Nous remercions Aida de la Cruz pour le développement et l&#39;enseignement du protocole original sur lequel cette version est basée 10. Le travail dans le Buttitta Lab est soutenu par NIH GM086517.

1. Fly élevage <ol><li> Cross vole de génotypes désirés dans des flacons en plastique étroites avec 10 ml de levure Glucose Moyen 3 ou d&#39;autres médias riches en protéines de votre choix. Les nombreux outils transgéniques Drosophila disponibles pour l&#39;expression spécifique du tissu et de la lignée de traçage avec l&#39;expression de la protéine fluorescente in vivo sont décrits en détail ailleurs 4,5. Transfert aux parents de flacons frais quotidiens d&#39;obtenir des séries de 24 h collections de la descendance, ou pour la stadification plus précise, recueillir des embryons sur des plaques d&#39;agar-agar et transférer larve nouvellement éclos dans des flacons comme décrit 10. Pour assurer des conditions uniformes à travers les expériences et éviter la surpopulation, le nombre total de descendants F1 dans un seul flacon ne doit pas être plus de 100. Selon la conception génétique de l&#39;expérience, mettre les flacons dans un incubateur approprié jusqu&#39;à ce que le stade de développement souhaité. </li><li> Recueillir les animaux de laboratoire: vous devrez larves matures à la 3 e larvairestade (L3) à environ 110-120 heures de développement pour les dissections larvaires ou blanc prepupa (WPP) pour la mise en scène nymphe précis. Les changements du cycle cellulaire dramatiques, y compris le passage à un état ​​de non-prolifération se produisent à timepoints distinctes au cours de métamorphose 12,13. C&#39;est pourquoi la mise en scène correcte de pupe (à 1 h de développement) est essentielle pour les données du cycle cellulaire reproductibles lors de la métamorphose. WPP correspond à 0 h après la formation pupe (0 h APF), comme illustré à la figure 1, tableau I. Recueillir WPP dans un 35 mm boîte de Pétri sur un Kimwipe plié humide avec 2,5 ml d&#39;eau pour maintenir une certaine humidité. Age chrysalide jusqu&#39;à ce stade (heures APF) souhaitée à la température appropriée. Notez que le développement se poursuit 1,2 fois plus rapide à 29 ° C et 2,2 fois plus lentement à 18 ° C qu&#39;à la norme 25 ° C 14. </li><li> Animaux de choc thermique pour activer choc thermique flipase (hs-FLP) induite par recombinaison pour la lignée de traçage clones si nécessaire 9,11. Pour le choc thermique de la larve, plongezfioles dans un bain d&#39;eau (réglé à 37 ° C) et d&#39;assurer les larves sont complètement immergés. Pour le choc thermique de nymphe, sceller la boîte de Pétri avec du Parafilm et entièrement plonger dans le bain-marie. Veillez à retirer Parafilm après le choc thermique, afin de permettre l&#39;échange d&#39;oxygène suffisante pour la survie de l&#39;animal. Durée de la thermo-choc dépend de l&#39;activité du transgène flipase utilisée et le nombre de clones souhaités. Nous utilisons régulièrement 7-8 min pour induire &quot;FlipOut&quot; lignée de traçage clones 15 dans les larves avec le hs-FLP transgène sur le premier chromosome et 2-4 min pour un choc thermique de pupes dans des boîtes de 35 mm, tandis que le hs-FLP transgène sur le second chromosome nécessite une 20 min. choc thermique afin d&#39;obtenir le même nombre de clones. </li></ol> Le taux de division cellulaire et le calendrier de dissection détermine la taille du clone dans chaque tissu. Dans des conditions normales, nous constatons que les clones induits dans l&#39;aile larvaire avec un choc thermique de 20 min (en utilisant le hs-FLP transgène sur le deuxième chromosome) et dissectionTED 48 heures plus tard, contenir environ 20-30 clones bien séparées avec des tailles allant de 10 cellules par clone à deux cellules par clone, avec une moyenne autour de quatre cellules par clone. En revanche, à 7 min de choc thermique avec le même hs-FLP transgène de pupes dans une boîte de Petri à 0 h APF disséqué 36 heures plus tard, les rendements des clones bien séparées (environ 15-25) allant de un à quatre cellules avec une moyenne de 2,2 cellules par clone. Ces données peuvent être utilisées pour déterminer le temps de doublement des cellules moyenne pour le tissu en cours d&#39;étude. 2. Dissection <ol><li> Transférer délicatement les larves / nymphes à un plat de dissection en verre transparent contenant du PBS 1X. </li><li> En utilisant une lumière du microscope et un grand dissection, saisir délicatement une larve par l&#39;abdomen avec un Inox forte # 5 pince, couper le tiers antérieur avec micro-ciseaux, et inverser le tiers antérieur en poussant vers l&#39;intérieur de la zone de la bouche vers le postérieur tout en maintenant la larve cuticule stable (figure 1A). Retirez délicatement opaque corps gras et un intestin restant pour augmenter la visibilité des tissus désirés, tels que les ailes, les yeux ou le cerveau. Disséquer les tissus souhaités; enlever proprement ailes de la trachée et les cuticules avec une pince, les yeux de la bouche des crochets ou le cerveau des yeux (figure 1G). </li><li> Pour disséquer chrysalide; utiliser une pince pour saisir délicatement une nymphe de la pointe antérieure de la coque de nymphose où il ya une bulle d&#39;air, pour éviter d&#39;endommager la pupe à l&#39;intérieur (figure 1C). Forceps ou de micro-ciseaux dans la main opposée peuvent être utilisés pour aider à la nymphe flottante pour saisir appropriée. Proprement couper à travers l&#39;extrémité postérieure de la nymphe avec micro-ciseaux. Cette réduction de section transversale doit être faite à un léger angle vers la partie dorsale de l&#39;animal, pour libérer la pression interne sans forcer la graisse dans les tissus histolyzed souhaités dans le thorax et de la tête. Découpez soigneusement le long de la dorsale médiane, en évitant les ailes et le complexe oeil-cerveau antérieur. Retirez délicatement la nymphe de la chrysalidecas en saisissant le bord postérieur de l&#39;épiderme nymphe et le tirant hors de la coque de nymphose (figure 1D). Percez un petit trou dans la partie antérieure de la cuticule au complexe oeil-cerveau avec une pince. En utilisant une pipette Pasteur en verre avec une poire en caoutchouc, lavez doucement solution de dissection PBS à travers la nymphe partiellement disséqué pour enlever la graisse histolyzed et n&#39;importe quel tissu de l&#39;intestin restant. Cette lubrifie également efficacement la pipette en verre avec des lipides et des protéines, ce qui diminue l&#39;incidence de tissus disséqués de coller à l&#39;intérieur de la pipette de verre plus tard. </li><li> Pour obtenir des ailes chrysalide, la cuticule enveloppant l&#39;aile et l&#39;aile elle-même doit être fouillait de la pupe (figure 1E). Cela peut être fait en tenant la pupe par la tête avec une pince tout en utilisant une autre pince pour saisir soit la pointe la plus postérieure de la cuticule aile et en tirant ou manoeuvrer le pince sous l&#39;aile près de la charnière avant de déloger du côté de la carcasse (Figure 1E). L&#39;aile peut alors être coupée ou déchirée à la charnière pour le retirer du corps et le mettre dans une pile à une distance de la carcasse et d&#39;autres documents. </li><li> Pour obtenir yeux pupes ou le cerveau, laver la chrysalide jusqu&#39;à ce que le complexe oeil-cerveau devient délogé et libre de la pupe (figure 1F, 1H). En utilisant une pince, tirez doucement l&#39;œil nymphe loin du cerveau et sauvegarder le tissu désiré. </li><li> Ne pas prendre plus de 45 minutes pour disséquer chaque échantillon, les résultats deviennent moins précis des cellules plus longues sont laissés dans PBS après l&#39;ouverture des animaux. </li></ol> 3. Tissue dissociation et de l&#39;ADN coloration <ol><li> Utilisation d&#39;une pipette Pasteur lubrifié, transférer soigneusement les tissus disséqués dans 0,5 ml de solution de coloration d&#39;ADN en direct dans un tube en polystyrène de 5 ml (figure 1G). Transfert aussi peu PBS que possible (moins de 300 pi) dans la solution de coloration de l&#39;ADN, la dilution de la trypsine va inhiber la dissociation des tissus. </li><li> Incuber les tubes avec Shaking à 23 ° C à 500 rpm (nous utilisons un Eppendorf Thermomixer). </li><li> Incuber pendant 70 min, puis vortex doucement pendant 5 secondes à une vitesse moyenne (valeur 5). Vortex excessive entraînera la rupture des cellules et des débris forme, tandis que la sous-vortex mènera à des amas de cellules. Remettre les échantillons à des secousses à 23 ° C à 500 rpm pendant 15 à 20 minutes supplémentaires avant de les vortex une fois de plus pendant 5 secondes à la vitesse 5. </li><li> Pour cerveau et des yeux pupes de plus de 36hAPF, un protocole modifié est nécessaire. Dissocier les tissus de l&#39;ADN Solution Stain à 23 ° C à 500 rpm pendant 45-60 min à 1,7 microtubes ml. Puis, un par un, manuellement dissocier de grands morceaux de tissu en transférant à plat disséquer avec environ 50 ul ADN Solution Stain et rapide de pipetage de haut en bas avec une pipette Pasteur tiré manuellement 16 (sur environ 100-150 ouverture de um). Transférer chaque échantillon dissocié avec le reste de la 0,5 ml de solution de coloration d&#39;ADN dans un tube de 5 ml. Incuber un montant supplémentaire de 45-30 Min (jusqu&#39;à 90 min de temps d&#39;incubation total) à 23 ° C sous agitation à 500 rpm jusqu&#39;à ce que des touffes ne sont plus visibles. </li><li> Entièrement échantillons dissociés devraient avoir très peu de gros morceaux visibles de tissu, bien noter que la cuticule de l&#39;aile nymphe transparent acellulaire sera pas dissociable. </li></ol> 4. cytométrie en flux <ol><li> Allumez le cytomètre Attune et ouvrez le logiciel Attune. Les lasers de cytomètre doivent être activés via le menu de démarrage, et un test de performances quotidiennes doivent être effectuées avec des performances Perles de suivi avec des scores adéquats avant chaque jour de l&#39;acquisition des données. les niveaux de liquide doit être au moins à moitié plein et des déchets vidés avant le test de performance. Détails pour le démarrage, l&#39;étalonnage et le bon fonctionnement de la Attune peuvent être trouvés dans le Guide de l&#39;utilisateur Attune ( <a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf" target="_blank">http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf</a> ) </li><li> Concevoir un nouveau template en créant 4 parcelles de points et 2 histogrammes dans un espace vide avec les paramètres indiqués à la section 4.3, ou sélectionnez un modèle conçu précédemment adapté à l&#39;expérience, et indiquer le nombre d&#39;échantillons à prélever. Nous avons fourni des modèles Attune (fichiers à obtenir le format.) Pour l&#39;analyse du cycle cellulaire chez la drosophile en direct avec Vybrant DyeCycle Violet et GFP ou expression DP à l&#39;annexe I. </li><li> Les modèles fournis comprennent quatre parcelles de points et deux histogrammes avec les paramètres indiqués dans la figure 2. Les canaux de détection comprennent: FSC et SSC - diffusion vers l&#39;avant et la diffusion latérale indiquant la taille des cellules et de la complexité de la membrane, VL1 hauteur (H), la largeur (W) et la zone (A) - indiquant une excitation laser violet de DyeCycle Violet coloration l&#39;ADN, et BL1 -A - Bleu Canal 1 Zone laser, indiquant fluorescence de la GFP. Le modèle fourni pour l&#39;analyse DP est identique à la matrice pour analyse GFP, si ce n&#39;est qu&#39;elle utilise le canal de laser Blue 3 (BL3-A), qui est optimisationzed pour la détection DP. </li><li> Les parcelles de points dans les modèles présentent des grilles de limiter l&#39;analyse aux populations souhaitées de limiter les débris et amas cellulaire de l&#39;analyse (Figure 2). Porte 1 exclut les débris et les mottes sur la base de SSC vs FSC (figure 2A). Porte 2 exclut les cellules non colorées, sous les cellules apoptotiques G1 et amas de cellules basées sur l&#39;identification des maillots (VL1Area vs VL1Width) (figure 2B). Porte 3 est une porte dérivée, englobant des cellules dans les portes 1 et 2, et identifie GFP (ou DP) cellules négatives fonction de la teneur d&#39;ADN basé sur VL1Height (figure 2C). Porte 4 est une porte dérivée, englobant des cellules dans les portes 1 et 2, et identifie GFP (ou DP) des cellules positives fonction de la teneur d&#39;ADN (figure 2C). Dot parcelles de la taille des cellules, mesurée par la GFP (ou DP) vs diffusion vers l&#39;avant (FSC) sont utilisés pour générer Gates, 5 et 6 (figure 2D). Les deux teneur en ADN de la parcelle histogrammes sur le comptage d&#39;axe X et la cellule sur la Y-axis pour les populations définies par la porte 3 et la porte 4. (Figure 2E et 2F) histogrammes peuvent également être inclus pour la taille des cellules, si désiré (non représenté). Pour les histogrammes de la taille des cellules, les populations doivent être mis à portes 5 et 6, traçant FSC sur l&#39;axe X et compte sur l&#39;axe des ordonnées. </li><li> Réglez l&#39;enregistrement de s&#39;arrêter à 10.000 événements GFP-positives ou DP (ce sera la porte 4, la Porte dérivé de la Porte 1, Porte 2 et la porte positif GFP ou DP). Varie de 6.000 - 10.000 événements positifs de la GFP ont toujours été l&#39;objectif de publication des profils de qualité 9,11. Nous vous suggérons d&#39;utiliser un minimum de 15 ailes ou des yeux, qui sont environ 50% GFP positive à obtenir suffisamment Porte 4 événements pour 10 profils de haute qualité. Cependant, nous avons réussi à obtenir des données claires pour l&#39;analyse préliminaire du cycle cellulaire d&#39;aussi peu que 6 ailes (figure 3A). Régler le volume d&#39;acquisition de 300 pi, cela va utiliser environ 460 pi du total échantillon de 0,5 ml. Table 2 montre les paramètres de seuil et de tension appropriées prévues dans le modèle de l&#39;exemple de la figure 2. </li><li> Exécuter des échantillons à sensibilité standard ou haute sensibilité 100 pi / min et d&#39;enregistrement. Nous trouvons peu ou pas de différence dans notre analyse avec les différents niveaux de sensibilité. En raison de la focalisation acoustique des cellules, ce cytomètre peut mesurer avec précision des échantillons à des débits très élevés. Contrairement cytometers traditionnels, nous ne trouvons aucune compromission des données par l&#39;acquisition à des vitesses jusqu&#39;à 1.500 événements par seconde. Les fichiers de données enregistrés générés par le logiciel Attune sont au format. FCS, qui est compatible avec la plupart des logiciels de modélisation du cycle cellulaire. </li></ol> 5. Analyse des données <ol><li> Histogrammes de la taille des cellules et le contenu de l&#39;ADN pour la GFP (ou RFP) populations positives et négatives peuvent être comparés. Ils peuvent être superposés manuellement en copiant et collant l&#39;aide du logiciel Adobe Photoshop. Si l&#39;axe des y est automatique, l&#39;axe Y va évoluer avec l&#39;highest comptage pour chaque échantillon. Superposer deux graphiques avec le jeu de l&#39;axe Y à l&#39;échelle automatique crée une superposition des histogrammes avec les axes définis pour le maximum global pour chaque population. Ceci permet une comparaison visuelle facile pour les changements relatifs dans le cycle cellulaire en phase, même si le nombre total de cellules de GFP positives et négatives populations GFP ne sont pas équivalentes (par exemple dans la figure 3B). Alternativement, une mesure ordonnée (option manuelle axe Y) peut être réglé à une valeur fixe pour les histogrammes. Dans ce cas, le nombre de cellules relatives de deux populations peuvent être comparés. Comme le Attune utilise un volume défini de l&#39;échantillon par cycle, la quantification absolue des cellules pour chaque course, dans chaque porte avec des pourcentages de la population totale, peut être obtenu à partir du tableau des statistiques générées automatiquement lors de la course à l&#39;espace de travail (exemple de la figure 3F ). Parcelles et des histogrammes point peut également être facilement superposées dans le logiciel Attune, par simple glisser-déposer différents échantillons de ee menu fichier d&#39;exemple à droite sur le graphique désiré d&#39;un échantillon ouvert pour la comparaison. Cependant, pour superposer des sous-populations à partir d&#39;un seul échantillon (c.-à-GFP positive et négative GFP dans le même échantillon), nous utilisons Photoshop. </li><li> Deux méthodes peuvent être utilisées pour trouver des pourcentages relatifs aux différentes phases du cycle cellulaire d&#39;une population. La méthode de l&#39;approximation repose sur les régions définies par l&#39;utilisateur pour définir les limites de G1, S, G2 et G2&gt; pics. Cette méthode permet estimations rapides et faciles des pourcentages dans les régions définies par l&#39;utilisateur (figure 3F). Nous avons mis nos régions fondée sur un test direct avec les cellules de drosophile Kc, étiqueté pour la phase S en utilisant Ethynyl-uridine (EDU) incorporation. La deuxième méthode utilise troisième logiciel de modélisation de partie pour l&#39;estimation de la distribution du cycle cellulaire. Nous avons utilisé le logiciel ModFitLT (Verity Software House), par exemple, dans la figure 3F. </li></ol>

<ol>
	<li>Nunez, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+measurement+and+cell+cycle+analysis+by+flow+cytometry.">DNA measurement and cell cycle analysis by flow cytometry.</a> Curr. Issues Mol. Biol. 3, 67-70 (2001).</li><li>Rabinovitch, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+content+histogram+and+cell-cycle+analysis.">DNA content histogram and cell-cycle analysis.</a> Methods Cell Biol. 41, 263-296 (1994).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+the+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: the laboratory setup.</a> CSH Protoc. , pdb ip34 (2007).</li><li>del Valle Rodriguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila.">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nat. Methods. 9, 47-55 (2012).</li><li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GAL4+system+in+Drosophila:+a+fly+geneticist's+Swiss+army+knife.">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34, 1-15 (2002).</li><li>McGuire, S. E., Mao, Z., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+gene+expression+targeting+with+the+TARGET+and+gene-switch+systems+in+Drosophila.">Spatiotemporal gene expression targeting with the TARGET and gene-switch systems in Drosophila.</a> Sci STKE. 2004, pl6 (2004).</li><li>Calvi, B. R., Lilly, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+BrdU+labeling+and+nuclear+flow+sorting+of+the+Drosophila+ovary.">Fluorescent BrdU labeling and nuclear flow sorting of the Drosophila ovary.</a> Methods Mol. Biol. 247, 203-213 (2004).</li><li>Bjorklund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+pathways+regulating+cell+size+and+cell-cycle+progression+by+RNAi.">Identification of pathways regulating cell size and cell-cycle progression by RNAi.</a> Nature. 439, 1009-1013 (2006).</li><li>Neufeld, T. P., de la Cruz, A. F., Johnston, L. A., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+growth+and+cell+division+in+the+Drosophila+wing.">Coordination of growth and cell division in the Drosophila wing.</a> Cell. 93, 1183-1193 (1998).</li><li>de la Cruz, A. F., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+cytometric+analysis+of+Drosophila+cells.">Flow cytometric analysis of Drosophila cells.</a> Methods Mol. Biol. 420, 373-389 (2008).</li><li>Reis, T., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negative+regulation+of+dE2F1+by+cyclin-dependent+kinases+controls+cell+cycle+timing.">Negative regulation of dE2F1 by cyclin-dependent kinases controls cell cycle timing.</a> Cell. 117, 253-264 (2004).</li><li>Milan, M., Campuzano, S., Garcia-Bellido, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+cycling+and+patterned+cell+proliferation+in+the+Drosophila+wing+during+metamorphosis.">Cell cycling and patterned cell proliferation in the Drosophila wing during metamorphosis.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 93, 11687-11692 (1996).</li><li>Schubiger, M., Palka, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changing+spatial+patterns+of+DNA+replication+in+the+developing+wing+of+Drosophila.">Changing spatial patterns of DNA replication in the developing wing of Drosophila.</a> Dev. Biol. 123, 145-153 (1987).</li><li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila; A laboratory handbook. , (1989).</li><li>Theodosiou, N. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+FLP/FRT+system+to+study+Drosophila+development.">Use of FLP/FRT system to study Drosophila development.</a> Methods. 14, 355-365 (1998).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Su, T. T., Sprenger, F., DiGregorio, P. J., Campbell, S. D., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P.H+Exit+from+mitosis+in+Drosophila+syncytial+embryos+requires+proteolysis+and+cyclin+degradation,+and+is+associated+with+localized+dephosphorylation.">P.H Exit from mitosis in Drosophila syncytial embryos requires proteolysis and cyclin degradation, and is associated with localized dephosphorylation.</a> Genes. Dev. 12, 1495-1503 (1998).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Le protocole décrit ici permet une analyse de cycle cellulaire, la taille relative de la cellule et le nombre relatif de cellules dans les tissus vivants drosophile à différents stades de développement. Lorsque cette analyse est couplée avec l&#39;expression de la protéine fluorescente spécifique du type de cellule ou lignée de traçage, des informations détaillées peuvent être obtenues sur les réponses cellulaires au cycle cellulaire discrète ou perturbations de croissance. Comme preuve de princip...

La cytométrie en flux est utilisée pour les mesures de viabilité des cellules, la taille des cellules par rapport, le contenu de ADN et l&#39;expression de la protéine fluorescente dans les populations de cellules vivantes. En raison de la réplication de l&#39;ADN nucléaire au cours de la phase S, des informations sur la teneur en ADN dans une population de cellules peuvent être utilisées pour déduire pourcentages relatifs aux différentes phases du cycle cellulaire 1-3. Cette méthode est devenue une pierre angulaire de l&#39;analyse du cycle cellulaire dans des systèmes modèles de la levure aux mammifères. La mouche Drosophila melanogaster est devenu un excellent modèle pour génétique analyses in vivo de la régulation du cycle cellulaire. Les outils génétiques disponibles dans de vastes mouches permettent des manipulations tissu élégant précis et régulé temporellement des régulateurs du cycle cellulaire ainsi que dans la lignée à base de protéine fluorescente in vivo traçage 4-6. La cytométrie en flux a été utilisée pour étudier la teneur en ADN dans un certain nombre de types de cellules de drosophile, y compris endoreplet les cellules en mitose culture intoxicantes 7,8. Une avancée importante pour les études du cycle cellulaire in vivo a été faite par de la Cruz et Edgar, avec l&#39;élaboration d&#39;un protocole pour l&#39;analyse par cytométrie de flux de diploïdes direct drosophile imaginales disques 9,10, un protocole qui a été utilisé et adapté par de nombreux laboratoires. Cette technique, couplée avec génétique dans la lignée vivo traçage via l&#39;expression de la protéine fluorescente inductible et l&#39;étiquetage spécifique des tissus, permet d&#39;obtenir des informations sur les effets de manipulation génétique sur le temps de doublement des cellules dans l&#39;ensemble, la taille des cellules et de déterminer le moment précis de phases du cycle cellulaire in vivo 9 , 11. Cependant cette méthode n&#39;a jusqu&#39;à présent compté sur l&#39;utilisation de la cellule perméable Hoechst 33342 de colorant intercalant d&#39;ADN pour colorer et quantifier l&#39;ADN dans des cellules vivantes, ce qui a limité les utilisateurs de s&#39;écouler cytomètres avec un laser UV capable d&#39;exciter le colorant Hoechst. Ceux-ci se trouvent généralement que dans trieurs (c. BD FACS Vantage, BD FACSAria) ou coûteux systèmes de paillasse multicolore (c.-à-BD LSR), nécessitant habituellement un soutien par institutionnels installations de base de flux. Nous avons modifié le protocole Hoechst basée à utiliser un nouveau colorant de l&#39;ADN des cellules vivantes chez Invitrogen, Vybrant DyeCycle Violet. Ce colorant est compatible avec un laser violet de 405 nm, plus fréquente chez les petits analyseurs de paillasse et disponible dans le petit analyseur de paillasse autonome, l&#39;acoustique Attune concentrer Cytometer. Nous présentons ici un protocole détaillé pour l&#39;analyse du cycle cellulaire qui peut être couplé avec le type de cellule, la taille de la cellule, le nombre de cellules et l&#39;analyse de la lignée dans une variété de tissus drosophile à divers stades de développement utilisant DyeCycle Violet et le Attune. Ce protocole étend le nombre de cytometers appropriés pour une telle analyse avec des tissus chez la drosophile et fournit des exemples de ce type d&#39;analyse du cycle cellulaire en direct peut être modifié pour des types de tissus supplémentaires et des stades de développement.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 <td>Comments (optional)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>12x75 mm Polystyrene Round-Bottom 5 ml Test Tube </td>
 <td>BD Falcon </td>
 <td>352058 </td>
 <td>5 ml tubes</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Acoustic Focusing Cytometer</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4445315</td>
 <td>Blue / Violet configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Cytometer Software (version 1.2.5)</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>Free </td>
 <td>PC only</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Performance Tracking Beads (5 x 106 beads/ ml) </td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4449754 </td>
 <td>For daily performance test</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont #5 Inox forceps </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11251-20 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Embryo dishes 
 30 mm x 12mm </td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>70543-30 </td>
 <td>Glass dissection dishes </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Eppendorf Thermomixer</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>022670051 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin-EDTA Solution (10x)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>T4174 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vannas-T&uuml;bingen Spring Scissors </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>15003-08 </td>
 <td>Straight 5mm Cutting Edge </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vybrant DyeCycle Violet Stain</td>
 <td>Life Technologies/ Invitrogen</td>
 <td>V35003 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Required reagents and instruments.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Live DNA Stain Solution (10 ml):
 1 ml 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2) 
 9 ml 10X Trypsin-EDTA (Sigma) 
 5 &mu;l Invitrogen Vybrant DyeCycle Violet (note that this is 0.25X the recommended concentration for mammalian cells. We find that higher concentrations are toxic to Drosophila cells.)
 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2): 1.37M NaCl, 27 mM KCl, 100mM Na2HPO4 (dibasic), 20mM KH2PO4 (monobasic) adjusted to pH 7.2
 </td>
</tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td>FSC</td>
 <td>SSC</td>
 <td>BL1</td>
 <td>VL1</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Threshold (x1000)</td>
 <td>100</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Voltage (mV)</td>
 <td>2950</td>
 <td>4250</td>
 <td>1800</td>
 <td>1150</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>
Table 2. Threshold and voltage setting for the analysis in Figure 2.</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

live cell cycle analysis of drosophila tissues using the attune acoustic focusing cytometer and vybrant dyecycle violet dna stain

La cytométrie en flux a été largement utilisé pour obtenir des informations sur le contenu de l&#39;ADN dans une population de cellules, de déduire pourcentages relatifs aux différentes phases du cycle cellulaire. Cette technique a été étendu avec succès aux tissus de la mitose de l&#39;organisme modèle Drosophila melanogaster pour les études génétiques de la régulation du cycle cellulaire in vivo. Lorsqu&#39;il est couplé avec l&#39;expression de la protéine fluorescente spécifique de type cellulaire et les manipulations génétiques, on peut obtenir des informations détaillées sur les effets sur le nombre de cellules, la taille des cellules et cycle cellulaire élimination in vivo. Cependant, cette méthode cellules vivantes a misé sur l&#39;utilisation de la cellule perméable Hoechst 33342 DNA-intercalant, limitant les utilisateurs à cytomètres équipé d&#39;un laser UV. Nous avons modifié ce protocole à utiliser un colorant plus récent ADN des cellules vivantes, Vybrant DyeCycle Violet, compatible avec le laser violet 405nm plus commun. Le protocole présenté ici permet une analyse du cycle cellulaire efficace couplé avec cellulele type, la taille relative de la cellule et des informations de nombre de cellules, dans une variété de tissus de Drosophila. Ce protocole étend la technique utile du cycle cellulaire d&#39;analyse des tissus vivants drosophile à un petit analyseur de paillasse, le Attune acoustique Cytometer mise au point, qui peut être exécuté et maintenu sur une échelle unique laboratoire.

La figure 2 montre des résultats représentatifs d&#39;un échantillon d&#39;aile larvaire, exprimant la GFP dans la moitié postérieure du tissu, en utilisant le modèle de GFP fourni. Des résultats similaires sont obtenus avec le même type de tissu et le modèle d&#39;expression pour DP en utilisant le modèle DP fourni (figure 3A). Les modèles et les tensions fournies (tableau 2) sont adaptés à l&#39;analyse des yeux larvaires (figure 3B), la cervelle et les a...

Watch this Scientific Journal Video about Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain at JoVE.com

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Un protocole pour l&#39;analyse du cycle cellulaire de vivants<em&gt; Drosophila</em&gt; Tissus en utilisant le Attune acoustique Cytometer mise au point est décrit. Ce protocole fournit simultanément des informations sur la taille relative de la cellule, le nombre de cellules, la teneur en ADN et le type de cellule via lignée de traçage ou de l&#39;expression tissulaire spécifique des protéines fluorescentes<em&gt; In vivo</em&gt;.

De cellules vivantes analyse du cycle de<em&gt; Drosophila</em&gt; Tissus en utilisant le Attune acoustique Cytometer Concentrer et Vybrant DyeCycle ADN Violet Stain

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

live-cell-cycle-analysis-drosophila-tissues-using-attune-acoustic

Research

JoVE Journal

Biology

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

13.5K vues.  University of Michigan. Un protocole pour l'analyse du cycle cellulaire de vivants Drosophila Tissus en utilisant le Attune acoustique Cytometer mise au point est décrit. Ce protocole fournit simultanément des informations sur la taille relative de la cellule, le nombre de cellules, la teneur en ADN et le type de cellule via lignée de traçage ou de l'expression tissulaire spécifique des protéines fluorescentes In vivo.

Vidéo: Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Imagerie de la migration en direct des cellules gliales dans le disque Eye drosophile Imaginal

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Recherche

Biologie

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as tissue morphogenesis, cell-cell adhesion, or cell death. Drosophila embryos expressing GFP are readily imaged using either stereoscopic or confocal microscopy. A goal of any live-imaging protocol is to minimize detrimental effects such as dehydration and hypoxia. Previous protocols for preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis have involved placing dechorionated embryos in halocarbon oil and sandwiching them between a halocarbon gas-permeable membrane and a coverslip1-3. The introduction of compression through mounting embryos in this manner represents an undesirable complication for any biomechanical-based analysis of morphogenesis. Our method, which we call the hanging drop protocol, results in excellent viability of embryos during live imaging and does not require that embryos be compressed. Briefly, the hanging drop protocol involves the placement of embryos in a drop of halocarbon oil that is suspended from a coverslip, which is, in turn, fixed in position over a humid chamber. In addition to providing gas exchange and preventing dehydration, this arrangement takes advantage of the buoyancy of embryos in halocarbon oil to prevent them from drifting out of position during timelapse acquisition. This video describes in detail how to collect and prepare Drosophila embryos for live imaging using the hanging drop protocol. This protocol is suitable for imaging dechorionated embryos using stereomicroscopy or any upright compound fluorescence microscope.

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

A simple, inexpensive, and effective method of preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis is presented. Our protocol provides humidity and gas exchange and does not compress the Drosophila embryo. This method is suitable for GFP-based live imaging of Drosophila embryos using a stereomicroscope or upright compound microscope.

La préparation des Drosophile Les embryons destinés à Live-imagerie utilisant le protocole goutte suspendue

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as ...

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

En direct de l&#39;imagerie Drosophila melanogaster Migrations hémocytaires embryonnaires

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

Analyse de la situation du cycle cellulaire dans les cellules de mammifères

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

Assessment of GFP Expression and Viability Using the Tali Image-Based Cytometer

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide different information. Flow cytometry gives quantitative multi-parametric information about physical characteristics and staining or expression, but doesn't allow for visualization. Stand-alone fluorescence microscopy provides visual data, but doesn't allow for straightforward quantitative measurements1.
Image-based cytometry bridges the gap between these two methods, enabling the quick visualization and simultaneous quantitative analysis of thousands of cells in heterogeneous populations2. Here, we present a method for performing cell viability and green fluorescent protein (GFP) expression assays using the Tali Image-Based Cytometer3. The Tali instrument is a 3-channel (bright field, green fluorescence, red fluorescence) benchtop assay platform that offers several advantages over flow cytometry and fluorescence microscopy. The Tali cytometer is less expensive, takes up less bench space, requires less maintenance, and the work flow has been simplified so that the operation and analysis is much simpler and quicker. The Tali cytometer is capable of performing a range of suspension cell-based assays, including GFP and red fluorescent protein (RFP) expression, apoptosis4-6 and cell viability analysis with propidium iodide (PI)7-11.
Here, we demonstrate the use of the Tali instrument in performing a cell viability assay in cells expressing GFP. GFP-transduced cells are stained using the Tali Viability Kit - Dead Cell Red. The cells are then pipetted into a Tali Cellular Analysis Slide and loaded into the cytometer. Bright field, red fluorescence and green fluorescence images are captured and analyzed using assay specific algorithms. Histograms are then generated to display cell size, PI fluorescence intensity, and GFP fluorescence intensity. These parameters can then be thresholded to home in on a specific cell population.
A side-by side comparison of the Tali Image-Based Cytometer and traditional flow cytometry demonstrates that the two methods provide comparable data regarding cell viability and protein expression. However, the Tali instrument provides additional visual information about the cell population that cannot be obtained using a flow cytometer.

This protocol describes how to perform cell viability and fluorescence expression assays using the Tali Image-Based Cytometer.

Evaluation de l&#39;expression de GFP et viabilité en utilisant le Tali Image Based Cytomètre

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide ...

Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification

A rapid means of assessing reproductive status in rodents is useful not only in the study of reproductive dysfunction but is also required for the production of new mouse models of disease and investigations into the hormonal regulation of tissue degeneration (or regeneration) following pathological challenge. The murine reproductive (or estrous) cycle is divided into 4 stages: proestrus, estrus, metestrus, and diestrus. Defined fluctuations in circulating levels of the ovarian steroids 17-&beta;-estradiol and progesterone, the gonadotropins luteinizing and follicle stimulating hormones, and the luteotropic hormone prolactin signal transition through these reproductive stages. Changes in cell typology within the murine vaginal canal reflect these underlying endocrine events. Daily assessment of the relative ratio of nucleated epithelial cells, cornified squamous epithelial cells, and leukocytes present in vaginal smears can be used to identify murine estrous stages. The degree of invasiveness, however, employed in collecting these samples can alter reproductive status and elicit an inflammatory response that can confound cytological assessment of smears. Here, we describe a simple, non-invasive protocol that can be used to determine the stage of the estrous cycle of a female mouse without altering her reproductive cycle. We detail how to differentiate between the four stages of the estrous cycle by collection and analysis of predominant cell typology in vaginal smears and we show how these changes can be interpreted with respect to endocrine status.

Here, we describe how to identify the stage of the murine reproductive (proestrus, estrus, metestrus, or diestrus) by simple, non-invasive collection and cytological assessment of vaginal smear samples. We further describe how vaginal cytology reflects circulating hormonal levels underlying transition through the murine reproductive cycle.

De procéder au lavage vaginal, coloration au cristal violet et l&#39;évaluation cytologique vaginal pour Souris cycle œstral Staging identification

A rapid means of assessing reproductive status in rodents is useful not only in the study of reproductive dysfunction but is also required for the ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Vivre imagerie de dédouanement cellulaire par apoptose au cours<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryogenèse

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Drosophila eye is widely used as a model for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic recombination technique, elegant genetic screens based on clonal analysis have led to the identification of signaling pathways involved in eye development and photoreceptor (PR) differentiation at larval stages. We describe here the Tomato/GFP-FLP/FRT method, which can be used for rapid clonal analysis in the eye of living adult Drosophila. Fluorescent photoreceptor cells are imaged with the cornea neutralization technique, on retinas with mosaic clones generated by flipase-mediated recombination. This method has several major advantages over classical histological sectioning of the retina: it can be used for high-throughput screening and has proved an effective method for identifying the factors regulating PR survival and function. It can be used for kinetic analyses of PR degeneration in the same living animal over several weeks, to demonstrate the requirement for specific genes for PR survival or function in the adult fly. This method is also useful for addressing cell autonomy issues in developmental mutants, such as those in which the establishment of planar cell polarity is affected.

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Tomato/GFP-FLP/FRT method involves visualizing mosaic photoreceptor cells in living Drosophila. It can be used to follow individual photoreceptor cell fates in the retina for days or weeks. This method is ideal for studies of retinal degeneration and neurodegenerative diseases or photoreceptor cell development.

Le / GFP-FLP Méthode tomate / FRT pour l&#39;imagerie en direct de mosaïque adulte<em&gt; Drosophila</em&gt; cellules photoréceptrices

The Drosophila eye is widely used as a model  for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic  recombination technique, ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

Cytologique Analyse de la spermatogenèse: Préparatifs en direct et fixes de<em&gt; Drosophila</em&gt; Testicules

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Reduced-gravity Environment Hardware Demonstrations of a Prototype Miniaturized Flow Cytometer and Companion Microfluidic Mixing Technology

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If humans are to travel beyond low Earth orbit, a transition towards space-ready, point-of-care (POC) testing is required. Such testing needs to be comprehensive, easy to perform in a reduced-gravity environment, and unaffected by the stresses of launch and spaceflight. Countless POC devices have been developed to mimic laboratory scale counterparts, but most have narrow applications and few have demonstrable use in an in-flight, reduced-gravity environment. In fact, demonstrations of biomedical diagnostics in reduced gravity are limited altogether, making component choice and certain logistical challenges difficult to approach when seeking to test new technology. To help fill the void, we are presenting a modular method for the construction and operation of a prototype blood diagnostic device and its associated parabolic flight test rig that meet the standards for flight-testing onboard a parabolic flight, reduced-gravity aircraft. The method first focuses on rig assembly for in-flight, reduced-gravity testing of a flow cytometer and a companion microfluidic mixing chip. Components are adaptable to other designs and some custom components, such as a microvolume sample loader and the micromixer may be of particular interest. The method then shifts focus to flight preparation, by offering guidelines and suggestions to prepare for a successful flight test with regard to user training, development of a standard operating procedure (SOP), and other issues. Finally, in-flight experimental procedures specific to our demonstrations are described.

Spaceflight blood diagnostics need innovation. Few demonstrations have been published illustrating in-flight, reduced-gravity health diagnostic technology. Here we present a method for construction and operation of a parabolic flight test rig for a prototype point-of-care flow-cytometry design, with components and preparation strategies adaptable to other setups.

Gravité réduite manifestations Environnement matérielles d&#39;un cytomètre de flux et Compagnon microfluidique technologie de mélange prototype miniaturisé

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If ...