우리는 개발 버전이 10의 기반이되는 원래의 프로토콜을 가르치는 아이다 드 라 쿠 르스에 감사드립니다. Buttitta 연구소의 작품은 NIH 교부금 GM086517에 의해 지원됩니다.

1. 축산 비행 <ol><li> 크로스 10 ㎖ 효모 포도당 보통 3 또는 원하는 다른 단백질이 풍부한 미디어 좁은 플라스틱 병에서 원하는 유전자형의 파리. 생체 내 형광 단백질 발현과 추적 조직의 특정 표현과 혈통에 사용할 수있는 광범위한 초파리 유전자 변형 도구는 다른 4,5 자세히 설명되어 있습니다. 24 시간 자손 컬렉션 시리즈를 얻기 위해 매일 신선한 유리 병에 부모를 전송하거나 더 정확한 스테이징, 한천 플레이트에서 배아를 수집하고 10 설명 된대로 유리 병에 새로 부화 한 유충을 전송합니다. 실험을 통해 균일 한 조건을 보장하고 혼잡 방지하기 위해, 하나의 유리 병 F1 자손의 총 개수는 100 개 이하이어야한다. 실험의 유전 디자인에 따라 원하는 발달 단계까지 적절한 인큐베이터에 튜브를 유지합니다. </li><li> 실험 동물을 수집하여 제 3 애벌레 성숙한 유충이 필요합니다정확한 번데기 스테이징 애벌레의 해부 또는 흰색 prepupa (WPP)에 대한 개발 110-120에 대한 시간의 령 (L3). 비 증식 상태로 전환 등의 극적인 세포주기의 변화는 변태 12,13 동안 별개의 timepoints에서 발생합니다. 번데기의 따라서 정확한 스테이징 (개발 1 시간 이내) 변태 동안 재생 세포주기 데이터에 대한 필수적입니다. 그림 1과 같이 WPP (0 시간 APF) 번데기 형성 후 0 시간에 해당 패널의 I. 약간의 습도를 유지하기 위해 물 2.5 mL로 젖은 접힌 Kimwipe에 35mm 페트리 접시에 WPP를 수집합니다. 나이 번데기까지 적절한 온도 단계 (시간 APF) 원하는. 개발 29 1.2 배 빠른 속도로 진행합니다 18에서 더 느리게 ° C와 2.2 배 ° 표준 25 ° C 14에서보다 C. </li><li> 9,11가 필요한 경우 복제를 혈통 추적에 열 충격 flipase (HS-FLP)에 의한 재결합을 활성화하기 위해 열 충격 동물. 유충, 몰입의 열 충격물 목욕 (37 ° C로 설정) 및 유충을 확보에 유리 병이 완전히 빠져들 수 있습니다. 번데기의 열 충격, 파라 필름 완전히 물속에 그 물을 욕조에와 페트리 접시를 밀봉하십시오. 동물의 생존을위한 충분한 산소를 교환 할 수 있도록, 열 충격 후 파라 필름을 제거해야합니다. 열 충격의 기간은 flipase의 사용 유전자 원하는 클론의 수의 활동에 따라 달라집니다. 우리는 일상적으로 HS-FLP 유전자 동안에, HS-FLP 첫 번째 염색체에있는 유전자 35 밀리미터 요리 번데기의 열 충격에 대한 2-4 분에 유충의 클론에게 15 추적 혈통 &quot;flipout&quot;를 유도 7-8 분 사용 두 번째 염색체는 20 분을 필요로합니다. 열 충격 클론 비슷한 숫자를 얻었다. </li></ol> 세포 분열 및 해부의 시간의 비율은 각 조직에서 복제 크기를 결정합니다. 정상적인 조건에서, 우리는 클론 20 분 열 충격 (두 번째 염색체에 HS-FLP 유전자를 사용하여) dissec와 애벌레 날개에 유도 것을 발견테드 48 시간 후, 복제 당 네 개의 셀 주위에 평균과, 클론 당 10 세포 클론 당 두 개의 셀에 이르기까지 크기에 약 20 ~ 30도 분리 된 클론이 포함되어 있습니다. 반면, 0 시간 APF에서 배양 접시에있는 번데기의 동일한 HS-FLP 유전자를 가진 7 분 열 충격에 36 시간 이상 해부 수익률도 평균과 1 ~ 4 셀까지 (약 15-25) 클론을 분리 클론 당 2.2 세포. 이러한 데이터는 연구 결과에 따라 조직의 평균 셀 배가 시간을 결정하는 데 사용할 수 있습니다. 2. 해부 <ol><li> 부드럽게 1X PBS를 포함하는 투명 유리 해부 접시에 애벌레 / 번데기를 전송합니다. </li><li> 해부 현미경과 충분한 빛을 사용하여, 부드럽게, 선명 이녹스 5 forcep과 복부에 유충을 파악 마이크로 가위로 전방 제를 잘라 애벌레를 잡고 후방을 향해 입 영역을 안쪽으로 밀어 앞쪽에 세 번째 반전 표피 정상 (그림 1A). 조심스럽게 opaqu 제거전자 체지방과 같은 날개, 눈이나 뇌 원하는 조직의 가시성을 높이기 위해 남아있는 용기. 원하는 조직을 해부, 청결 포셉, 입 후크의 눈, 또는 눈 (그림 1G)의 뇌와 기관 및 표피에서 날개를 제거. </li><li> 번데기 해부를 들어, 번데기 안쪽 (그림 1C)을 손상을 방지하기 위해, 공기 거품이있는 곳에 부드럽게 번데기 케이스의 앞쪽 끝으로 번데기를 파악하기 위해 forcep을 사용합니다. 반대 손에 포셉 또는 마이크로 가위는 올바른 파악을위한 위치 유동 번데기를하는 데 도움이 될 수 있습니다. 청결 마이크로 가위로 번데기의 후방 끝을 잘라. 이 단면 컷 흉부와 머리에 원하는 조직으로 histolyzed 지방을하지 않고 내부 압력을 해제하기 위해 동물의 지느러미 부분을 향해 약간의 각도로 만들어 져야한다. 날개와 전방의 눈 - 뇌 단지를 피하는 등의 중간을 따라 조심스럽게 잘라냅니다. 조심스럽게 번데기에서 번데기를 제거번데기 표피의 후방 가장자리를 잡고 번데기 경우 (그림 1D)의 당겨 케이스. 집게와 눈 - 뇌 복잡한 표피 전방에있는 작은 구멍을 찌를. 고무 전구 유리 파스퇴르 피펫을 사용하여 부드럽게 histolyzed 지방과 나머지 창자 조직을 제거하기 위해 부분적으로 해부하는 번데기를 통해 PBS 해부 솔루션을 씻는다. 이것은 또한 효과적으로 나중에 유리 피펫의 내부에 달라 붙는 해부 조직의 발생률을 감소 지질과 단백질과 유리 피펫을 윤활. </li><li> 번데기 날개를 얻으려면, 표피 날개를 포위하고 날개 자체는 번데기 (그림 1E)에서 치러야해야합니다. 이 측면에서 쫓아 내기 전에 두 날개 표피의 가장 뒤쪽 끝을 파악하기 위해 다른 forcep을 사용하여 당겨 또는 힌지 근처의 날개 아래 forcep을 조종하면서 하나의 forcep으로 머리에 의해 번데기를 누른 할 수 있습니다 시체 (Figure 1E). 날개는 절단 된 후 또는 신체에서 제거하고 멀리 시체 및 기타 자료의 더미에 넣어 힌지에 찢길 수있다. </li><li> 눈 - 뇌 복잡한 빠질와 번데기 (그림 1F, 1H)에서 무료로 될 때까지 번데기 눈이나 뇌를 얻으려면, 번데기를 씻는다. forcep을 사용하여 부드럽게 두뇌에서 떨어져 번데기의 눈을 끌어와 원하는 조직을 저장합니다. </li><li> 결과가 이상 세포가 동물을 연 후 PBS에 남아 정확도가 떨어질대로, 각각의 샘플을 해부하는 45 분보다 오래 걸릴하지 않습니다. </li></ol> 3. 조직 해리와 DNA 염색법 <ol><li> 윤활 파스퇴르 피펫으로 조심스럽게 5 ML의 폴리스티렌 튜브 (그림 1G)의 라이브 DNA 얼룩 솔루션의 0.5 ML로 해부 조직을 전송합니다. DNA 얼룩 솔루션에 가능한 적은 PBS로 전송 (이하 300 μL), 트립신의 희석으로 조직의 분리를 억제합니다. </li><li> SHAKI와 튜브를 품어NG 23 500 RPM (우리는 에펜 도르프 Thermomixer 사용)에서 ° C. </li><li> 중간 속도 (5 설정)에서 5 초간 부드럽게 그 소용돌이 70 분 알을 품다. 밑에 소용돌이로 교반 세포 대단히 짧은 시간으로 이어질 것입니다 동안 과도한 소용돌이로 교반은 세포 분열 및 양식 파편을 발생합니다. 23 흔들어 샘플을 반환 ° 속도 5시 5 초 동안 한 번을 소용돌이로하기 전에 추가로 15 ~ 20 분 동안 500 rpm에서 C. </li><li> 두뇌와 36hAPF 세 이상 번데기 눈, 수정 프로토콜이 필요합니다. 1.7 ML의 microcentrifuge 튜브에 45 ~ 60 분 동안 500 rpm에서 23 ° C에서 DNA 얼룩 솔루션의 조직을 떼어 놓다. 그런 다음 하나 하나 수동으로 약 50 ㎕의 DNA 얼룩 솔루션과 신속한 수동으로 그려진 된 파스퇴르 피펫 16 (약 100 ~ 150 μm의 개방)의 위아래로 피펫과 함께 해부 접시에 전달하여 조직의 큰 덩어리를 떼어 놓다. 5 ML 튜브에 DNA 얼룩 솔루션의 0.5 ML의 나머지 부분과 각각의 해리 표본을 전송합니다. 추가로 45 품다23 -30 분 (총 배양 시간 최대 90 분) ° 500 rpm으로 흔들어 C는 수풀까지 더 이상 표시되지 않습니다. </li><li> 주 무 세포 투명 번데기 날개 표피 해리되지 않습니다하지만 완전히 해리 샘플은, 조직의 거의 큰 눈에 보이는 덩어리가 있어야합니다. </li></ol> 4. 유동 세포 계측법 <ol><li> 조율 cytometer에 전원을 켜고 조율 소프트웨어를 엽니 다. cytometer에 레이저는 시작 메뉴를 통해 켜져 있어야하고, 매일 성능 테스트는 데이터 수집의 하루 전에 충분한 점수와 성과 추적 구슬로 수행해야합니다. 유체 수준은 절반 이상 전체 및 성능 테스트 전에 비워 낭비해야한다. 조율의 시작, 적절한 보정 및 작동에 대한 세부 사항은 조율 사용 설명서 (에서 찾을 수 있습니다 <a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf" target="_blank">http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf</a> ) </li><li> 새로운 테를 디자인매개 변수가 4.3로 표시와 함께 빈 작업 공간에 4 점 플롯과 2 히스토그램을 작성하여 mplate, 또는 실험에 적합한 이전 디자인 템플릿을 선택하고 수집 할 샘플의 수를 나타냅니다. 우리는 Vybrant DyeCycle 바이올렛 GFP 또는 부록 I.에서 RFP 식 살아있는 초파리 세포주기 분석을위한 조율 템플릿 (. 얻는 형식의 파일)을 제공 한 </li><li> 제공되는 템플릿은 그림 2에 표시된 매개 변수 개의 도트 플롯과 두 개의 막대 그래프 (가) 있습니다. 검출을위한 채널은 다음을 포함한다 : FSC와 SSC - 세포의 크기와 막 복잡성, VL1 높이 (H), 폭 (W)와 면적 (A)를 나타내는 전방 산란 및 측면 산란 - DyeCycle 바이올렛 염색 나타내는 바이올렛 레이저 여기 DNA와 BL1을 -A - GFP 형광을 나타내는 블루 레이저 채널 1 지역. RFP 분석을 위해 제공된 템플릿은 optimi 인 블루 레이저 채널 3 (BL3-A)를 사용한다는 점을 제외하고, GFP 분석을위한 템플릿과 동일합니다RFP 감지에 데이빗. </li><li> 템플릿 도트 플롯 원하는 인구에 대한 분석을 제한하고 분석 (그림 2)에서 파편과 세포 대단히 짧은 시간을 제한하는 문이 있습니다. 문 1 파편과 SSC 대 FSC (그림 2A)에 따라 대단히 짧은 시간을 제외합니다. 문 2 중항 (VL1Area 대 VL1Width) (그림 2B)의 신분에 따라 흠없는 세포, 하위 G1 사멸 세포 및 세포 대단히 짧은 시간을 제외합니다. 문 3 문 1과 2에서 세포를 포괄 파생 문이며, GFP (또는 RFP) 음성 세포 대 VL1Height (그림 2C)에 따라 DNA의 콘텐츠를 식별합니다. 문 4 문 1과 2에서 세포를 포괄 파생 문이며, GFP (또는 RFP) DNA 함량 (그림 2C) 대 양성 세포를 식별합니다. GFP (또는 RFP) 대 앞으로 분산 형 (FSC)로 측정 셀 크기의 도트 플롯 게이트 5와 6 (그림 2D)를 생성하는 데 사용됩니다. Y-AXI에 X 축 및 세포 수에있는 두 개의 히스토그램 플롯 DNA 내용문 3 문 4에 의해 정의 된 인구에 대한의. 원하는 경우 (그림 2E와 2F) 히스토그램도 (미도시) 세포의 크기 포함될 수 있습니다. 셀 크기 히스토그램의 경우, 인구는 X 축과 Y 축의 계수에 FSC를 플로팅 게이트 5와 6으로 설정해야합니다. </li><li> 10,000 GFP 또는 RFP 긍정적 인 이벤트 (이 4 번 게이트, 게이트 1의 파생 게이트, 게이트 2 GFP 또는 RFP 긍정적 게이트있을 것입니다)에 중지 녹화를 설정합니다. 6,000 범위 - 10,000 GFP 긍정적 인 이벤트는 전통적으로 출판 품질 프로파일 9,11의 목표왔다. 우리는 고품질의 프로필을위한 4 이벤트 10 충분한 게이트를 얻기 위해 긍정적 인 약 50 %의 GFP는 15 날개 나 눈의 최소를 사용하는 것이 좋습니다. 그러나, 우리는 성공적으로 6 날개 (그림 3A)와 같은 적은에서 예비 세포주기 분석을위한 명확한 데이터를 획득했습니다. 300 μL의 인수 볼륨을 설정,이 총 0.5 ML 시료 460 μL에 대해 사용합니다. 따BLE 2 그림 2의 예를 들어 템플릿에서 제공하는 적절한 임계 값 전압 설정을 보여줍니다. </li><li> 표준 민감도 100 μL / 분을 기록 고감도에서 샘플을 실행합니다. 우리는 서로 다른 감도 수준을 가진 우리의 분석에 차이를 거의 찾을 수 있습니다. 세포의 초점 음향으로 인해,이 cytometer에 정확하게 매우 높은 유속 샘플을 측정 할 수 있습니다. 전통적인 cytometers과는 달리, 우리는 초당 1,500 이벤트에 속도까지 인수함으로써 데이터의 손상을 찾을 수 없습니다. 조율 소프트웨어에 의해 생성 기록 된 데이터 파일은 대부분의 세포주기 모델링 소프트웨어와 호환됩니다. FCS 형식에 있습니다. </li></ol> 5. 데이터 분석 <ol><li> GFP (또는 RFP)에 대한 세포의 크기와 DNA 내용의 히스토그램은 긍정적이고 부정적인 인구를 비교할 수 있습니다. 그들은 수동으로 복사하고 어도비 포토샵 소프트웨어를 사용하여 붙여 넣는 방법으로 계층화 할 수 있습니다. y 축이 자동으로 설정되어 있으면, Y 축은 시간으로 확장 할 수각 샘플에 대한 ighest 계산합니다. 오토 스케일의 Y 축 세트와 두 개의 그래프를 오버레이는 각 모집단에 대한 세계 최대 설정 축 히스토그램의 오버레이를 만듭니다. 이 (그림 3B의 예) GFP 양성 및 GFP 부정적인 인구의 총 세포 수는 동등하지 않은 경우에도 단계적으로 세포주기의 상대적 변화를 시각적으로 쉽게 비교할 수 있습니다. 또한, 사용자 정의 y 축 (y 축 수동 옵션) 히스토그램에 대한 고정 값으로 설정할 수 있습니다. 이 경우 두 집단에 대한 상대 셀 번호를 비교할 수 있습니다. 조율이 실행 당 샘플의 정의 된 볼륨을 사용하기 때문에, 전체 인구의 비율이 각 게이트의 각 실행에 대한 세포의 절대 정량은, 그림 층의 작업 공간에서 실행 (예 :시 자동으로 생성 된 통계 테이블에서 얻을 수 있습니다 ). 도트 플롯과 히스토그램은 간단히 일에서 다른 샘플을 드래그 앤 드롭으로 조율 소프트웨어에서 계층화 할 수 있습니다비교를 위해 열려있는 샘플의 원하는 그래프 위에 오른쪽에 전자 샘플 파일 메뉴를 선택합니다. 그러나 하나의 샘플 (동일한 샘플에서 음 즉, GFP 긍정적 GFP) 내에서 모집단을 오버레이하기 위해, 우리는 포토샵을 사용합니다. </li><li> 두 가지 방법은 인구 세포주기의 다른 단계에서 상대적 백분율을 찾을 수 있습니다. 근사 방법은 G1, S, G2 및&gt; G2 피크의 경계를 묘사하기 위해 사용자 정의 된 지역에 의존합니다. 이 방법은 사용자 정의 영역 내에서 비율을 빠르고 쉽게 추정 (그림 3E)를 할 수 있습니다. 우리는 티닐-데 옥시 우리 딘 (EDU) 설립을 사용하여 S-상 표지 초파리 캔자스 시티 세포와 직접 테스트에 근거를 둔 우리의 영역을 설정합니다. 두 번째 방법은 세포주기 분포의 추정 타사 모델링 소프트웨어를 사용합니다. 우리는 그림 3F, 예를 들어 ModFitLT (진실성 소프트웨어 하우스) 소프트웨어를 사용합니다. </li></ol>

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	<li>Nunez, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+measurement+and+cell+cycle+analysis+by+flow+cytometry.">DNA measurement and cell cycle analysis by flow cytometry.</a> Curr. Issues Mol. Biol. 3, 67-70 (2001).</li><li>Rabinovitch, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+content+histogram+and+cell-cycle+analysis.">DNA content histogram and cell-cycle analysis.</a> Methods Cell Biol. 41, 263-296 (1994).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+the+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: the laboratory setup.</a> CSH Protoc. , pdb ip34 (2007).</li><li>del Valle Rodriguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila.">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nat. Methods. 9, 47-55 (2012).</li><li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GAL4+system+in+Drosophila:+a+fly+geneticist's+Swiss+army+knife.">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34, 1-15 (2002).</li><li>McGuire, S. E., Mao, Z., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+gene+expression+targeting+with+the+TARGET+and+gene-switch+systems+in+Drosophila.">Spatiotemporal gene expression targeting with the TARGET and gene-switch systems in Drosophila.</a> Sci STKE. 2004, pl6 (2004).</li><li>Calvi, B. R., Lilly, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+BrdU+labeling+and+nuclear+flow+sorting+of+the+Drosophila+ovary.">Fluorescent BrdU labeling and nuclear flow sorting of the Drosophila ovary.</a> Methods Mol. Biol. 247, 203-213 (2004).</li><li>Bjorklund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+pathways+regulating+cell+size+and+cell-cycle+progression+by+RNAi.">Identification of pathways regulating cell size and cell-cycle progression by RNAi.</a> Nature. 439, 1009-1013 (2006).</li><li>Neufeld, T. P., de la Cruz, A. F., Johnston, L. A., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+growth+and+cell+division+in+the+Drosophila+wing.">Coordination of growth and cell division in the Drosophila wing.</a> Cell. 93, 1183-1193 (1998).</li><li>de la Cruz, A. F., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+cytometric+analysis+of+Drosophila+cells.">Flow cytometric analysis of Drosophila cells.</a> Methods Mol. Biol. 420, 373-389 (2008).</li><li>Reis, T., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negative+regulation+of+dE2F1+by+cyclin-dependent+kinases+controls+cell+cycle+timing.">Negative regulation of dE2F1 by cyclin-dependent kinases controls cell cycle timing.</a> Cell. 117, 253-264 (2004).</li><li>Milan, M., Campuzano, S., Garcia-Bellido, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+cycling+and+patterned+cell+proliferation+in+the+Drosophila+wing+during+metamorphosis.">Cell cycling and patterned cell proliferation in the Drosophila wing during metamorphosis.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 93, 11687-11692 (1996).</li><li>Schubiger, M., Palka, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changing+spatial+patterns+of+DNA+replication+in+the+developing+wing+of+Drosophila.">Changing spatial patterns of DNA replication in the developing wing of Drosophila.</a> Dev. Biol. 123, 145-153 (1987).</li><li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila; A laboratory handbook. , (1989).</li><li>Theodosiou, N. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+FLP/FRT+system+to+study+Drosophila+development.">Use of FLP/FRT system to study Drosophila development.</a> Methods. 14, 355-365 (1998).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Su, T. T., Sprenger, F., DiGregorio, P. J., Campbell, S. D., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P.H+Exit+from+mitosis+in+Drosophila+syncytial+embryos+requires+proteolysis+and+cyclin+degradation,+and+is+associated+with+localized+dephosphorylation.">P.H Exit from mitosis in Drosophila syncytial embryos requires proteolysis and cyclin degradation, and is associated with localized dephosphorylation.</a> Genes. Dev. 12, 1495-1503 (1998).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

여기에 설명 된 프로토콜은 세포주기, 상대 셀의 크기 및 상대 셀 수 다양한 발달 단계에서 라이브 초파리 조직에서 분석 할 수 있습니다. 이 분석은 세포 유형의 특정 형광 단백질의 발현 또는 추적 계보와 결합 될 때, 자세한 정보는 신중 세포주기 또는 성장 섭동에 대한 세포 반응에 대해 얻을 수 있습니다. 뇌 세포가 체포 90 % G1에 일반적으로있는 경우 원칙적으로 증거로, 우리는 (3...

유동 세포 계측법은 세포 생존, 상대 셀 크기, DNA의 콘텐츠 및 라이브 세포 인구의 형광 단백질 발현의 측정에 사용하실 수 있습니다. S 상, 세포의 인구의 DNA 함량에 대한 정보 중에 핵 DNA의 복제로 인해 다른 세포주기 단계 1-3에서 상대 비율을 추론 할 수 있습니다. 이 방법은 효모에서 포유 동물 모델 시스템에서 세포주기 분석의 초석이되고있다. 초파리 초파리 세포주기 조절의 생체 내 분석에서 유전을위한 훌륭한 모델 시스템이되었다. 파리에서 사용할 수있는 광범위한 유전 도구는 생체 내 형광 단백질 기반의 혈통에 4-6 추적과 함께 세포주기 규제의 우아한 조직의 특정한 시간적 규제 조작을 허용합니다. 유동 세포 계측법은 endorepl 포함, 초파리 세포 유형의 숫자에 DNA 함량을 연구하는 데 사용되었습니다세포 배양 유사 분열 세포에게 7,8 icating. 생체 세포주기 연구를위한 중요한 사전은 라이브 배체 초파리 상상의 디스크 9,10의 유세포 분석, 많은 실험실에서 사용 적응 된 프로토콜에 대한 프로토콜의 개발, 데 라 크루스와 에드가에 의해 만들어졌다. 유도 형광 단백질 발현과 조직의 특정 라벨을 통해 추적 생체 혈통의 유전자와 결합 된이 기술은 생체 내 9에 하나의 전체 세포의 배가 시간, 셀 크기에 유전자 조작 효과에 대한 정보를 얻기 위해 세포주기 단계의 정확한 타이밍을 확인할 수 있습니다 11. 그러나이 방법은 지금까지 사용자가 흥미로운 훽스트 염색 할 수있는 UV 레이저 cytometers를 흐름을 제한하고 있습니다 살아있는 세포에서 DNA를 염색하고 정량화하는 세포의 사용을 투과 훽스트 33342 DNA-intercalating 염료에 의존하고있다. 이들은 일반적으로 단지 분류기 (예 : BD FACS Vanta를에서 발견된다GE, BD FACSAria) 또는 고가의 여러 가지 빛깔의 벤치 탑 시스템 (예 : BD LSR), 기관 흐름의 핵심 시설로 일반적으로 필요로하는 지원을 제공합니다. 우리는 Invitrogen의, Vybrant DyeCycle 바이올렛에서 새로운 라이브 세포 DNA의 염료를 사용하는 훽스트 기반의 프로토콜을 수정했습니다. 이 염료는 더 작은 벤치 탑 분석기의 일반 및 작은 독립적 인 벤치 탑 분석기, cytometer에 집중 조율 어쿠스틱에서 사용할 수있는 보라색 405 nm의 레이저와 호환됩니다. 여기에서 우리는 DyeCycle 바이올렛과 조율을 사용하여 개발의 다양한 단계에서 세포 유형, 셀 크기, 셀 번호와 초파리 조직의 다양한 혈통 분석을 결합 할 수있는 세포주기 분석을위한 상세한 프로토콜을 제시한다. 이 프로토콜은 초파리 조직과 같은 분석에 적합 cytometers의 수를 확장하고 살아있는 세포주기 분석이 유형의 추가 조직 유형 및 발달 단계에 맞게 수정 될 수있는 방법의 예제를 제공합니다.

<table><tbody><tr><td>12x75 mm Polystyrene Round-Bottom 5 ml Test Tube </td><td>BD Falcon</td><td>352058</td><td>5 ml tubes</td></tr><tr><td>Attune Acoustic Focusing Cytometer</td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>4445315</td><td>Blue / Violet configuration</td></tr><tr><td>Attune Cytometer Software (version 1.2.5)</td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;Free&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;</td><td>PC only</td></tr><tr><td>Attune Performance Tracking Beads (5 x 106 beads/ ml) </td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>4449754</td><td>For daily performance test</td></tr><tr><td>Dumont #5 Inox forceps </td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Embryo dishes 30 mm x 12mm </td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>70543-30</td><td>Glass dissection dishes </td></tr><tr><td>Eppendorf Thermomixer</td><td>Eppendorf</td><td>022670051</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA Solution (10x)</td><td>Sigma</td><td>T4174</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-T&amp;#252;bingen Spring Scissors </td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td>Straight 5mm Cutting Edge </td></tr><tr><td>Vybrant DyeCycle Violet Stain</td><td>Life Technologies/ Invitrogen</td><td>V35003</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;span class=&quot;jove_content&quot;&gt;&lt;strong&gt;Table 1. Required reagents and instruments.&lt;/strong&gt;&lt;/span&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_step&quot;&gt;Live DNA Stain Solution (10 ml):&lt;/p&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;1 ml 10X Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; Mg&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; free PBS (pH7.2)&lt;br/&gt; 9 ml 10X Trypsin-EDTA (Sigma)&lt;br/&gt; 5 &amp;mu;l Invitrogen Vybrant DyeCycle Violet (note that this is 0.25X the recommended concentration for mammalian cells. We find that higher concentrations are toxic to &lt;em&gt;Drosophila&lt;/em&gt; cells.)&lt;/p&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;10X Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; Mg&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; free PBS (pH7.2): 1.37M NaCl, 27 mM KCl, 100mM Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (dibasic), 20mM KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (monobasic) adjusted to pH 7.2&lt;/p&gt; </td></tr><tr><td colspan="4">&lt;table border=&quot;1&quot;&gt; &lt;tbody&gt; &lt;tr&gt; &lt;td&gt; &lt;/td&gt; &lt;td&gt;&lt;strong&gt;FSC&lt;/strong&gt;&lt;/td&gt; &lt;td&gt;&lt;strong&gt;SSC&lt;/strong&gt;&lt;/td&gt; &lt;td&gt;&lt;strong&gt;BL1&lt;/strong&gt;&lt;/td&gt; &lt;td&gt;&lt;strong&gt;VL1&lt;/strong&gt;&lt;/td&gt; &lt;/tr&gt; &lt;tr&gt; &lt;td&gt;Threshold (x1000)&lt;/td&gt; &lt;td&gt;100&lt;/td&gt; &lt;td&gt;10&lt;/td&gt; &lt;td&gt;10&lt;/td&gt; &lt;td&gt;10&lt;/td&gt; &lt;/tr&gt; &lt;tr&gt; &lt;td&gt;Voltage (mV)&lt;/td&gt; &lt;td&gt;2950&lt;/td&gt; &lt;td&gt;4250&lt;/td&gt; &lt;td&gt;1800&lt;/td&gt; &lt;td&gt;1150&lt;/td&gt; &lt;/tr&gt; &lt;/tbody&gt; &lt;/table&gt; &lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;&lt;strong&gt;Table 2. Threshold and voltage setting for the analysis in Figure 2.&lt;/strong&gt;&lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

live cell cycle analysis of drosophila tissues using the attune acoustic focusing cytometer and vybrant dyecycle violet dna stain

유동 세포 계측법은 널리 다른 세포주기 단계에서 상대적 비율을 추론하는 세포의 인구 DNA 함량에 대한 정보를 얻기 위해 사용되었습니다. 이 기술은 성공적으로 생체 내에서 세포주기 조절의 유전 연구의 모델 생물 초파리의 유사 분열 조직으로 확장되었습니다. 셀 타입 특정 형광 단백질 발현과 유전자 조작과 함께 사용할 경우, 하나의 세포 수, 세포의 크기와 생체 내에서 단계적으로 세포주기에 미치는 영향에 대한 자세한 정보를 얻을 수 있습니다. 그러나이 살아있는 세포 방법은 UV 레이저가 장착 흐름 cytometers에 사용자를 제한, 세포 투과성 훽스트 33342 DNA-intercalating 염료의 사용에 의존하고있다. 우리는보다 일반적인 보라색 405nm는 레이저와 호환되는 새로운 살아있는 세포 DNA 염료, Vybrant DyeCycle 바이올렛을 사용하려면이 프로토콜을 수정했습니다. 여기에 제시 프로토콜은 세포와 결합 효율적으로 세포주기 분석 할 수 있습니다초파리 조직의 다양한 유형, 상대 셀 크기와 세포 수 정보. 이 프로토콜은 단일 실험실 수준에서 실행 및 관리 할 수있는 작은 벤치 톱 분석기 라이브 초파리 조직에 대한 유용한 세포주기 분석 기술, 조율 어쿠스틱 초점 cytometer에를 확장합니다.

그림 2는 제공된 GFP 템플릿을 사용하여 조직의 후방 절반 GFP를 표현, 유충의 날개 샘플에 대한 대표적인 결과를 보여줍니다. 유사한 결과는 같은 조직 유형 및 제공 RFP 템플릿 (그림 3A)를 사용하여 RFP에 대한 발현 패턴을 얻을 수 있습니다. 제공된 템플릿 및 전압 (표 2) 유충의 눈 (그림 3B), 머리와 날개뿐만 아니라, 번데기의 눈, 두뇌 (그림 3D)와 ?...

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Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

라이브의 세포주기 분석을위한 프로토콜<em&gt; 초파리</em조율 어쿠스틱 초점 cytometer에 사용&gt; 조직이 설명되어 있습니다. 이 프로토콜은 동시에 혈통 추적 또는 형광 단백질의 조직 별 발현을 통해 상대 셀 크기에 대한 정보, 휴대폰 번호, DNA 함량과 세포 유형을 제공<em&gt; 생체 내</em&gt;.

라이브 세포주기 분석<em&gt; 초파리</em조율 어쿠스틱 초점 cytometer에와 Vybrant DyeCycle 바이올렛 DNA 얼룩을 사용하여&gt; 조직

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

live-cell-cycle-analysis-drosophila-tissues-using-attune-acoustic

Research

JoVE Journal

Biology

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

13.6K 조회수.  University of Michigan. 라이브의 세포주기 분석을위한 프로토콜 초파리 조직이 설명되어 있습니다. 이 프로토콜은 동시에 혈통 추적 또는 형광 단백질의 조직 별 발현을 통해 상대 셀 크기에 대한 정보, 휴대폰 번호, DNA 함량과 세포 유형을 제공 생체 내.

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Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

Drosophila S2 cells are an important tool in studying mitosis in tissue culture, providing molecular insights into this fundamental cellular process in a rapid and high-throughput manner. S2 cells have proven amenable to both fixed- and live-cell imaging applications. Notably, live-cell imaging can yield valuable information about how loss or knockdown of a gene can affect the kinetics and dynamics of key events during cell division, including mitotic spindle assembly, chromosome congression, and segregation, as well as overall cell cycle timing. Here we utilize S2 cells stably transfected with fluorescently tagged mCherry:&#945;-tubulin to mark the mitotic spindle and GFP:CENP-A (referred to as &#8216;CID&#8217; gene in Drosophila) to mark the centromere to analyze the effects of key mitotic genes on the timing of cell divisions, from prophase (specifically at Nuclear Envelope Breakdown; NEBD) to the onset of anaphase. This imaging protocol also allows for the visualization of the spindle microtubule and chromosome dynamics throughout mitosis. Herein, we aim to provide a simple yet comprehensive protocol that will allow readers to easily adapt S2 cells for live imaging experiments. Results obtained from such experiments should expand our understanding of genes involved in the cell division by defining their role in several simultaneous and dynamic events. Observations made in this cell culture system can be validated and further investigated in vivo using the impressive toolkit of genetic approaches in flies.

Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

Cell divisions can be visualized in real time using fluorescently tagged proteins and time-lapse microscopy. Using the protocol presented here, users can analyze cell division timing dynamics, mitotic spindle assembly, and chromosome congression and segregation. Defects in these events following RNA interference (RNAi)-mediated gene knockdown can be assessed and quantified.

Drosophila S2 cells are an important tool in studying mitosis in tissue culture, providing molecular insights into this fundamental cellular process in a ...

연구

유전학

Analysis of Actomyosin Dynamics at Local Cellular and Tissue Scales Using Time-lapse Movies of Cultured Drosophila Egg Chambers

Drosophila immature eggs are called egg chambers, and their structure resembles primitive organs that undergo morphological changes from a round to an ellipsoid shape during development. This developmental process is called oogenesis and is crucial to generating functional mature eggs to secure the next fly generation. For these reasons, egg chambers have served as an ideal and relevant model to understand animal organ development.
Several in vitro culturing protocols have been developed, but there are several disadvantages to these protocols. One involves the application of various covers that exert an artificial pressure on the imaged egg chambers in order to immobilize them and to increase the imaged acquisition plane of the circumferential surface of the analyzed egg chambers. Such an approach may negatively influence the behavior of the thin actomyosin machinery that generates the power to rotate egg chambers around their longer axis.
Thus, to overcome this limitation, we culture Drosophila egg chambers freely in the media in order to reliably analyze actomyosin machinery along the circumference of egg chambers. In the first part of the protocol, we provide a manual detailing how to analyze the actomyosin machinery in a limited acquisition plane at the local cellular scale (up to 15 cells). In the second part of the protocol, we provide users with a new Fiji-based plugin that allows the simple extraction of a defined thin layer of the egg chambers&#8217; circumferential surface. The following protocol then describes how to analyze actomyosin signals at the tissue scale (&#62;50 cells). Finally, we pinpoint the limitations of these approaches at both the local cellular and tissue scales and discuss its potential future development and possible applications.

Analysis of Actomyosin Dynamics at Local Cellular and Tissue Scales Using Time-lapse Movies of Cultured Drosophila Egg Chambers

This protocol provides a Fiji-based, user-friendly methodology along with straightforward instructions explaining how to reliably analyze actomyosin behavior in individual cells and curved epithelial tissues. No programming skills are required to follow the tutorial; all steps are performed in a semi-interactive manner using the graphical user interface of Fiji and associated plugins.

배양 된 초파리 계란 챔버의 시간 경과 영화를 사용하여 로컬 세포 및 조직 저울에서 Actomyosin 역학분석

Drosophila immature eggs are called egg chambers, and their structure resembles primitive organs that undergo morphological changes from a round to an ...

발생학

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

푸팔 단계 동안 개발 초파리 에피텔리아에서 조직 방향 과 성장 역학의 이미징 및 분석

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with development, tissue homeostasis, and disease processes. Drosophila spermatocytes undergoing meiosis are ideal for this analysis because (1) whole Drosophila testes containing spermatocytes are relatively easy to prepare for microscopy, (2) the spermatocytes&#8217; large size makes them well suited for high resolution imaging, and (3) powerful Drosophila genetic tools can be integrated with in vivo analysis. Here, we present a readily accessible protocol for the preparation of whole testes from Drosophila third instar larvae and early pupae. We describe how to identify meiotic spermatocytes in prepared whole testes and how to image them live by time-lapse microscopy. Protocols for fixation and immunostaining whole testes are also provided. The use of larval testes has several advantages over available protocols that use adult testes for spermatocyte analysis. Most importantly, larval testes are smaller and less crowded with cells than adult testes, and this greatly facilitates high resolution imaging of spermatocytes. To demonstrate these advantages and the applications of the protocols, we present results showing the redistribution of the endoplasmic reticulum with respect to spindle microtubules during cell division in a single spermatocyte imaged by time-lapse confocal microscopy. The protocols can be combined with expression of any number of fluorescently tagged proteins or organelle markers, as well as gene mutations and other genetic tools, making this approach especially powerful for analysis of cell division mechanisms in the physiological context of whole tissues and organs.

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

The goal of this protocol is to analyze cell division in intact tissue by live and fixed cell microscopy using Drosophila meiotic spermatocytes. The protocol demonstrates how to isolate whole, intact testes from Drosophila larvae and early pupae, and how to process and mount them for microscopy.

살아있는, 그대로 조직에서 세포 분열의 분석을 위한 초파리 애벌레와 Pupal 고환의 준비

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

포유 동물 세포의 세포주기의 위치 분석

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

생물학

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle microtubules to prevent anaphase onset until the chromosomes are properly connected. Cells use this mechanism to prevent aneuploidy or genomic instability, and hence cancers and other human diseases like birth defects and Alzheimer's1. A number of the SAC components such as Mad1, Mad2, Bub1, BubR1, Bub3, Mps1, Zw10, Rod and Aurora B kinase have been identified and they are all kinetochore dynamic proteins2. Evidence suggests that the kinetochore is where the SAC signal is initiated. The SAC prime regulatory target is Cdc20. Cdc20 is one of the essential APC/C (Anaphase Promoting Complex or Cyclosome) activators3 and is also a kinetochore dynamic protein4-6. When activated, the SAC inhibits the activity of the APC/C to prevent the destruction of two key substrates, cyclin B and securin, thereby preventing the metaphase to anaphase transition7,8. Exactly how the SAC signal is initiated and assembled on the kinetochores and relayed onto the APC/C to inhibit its function still remains elusive.
Drosophila is an extremely tractable experimental system; a much simpler and better-understood organism compared to the human but one that shares fundamental processes in common. It is, perhaps, one of the best organisms to use for bio-imaging studies in living cells, especially for visualization of the mitotic events in space and time, as the early embryo goes through 13 rapid nuclear division cycles synchronously (8-10 minutes for each cycle at 25 &deg;C) and gradually organizes the nuclei in a single monolayer just underneath the cortex9.
Here, I present a bio-imaging method using transgenic Drosophila expressing GFP (Green Fluorescent Protein) or its variant-targeted proteins of interest and a Leica TCS SP2 confocal laser scanning microscope system to study the SAC function in flies, by showing images of GFP fusion proteins of some of the SAC components, Cdc20 and Mad2, as the example.

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The kinetochore is where the SAC initiates its signal monitoring the mitotic segregation of the sister chromatids. A method is described to visualize the recruitment and turnover of one of the kinetochore proteins and its coordination with the chromosome motion in Drosophila embryos using a Leica laser scanning confocal system.

생활에서 보여주는 동적 Kinetochore 단백질 행동과 염색체 모션으로 Mitotic 검사 점 유학<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial 태아

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

정자의 세포 학적 분석 : 라이브와 고정 준비<em&gt; 초파리</em&gt; 고환

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

의 번데기 케이스를 통해서 영상<em&gt; 초파리</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

5-Ethynyl-2'-Deoxyuridine/Phospho-Histone H3 Dual-Labeling Protocol for Cell Cycle Progression Analysis in Drosophila Neural Stem Cells

In vivo cell cycle progression analysis is routinely performed in studies on genes regulating mitosis and DNA replication. 5-Ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) has been utilized to investigate replicative/S-phase progression, whereas antibodies against phospho-histone H3 have been utilized to mark mitotic nuclei and cells. A combination of both labels would enable the classification of G0/G1 (Gap phase), S (replicative), and M (mitotic) phases and serve as an important tool to evaluate the effects of mitotic gene knockdowns or null mutants on cell cycle progression. However, the reagents used to mark EdU-labelled cells are incompatible with several secondary antibody-fluorescent tags. This complicates immunostaining, where primary and tagged secondary antibodies are used to mark pH3-positive mitotic cells. This paper describes a step-by-step protocol for the dual-labeling of EdU and pH3 in Drosophila larval neural stem cells, a system utilized extensively to study mitotic factors. Additionally, a protocol is provided for image analysis and quantification to allocate labeled cells in 3 distinct categories, G0/G1, S, S&gt;G2/M (progression from S to G2/M), and M phases.

5-Ethynyl-2'-Deoxyuridine/Phospho-Histone H3 Dual-Labeling Protocol for Cell Cycle Progression Analysis in Drosophila Neural Stem Cells

Cell cycle analysis with 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) and phospho-histone H3 (pH3) labeling is a multi-step procedure that may require extensive optimization. Here, we present a detailed protocol that describes all steps for this procedure including image analysis and quantification to distinguish cells in different cell cycle phases.

Drosophila 신경 줄기 세포에서 세포 주기 진행 분석을 위한 5-에티닐-2'-Deoxyuridine/인성-히스톤 H3 이중 라벨링 프로토콜

In vivo cell cycle progression analysis is routinely performed in studies on genes regulating mitosis and DNA replication. 5-Ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell organisms. In multicellular organisms, cell division contributes to growth, development, repair, and the generation of reproductive cells (sperms and eggs). Cell division is a tightly regulated process, and aberrant cell division can cause diseases, notably cancer. 
JoVE's Introduction to Cell Division will cover a brief history of the landmark discoveries in the field. We then discuss several key questions and methods, such as cell cycle analysis and live cell imaging. Finally, we showcase some current applications of these techniques in cell division research.

Cell Division, Proliferation, Cancer and Cell Cycle Analysis

세포 분열 소개

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

라이브 세포주기 분석

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Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

배양 된 초파리 계란 챔버의 시간 경과 영화를 사용하여 로컬 세포 및 조직 저울에서 Actomyosin 역학분석

푸팔 단계 동안 개발 초파리 에피텔리아에서 조직 방향 과 성장 역학의 이미징 및 분석

살아있는, 그대로 조직에서 세포 분열의 분석을 위한 초파리 애벌레와 Pupal 고환의 준비

포유 동물 세포의 세포주기의 위치 분석

생활에서 보여주는 동적 Kinetochore 단백질 행동과 염색체 모션으로 Mitotic 검사 점 유학

정자의 세포 학적 분석 : 라이브와 고정 준비

의 번데기 케이스를 통해서 영상

Drosophila 신경 줄기 세포에서 세포 주기 진행 분석을 위한 5-에티닐-2'-Deoxyuridine/인성-히스톤 H3 이중 라벨링 프로토콜

세포 분열 소개