo-embolie pulmonaire 5, le système vasculaire systémique dans et autour des poumons prolifère et envahit le parenchyme pulmonaire. Cependant, les modèles animaux pour étudier cette activation différentielle de la systémique plutôt que de la circulation pulmonaire sont peu nombreux. Peut-être le modèle le plus reproductible de la néovascularisation systémique dans les poumons du mammifère adulte est celui qui se produit après l&#39;induction de l&#39;ischémie chronique artère pulmonaire. La réponse à obstruction de l&#39;artère pulmonaire gauche chez l&#39;homme 5-7, chiens 8, 9, porcs moutons 10, 11, cochons d&#39;Inde rat 1, 12, 13, et les souris 14 est la prolifération rapide de l&#39;artère bronchique ainsi que les artères intercostales. Les mécanismes responsables de la systémique neovascularition du poumon après une ischémie pulmonaire sont en grande partie inconnus et n&#39;ont pas été largement étudiée. L&#39;évolution dans le temps de l&#39;angiogenèse bronchique chez le rat après obstruction de l&#39;artère pulmonaire gauche a été soigneusement décrit dans l&#39;ouvrage histologique de Weibel 1. L&#39;extension de ce travail chez le rat, notre laboratoire a mis l&#39;accent sur deux facteurs de croissance importants dans ce processus ainsi que le résultat physiologique de cette néovascularisation dans les poumons. Les résultats démontrent la chimiokine CXC CINC-3 est élevée peu de temps après l&#39;ischémie et le traitement des rats avec un anticorps neutralisant CXCR2, le récepteur de CINC-3, atténue l&#39;angiogenèse 13. La vascularisation nouvellement créé bronchique 14 jours après le début de l&#39;ischémie pulmonaire s&#39;est avérée anormale de protéines avec une perméabilité sensiblement augmenté 15. Fonction pulmonaire gauche n&#39;était pas normale projection diminué la capacité de diffusion et une diminution du volume pulmonaire dans 15. Bien que la néovascularisation peut avoir contributed à la préservation du tissu pulmonaire lors d&#39;une ischémie pulmonaire chronique, il ne semble pas être normale et peuvent contribuer à une diminution soutenue de la fonction pulmonaire. Peut-être l&#39;un des aspects les plus curieux de ce modèle tient à la répartition spatiale de la prolifération des vaisseaux sanguins. Malgré la libération de facteurs de croissance dans le parenchyme pulmonaire due à une ischémie, la néovascularisation provient de relativement grandes artères bronchiques en amont. L&#39;artère bronchique normale se pose comme une petite branche de l&#39;aorte et envahit l&#39;arbre bronchique à la carène. Ainsi, le mécanisme par lequel les facteurs de croissance induisent la phase initiale de artériogenèse n&#39;est pas claire. Nous suggérons que le rat, avec une anatomie vasculaire semblables aux humains, offre une occasion unique d&#39;étudier les mécanismes responsables de l&#39;angiogenèse systémique durant l&#39;ischémie pulmonaire. Bien que l&#39;obstruction complète de l&#39;artère pulmonaire gauche est un phénomène rare chez les sujets humains,augmenté vascularisation bronchique semble être également induite chez les patients quel que soit le site et la taille de l&#39;obstruction de l&#39;artère pulmonaire 16. Ainsi, nous donnons une description détaillée de l&#39;approche chirurgicale pour ligaturer l&#39;artère pulmonaire gauche chez le rat et un moyen de quantifier l&#39;ampleur de l&#39;angiogenèse.

<table border="1"><tbody><tr><td> Réactifs: </td><td> Entreprise </td><td></td><td></td></tr><tr><td> chlorhydrate de buprénorphine, Puralube </td><td> Butler Schein </td><td></td><td></td></tr><tr><td> bupivicaïne </td><td> APP Pharmaceuticals </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Povidone-iode tige montée </td><td> Dynarex Corporation </td><td></td><td></td></tr><tr><td> taille suture en polypropylène 6-0, 3/8 cercle d&#39;aiguilles inverse de coupe </td><td> Myco médicale </td><td></td><td></td></tr><tr><td> PE20 tube </td><td> Becton Dickinson </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 15 pm fluorosphères en polystyrène pourpre </td><td> Invitrogen </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 1 ml Hamilton seringue en verre </td><td> Entreprise Hamilton </td><td> &lt;/ Td&gt; <td></td></tr><tr><td> Equipement: </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pompe à seringue Genie plus </td><td> Kent scientifique </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Spectrophotomètre à fluorescence </td><td> Digilab </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rongeur Ventilateur Modèle 683 </td><td> Harvard Apparatus </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Tableau 1. Tableau de réactifs spécifiques et de l&#39;équipement. </td></tr></tbody></table>

angiogenesis in the ischemic rat lung

Le poumon est perfusé adulte fois par l&#39;artère systémique bronchique et le retour veineux entier passant à travers les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui répond à un besoin de la perfusion pulmonaire améliorée et montre une néovascularisation robuste. Pulmonaire ischémie vasculaire induite par obstruction de l&#39;artère pulmonaire a été montré pour entraîner rapidement l&#39;angiogenèse artérielle systémique chez l&#39;homme ainsi que dans plusieurs modèles animaux. Bien que l&#39;évaluation histologique de l&#39;évolution temporelle de la prolifération artère bronchique chez le rat a été minutieusement décrite par Weibel 1, les mécanismes responsables de cette croissance organisée de nouveaux navires ne sont pas claires. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche chez le rat qui mène à la néovascularisation bronchique. Quantification de l&#39;ampleur de l&#39;angiogenèse présente une difficulté supplémentaire due à la présence des deux lits vasculaires dans le poumon. Méthodespour déterminer l&#39;angiogenèse fonctionnelle basée sur des injections de microsphères marquées sont fournis.

Fonte vasculaire: résultats des effets de l&#39;ischémie artère pulmonaire gauche chez le rat sont représentés dans la figure 1. Montré est un méthacrylate coulé de la vascularisation bronchique et la vascularisation extensive de l&#39;arbre bronchique gauche 28 jours après LPAL. Pour obtenir cette distribution, le système vasculaire systémique a été injecté avec un mélange de méthacrylate (rouge), rétrograde dans l&#39;aorte descendante et la trachée est canulée et injecté avec un m...

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Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

Le poumon est perfusé à la fois par l&#39;artère systémique bronchique et les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui montre une néovascularisation robuste. Interruption du flux sanguin pulmonaire favorise l&#39;angiogenèse bronchique rapide. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche qui favorise la néovascularisation bronchique.

L&#39;angiogenèse dans le poumon de rat ischémique

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

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Medicine

15.5K vues.  Johns Hopkins University. Le poumon est perfusé à la fois par l'artère systémique bronchique et les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui montre une néovascularisation robuste. Interruption du flux sanguin pulmonaire favorise l'angiogenèse bronchique rapide. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche qui favorise la néovascularisation bronch...

Vidéo: Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell proliferation in the bone marrow cavity as well as for interaction of tumor and bone cells resulting in local bone destruction. Our aim was to develop a model of experimental bone metastasis that allows in vivo assessment of angiogenesis in skeletal lesions using non-invasive imaging techniques.
For this purpose, we injected 105 MDA-MB-231 human breast cancer cells into the superficial epigastric artery, which precludes the growth of metastases in body areas other than the respective hind leg1. Following 25-30 days after tumor cell inoculation, site-specific bone metastases develop, restricted to the distal femur, proximal tibia and proximal fibula1. Morphological and functional aspects of angiogenesis can be investigated longitudinally in bone metastases using magnetic resonance imaging (MRI), volumetric computed tomography (VCT) and ultrasound (US).
MRI displays morphologic information on the soft tissue part of bone metastases that is initially confined to the bone marrow cavity and subsequently exceeds cortical bone while progressing. Using dynamic contrast-enhanced MRI (DCE-MRI) functional data including regional blood volume, perfusion and vessel permeability can be obtained and quantified2-4. Bone destruction is captured in high resolution using morphological VCT imaging. Complementary to MRI findings, osteolytic lesions can be located adjacent to sites of intramedullary tumor growth. After contrast agent application, VCT angiography reveals the macrovessel architecture in bone metastases in high resolution, and DCE-VCT enables insight in the microcirculation of these lesions5,6. US is applicable to assess morphological and functional features from skeletal lesions due to local osteolysis of cortical bone. Using B-mode and Doppler techniques, structure and perfusion of the soft tissue metastases can be evaluated, respectively. DCE-US allows for real-time imaging of vascularization in bone metastases after injection of microbubbles7.
In conclusion, in a model of site-specific breast cancer bone metastases multi-modal imaging techniques including MRI, VCT and US offer complementary information on morphology and functional parameters of angiogenesis in these skeletal lesions.

In the pathogenesis of bone metastasis, angiogenesis is a crucial process and therefore represents a target for imaging and therapy. Here, we present a rat model of site-specific breast cancer bone metastasis and describe strategies to non-invasively image angiogenesis in vivo using magnetic resonance imaging, volumetric computed tomography and ultrasound.

Multi-modale d&#39;imagerie de l&#39;angiogenèse dans un modèle de rat nu des métastases osseuses du cancer du sein par imagerie par résonance magnétique, la tomodensitométrie et volumétrique ultrasons

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell ...

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Médecine

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

Décollement de la rétine modèle chez les rongeurs par injection sous-rétinienne de hyaluronate de sodium

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Implantation of Fibrin Gel on Mouse Lung to Study Lung-specific Angiogenesis

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and repair damage in simple tissues in the orthopedic and periodontal fields. However, attempts to regenerate the structures and functions of more complex three-dimensional (3D) organs such as lungs have not been very successful because the biological processes of organ regeneration have not been well explored. It is becoming clear that angiogenesis, the formation of new blood vessels, plays key roles in organ regeneration. Newly formed vasculatures not only deliver oxygen, nutrients and various cell components that are required for organ regeneration but also provide instructive signals to the regenerating local tissues. Therefore, to successfully regenerate lungs in an adult, it is necessary to recapitulate the lung-specific microenvironments in which angiogenesis drives regeneration of local lung tissues. Although conventional in vivo angiogenesis assays, such as subcutaneous implantation of extracellular matrix (ECM)-rich hydrogels (e.g., fibrin or collagen gels or Matrigel - ECM protein mixture secreted by Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells), are extensively utilized to explore the general mechanisms of angiogenesis, lung-specific angiogenesis has not been well characterized because methods for orthotopic implantation of biomaterials in the lung have not been well established. The goal of this protocol is to introduce a unique method to implant fibrin gel on the lung surface of living adult mouse, allowing for the successful recapitulation of host lung-derived angiogenesis inside the gel. This approach enables researchers to explore the mechanisms by which the lung-specific microenvironment controls angiogenesis and alveolar regeneration in both normal and pathological conditions. Since implanted biomaterials release and supply physical and chemical signals to adjacent lung tissues, implantation of these biomaterials on diseased lung can potentially normalize the adjacent diseased tissues, enabling researchers to develop new therapeutic approaches for various types of lung diseases.

Recapitulation of the organ-specific microenvironment, which stimulates local angiogenesis, is indispensable for successful regeneration of damaged tissues. This report demonstrates a novel method to implant fibrin gels on the lung surface of living mouse in order to explore how the lung-specific microenvironment modulates angiogenesis and alveolar regeneration in adult mouse.

Implantation de fibrine Gel sur la souris Lung pour étudier l&#39;angiogenèse pulmonaire spécifique

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and ...

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

Méthode de isolé<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Lung perfusion dans un modèle rat: Leçons tirées élaboration d&#39;un programme EVLP Rat

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history have&#160;remained poorly understood. Recently, we developed a reliable, reproducible animal model of PION and tested the treatment effect of some neurotrophic factors in this model1. The purpose of this video is to demonstrate our photochemically induced model of posterior ischemic optic neuropathy, and to evaluate its effects with retrograde labeling of retinal ganglion cells. Following surgical exposure of the posterior optic nerve, a photosensitizing dye, erythrosin B, is intravenously injected and a laser beam is focused onto the optic nerve surface. Photochemical interaction of erythrosin B and the laser during irradiation damages the vascular endothelium, prompting microvascular occlusion mediated by platelet thrombosis and edematous compression. The resulting ischemic injury yields a gradual but pronounced retinal ganglion cell dieback, owing to a loss of axonal input - a remote, injury-induced and clinically relevant outcome. Thus, this model provides a novel platform to study the pathophysiologic course of PION,&#160;and can be further optimized for testing therapeutic approaches for optic neuropathies as well as other CNS ischemic diseases.

The goal of this protocol is to photochemically induce ischemic injury to the posterior optic nerve in rat. This model is critical to studies of the pathophysiology of posterior ischemic optic neuropathy, and therapeutic approaches for this and other optic neuropathies, as well as of other CNS ischemic diseases.

Modèle de rat de Photochimiquement induite postérieur neuropathie optique ischémique

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotopic abdominale Coeur / Transplantation pulmonaire simple dans une configuration de volume chargé

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Démonstration de la peau plaies Modèle Rat ischémique

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

In Vitro Model of Coronary Angiogenesis

Here, we describe an in vitro culture assay to study coronary angiogenesis. Coronary vessels feed the heart muscle and are of clinical importance. Defects in these vessels represent severe health risks such as in atherosclerosis, which can lead to myocardial infarctions and heart failures in patients. Consequently, coronary artery disease is one of the leading causes of death worldwide. Despite its clinical importance, relatively little progress has been made on how to regenerate damaged coronary arteries. Nevertheless, recent progress has been made in understanding the cellular origin and differentiation pathways of coronary vessel development. The advent of tools and technologies that allow researchers to fluorescently label progenitor cells, follow their fate, and visualize progenies in vivo have been instrumental in understanding coronary vessel development. In vivo studies are valuable, but have limitations in terms of speed, accessibility, and flexibility in experimental design. Alternatively, accurate in vitro models of coronary angiogenesis can circumvent these limitations and allow researchers to interrogate important biological questions with speed and flexibility. The lack of appropriate in vitro model systems may have hindered the progress in understanding the cellular and molecular mechanisms of coronary vessel growth. Here, we describe an in vitro culture system to grow coronary vessels from the sinus venosus (SV) and endocardium (Endo), the two progenitor tissues from which many of the coronary vessels arise. We also confirmed that the cultures accurately recapitulate some of the known in vivo mechanisms. For instance, we show that the angiogenic sprouts in culture from SV downregulate COUP-TFII expression similar to what is observed in vivo. In addition, we show that VEGF-A, a well-known angiogenic factor in vivo, robustly stimulates angiogenesis from both the SV and Endo cultures. Collectively, we have devised an accurate in vitro culture model to study coronary angiogenesis.

In vitro models of coronary angiogenesis can be utilized for the discovery of the cellular and molecular mechanisms of coronary angiogenesis. In vitro explant cultures of sinus venosus and endocardium tissues show robust growth in response to VEGF-A and display a similar pattern of COUP-TFII expression as in vivo.

Modèle in Vitro de l’angiogenèse coronaire

Here, we describe an in vitro culture assay to study coronary angiogenesis. Coronary vessels feed the heart muscle and are of clinical importance. Defects ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modèle de transplantation pulmonaire chez le rat de lésions d’ischémie chaude / reperfusion : optimisations pour améliorer les résultats

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

<meta charset="utf8"></head><body>Surveillance en temps réel de la dynamique cellulaire dans la transplantation pulmonaire de souris

Intravital Two-Photon Microscopy of the Transplanted Mouse Lung

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by crosstalk between donor and recipient cells. A better understanding of these processes relies on the use of preclinical animal models and is aided by an ability to study intra-graft immune cell trafficking in real-time. Intravital two-photon microscopy can be used to image tissues and organs for depths up to several hundred microns with minimal photodamage, which affords a great advantage over single-photon confocal microscopy. Selective use of transgenic mice with promoter-specific fluorescent protein expression and/or adoptive transfer of fluorescent dye-labeled cells during intravital two-photon microscopy allows for the dynamic study of single cells within their physiologic environment. Our group has developed a technique to stabilize mouse lungs, which has enabled us to image cellular dynamics in na&#239;ve lungs and orthotopically transplanted pulmonary grafts. This technique allows for detailed assessment of cellular behavior within the vasculature and in the interstitium, as well as for examination of interactions between various cell populations. This procedure can be readily learned and adapted to study immune mechanisms that regulate inflammatory and tolerogenic responses after lung transplantation. It can also be expanded to the study of other pathogenic pulmonary conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>Pleins feux sur l’auteur : Faire progresser l’immunologie de la transplantation pulmonaire grâce à l’imagerie intravitale

Here, we present a protocol to intravitally image the transplanted mouse left lung using two-photon microscopy. This represents a valuable tool for studying cellular dynamics and interactions in real-time following murine lung transplantation.

Microscopie intravitale à deux photons du poumon de souris transplanté

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by ...