Ce travail a été soutenu par le Conseil australien de la recherche sous Linkage subvention projet LP120100264.

1. Culture des neurones du ganglion spiral <ol><li> Stériliser petit tour (par exemple 10 mm de diamètre) des lamelles de verre et pinces courbes dans un autoclave. Transférer les lamelles stérilisés dans des puits individuels d&#39;un 4 anneaux 35 mm boîte de Pétri stérile ou plaque 4 puits, à l&#39;aide des pinces stérilisées. Appliquer 150 pi de poly-L-ornithine (500 pg / ml) et la laminine de souris (0,01 mg / ml) à la surface supérieure de la lamelle et la placer dans un incubateur (37 ° C) pendant 48 h. Veiller à ce que les lamelles ne flottent pas loin du fond du puits. </li><li> Préparer 50 ml de milieu Neurobasal stériles (NBM) pour chaque culture de neurones: 47,5 ml neurobasal A, 0,5 ml de N 2 supplément, 1 ml de supplément B27, 0,5 ml de L-glutamine, et de 0,5 ml de pénicilline-streptomycine. Note: Les suppléments peuvent être congelés, conservés à -20 ° C et ajoutés aux médias le jour exigé. </li><li> Dissocier les neurones du ganglion spiral de post-natales jour chiots 4-7 de rat comme décrit précédemment 20,21, noustion à la fois enzymatique (trypsine à 0,025% et 0,001% DNase I) et les techniques mécaniques. Reportez-vous à Whitlon et al. 22 et Vieira et al. 23 pour les procédures détaillées de ganglion spiral culture de neurones, ou Parker et al. 24 pour une démonstration de l&#39;isolement columelle. </li><li> Aspirer une solution de poly-L-ornithine/laminin restant des lamelles et laver rapidement avec NBM. </li><li> Ajouter 150-200 ul de la spirale suspension des neurones du ganglion dissocié les lamelles et les placer dans un incubateur (37 ° C, 10% de CO 2). Note: jusqu&#39;à 20 lamelles peuvent être préparés à partir d&#39;une portée moyenne de 8 ratons. </li><li> Quatre heures après neurones de placage, aspirer la solution pour éliminer les débris cellulaires et les remplacer par 150-200 ul réchauffé NBM frais. Note: les médias peuvent exiger ravitaillement quotidien pour éviter la déshydratation. </li><li> Retour lamelles à l&#39;incubateur jusqu&#39;à ce que nécessaire pour les enregistrements électrophysiologiques. Note: spirale dissociédes cultures de neurones ganglionnaires peuvent être utilisés pour des expériences électrophysiologiques quatre heures après la dissociation et jusqu&#39;à deux jours après. Temps in vitro doit être pris en compte lors de l&#39;analyse des résultats. Reconstituer NBM toutes les 24-48 heures. </li></ol> 2. Préparation pour les enregistrements de patch-clamp <ol><li> Préparer des solutions <ol><li> Solution intracellulaire (micropipette): 115 mM de K-gluconate, 7 mM de KCl, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM de Na 2 ATP 2 mM MgATP, 0,5 mM Na 2 GTP (ajuster le pH à 7,3 avec KOH; ajuster à 295 mOsmol / kg avec du saccharose). Faire passer la solution à travers un filtre stérile (0,2 um) et diviser en portions de 200 ul à être stockés à -20 ° C jusqu&#39;au jour de l&#39;enregistrement. </li><li> (Baignoire) solution extracellulaire: NaCl 137 mM, KCl 5 mM, CaCl2 2 mM, MgCl2 1 mM, HEPES 10 mM, 10 mM de glucose (ajuster le pH à 7,4 avec NaOH; ajuster à 300-310 mOsmol / kg de saccharose) . Cette solution est faite le jour de l&#39;enregistrement. </li></ol></li><li> Préparer Pipette d&#39;enregistrement avec une résistance de 2-6 MQ. On utilise un laser CO 2 extracteur (P-2000; Sutter Instruments) et de verre au borosilicate (diamètre extérieur de 1,0 mm, 0,58 mm de diamètre intérieur, longueur 75 mm). </li><li> Préparer le laser. Ce protocole est destiné à être utilisé avec un laser à fibre couplée, comme l&#39;infrarouge nm Nerve Stimulator 1,870 de OptoTech P / L. La fibre optique utilisée pour la livraison de la lumière dans nos expériences est une fibre en silice de diamètre noyau / gaine 200/220 um avec une ouverture numérique de 0,22 et connecteurs FC-PC aux deux extrémités (AFW Technologies MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). Les cordons de raccordement ont été coupés en deux pour produire deux nattes de fibres (c.-à-connectorisé à une extrémité, et coupé à l&#39;autre). Les effets du diamètre du noyau de la fibre et ouverture numérique laser changements de température induits ont été examinées en détail par Thompson et al. 25 <ol><li> Cliver l&#39;extrémité de la fibre de distribution de lumière en utilisant des techniques standardset de veiller à ce que la pointe qui en résulte est d&#39;une grande qualité de l&#39;observation avec un microscope optique (la pointe doit être perpendiculaire à l&#39;axe de la fibre et apparaissent à plat lors de l&#39;inspection visuelle). Connecter la fibre de distribution de lumière pour la sortie de la fibre à couplage du laser de stimulation à l&#39;aide d&#39;un connecteur approprié travers (par exemple Thorlabs ADAFC2). </li><li> Mesurer la puissance de sortie du laser à partir de la pointe clivée de la fibre de distribution de lumière à l&#39;aide d&#39;un instrument approprié (par exemple FieldMate cohérent avec LM-3 tête de détection). Il est recommandé de vérifier la puissance du laser à chaque fois que la fibre de livraison lumière est clivé ou un ajustement significatif est faite au laser (par exemple, le transport d&#39;un laboratoire à l&#39;autre). </li><li> Insérez la fibre de livraison de la lumière dans un mandrin de fibres ou un dispositif équivalent et fixer le mandrin à la micropositionneur approprié. Il est important de pouvoir déterminer avec précision l&#39;angle θ que la fibre optique permet à la lamelle. Cette angle peut être mesurée par la prise d&#39;une photographie du dispositif expérimental et en utilisant un logiciel de traitement d&#39;image (par exemple ImageJ) pour obtenir l&#39;angle. L&#39;angle θ (ou plage d&#39;angles possibles) est principalement contraint par les limites spatiales du dispositif expérimental - en particulier le microscope. Les valeurs typiques de θ dans nos expériences (basé sur un microscope droit) sont autour de 36 °, mais l&#39;angle optimal peut varier de manière significative pour les configurations alternatives (par exemple ceux utilisant un microscope inversé). </li><li> Établir des liens entre le laser et le système d&#39;acquisition de données de patch-clamp (par exemple Digidata 1440A, Molecular Devices) comme le montre la figure 2. La sortie numérique du système d&#39;acquisition de données de patch-clamp doit être connecté au laser par l&#39;intermédiaire d&#39;un générateur de fonction externe, ce qui permet de spécifier des paramètres d&#39;impulsions laser indépendants du système d&#39;acquisition de données. En variante, cette sortie peut être connectée directement àl&#39;émetteur laser (nécessitant la longueur d&#39;impulsion et de taux de répétition pour être définis par le logiciel d&#39;acquisition de données). Dans les deux cas, le signal utilisé pour déclencher le laser doit être connecté sur une entrée du système d&#39;acquisition de données pour assurer que la synchronisation et la durée des impulsions laser peuvent être enregistrées en même temps que le signal électrophysiologique. </li></ol></li></ol> 3. Patch enregistrements de serrage pour l&#39;enquête de l&#39;INS <ol><li> Remplir le récipient approprié du système de perfusion avec une solution extracellulaire et régler le débit de perfusion pour fournir du bain à un débit de 2.1 ml / min. On utilise un système alimenté par gravité (bouteille d&#39;aspiration, vanne à manchon, et la tuyauterie PE) avec un dispositif de chauffage en ligne pour permettre le chauffage rapide de la solution, et une pompe péristaltique pour retirer solution usée par aspiration. </li><li> Placer une lamelle couvre-objet avec des cellules cultivées dans la chambre d&#39;enregistrement (bain) d&#39;un microscope droit. L&#39;utilisation d&#39;un objectif à l&#39;eau d&#39;immersion fort grossissement (e. G. 40X) et à contraste de phase (par exemple le contraste d&#39;interférence différentiel ou le contraste de gradient Dodt), de localiser visuellement les neurones du ganglion spiral au sein de la culture. Un neurone de ganglion spiral est typique de phase lumineuse, ronde et environ 15 um de diamètre avec un noyau de premier plan, comme représenté sur la figure 1a. </li><li> Une fois qu&#39;un neurone a été localisé, passer à un objectif de plus faible grossissement (par exemple 10X) et de localiser le neurone cible dans le champ visuel. </li><li> Déplacer la fibre optique de distribution de lumière en position en utilisant la procédure suivante (ou équivalent): <ol><li> Utilisation du micropositionneur pour déplacer la fibre de sortie jusqu&#39;à ce que la pointe se trouve à proximité du neurone cible dans les plans horizontal et vertical. La position verticale de l&#39;extrémité de la fibre peut être contrôlée par le déplacement de l&#39;objectif vers le haut et vers le bas (du point de balayage). </li><li> Revenez à l&#39;objectif à fort grossissement et positionner la pointe de la fibre optique dans sa position prévue à côté de til neurone (voir Figure 2 en médaillon). Lors du réglage de la position verticale de la fibre, il est important que le bord inférieur de la fibre repose sur (ie juste toucher) la lamelle, afin de minimiser l&#39;incertitude dans la localisation de la fibre. L&#39;alignement optimal dans le plan horizontal dépend de l&#39;angle θ que fait la fibre avec la lamelle couvre-objet et le rayon r de la fibre. Pour positionner la fibre de telle sorte que le centre du neurone cible est situé le long de l&#39;axe de la fibre, la distance horizontale entre le bord supérieur de la fibre et de la cellule cible soit Δ target = r (COSEC θ - 2 sin θ), où les valeurs négatives semblent indiquer que les surplombs de fibres optiques de la cellule. Lors de l&#39;alignement de la fibre, une distance de cible Δ entre le bord supérieur de la fibre et le centre du neurone peut être approximativement par inspection visuelle. Cependant Δ cible est conçu pourservir de guide approximatif. Le positionnement de la fibre de telle sorte que la distance réelle Δ entre le bord supérieur de la fibre et le centre du neurone diffère de façon mesurable de Δ cible (comme sur la figure 1) peut donner un aperçu de l&#39;effet à la fois de déplacement radial (c&#39;est à dire du centre de l&#39; faisceau) et déplacement axial (à savoir le long de l&#39;axe des fibres) de la poutre par rapport au neurone cible. Par exemple, la mise en Δ on s&#39;attendrait ≈ 0 pour augmenter la température locale au voisinage de la cellule - c&#39;est à dire depuis le profil de faisceau de fibres multimodes typiques est bien approximée par une distribution de chapeau supérieur 26, la diminution de l&#39;énergie absorbée localement (température) en raison du déplacement du centre de la poutre est minime par rapport à l&#39;augmentation de l&#39;énergie absorbée à partir de déplacement de la face d&#39;extrémité de fibre plus près de la cellule. Alors il faut prendre soin de positionner la fibre le plus précisément et de manière répétée que possible utilisant des signaux visuels, la mesure précise de l&#39;emplacement de la fibre par rapport au neurone cible (par exemple Δ) est plus important que le positionner à une distance prédéterminée. Δ peut être déterminée (avec une incertitude maximale estimée de ± 3 microns) par analyse d&#39;image comme décrit dans l&#39;étape 3.8.2 du protocole. Dans certaines expériences 5,8, sources de lumière blanche ont été couplés à travers la fibre afin de cibler la cellule souhaitée. Cette approche s&#39;est avérée inefficace dans la configuration du microscope droit, comme l&#39;intensité de la lumière diffusée à partir de la région cible était relativement faible à ces angles peu profonds (θ). </li><li> Une fois que la fibre est en position, déplacez-le par une quantité connue de permettre un positionnement simple de la micropipette. La fibre peut ensuite être ramené à la position d&#39;origine lors d&#39;un enregistrement neuronal est obtenue. </li></ol></li><li> Remplissez le micropipette avec une solution intracellulaire et s&#39;insérer solidement en place sur les têtestage de l&#39;amplificateur (par exemple Multiclamp 700B, Molecular Devices). Utilisation de tubes fixé sur le côté du support de micro-électrodes, appliquer une petite quantité d&#39;une pression positive pour éviter le colmatage de la micropipette. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un micromanipulateur, déplacez le micro-pipette en position juste au-dessus du neurone cible. </li><li> Protocole pour les enregistrements de cellules entières: <ol><li> Appliquer une 10 ms, +10 mV impulsion d&#39;onde carrée (par exemple test d&#39;étanchéité) en mode voltage-clamp de l&#39;amplificateur et ajuster le potentiel de micropipette (pipette offset) du signal de référence à 0 nA. Le test d&#39;étanchéité doit également être utilisée pour déterminer si la résistance de la microélectrode est dans la plage souhaitée (par exemple, 2-6 MQ). </li><li> Tout en surveillant la résistance, en utilisant des réglages fins de la micromanipulateur pour positionner doucement la micropipette sur la surface du neurone cible. Lorsque la micropipette est en contact avec le neurone, la résistance va augmenter (par ~ 0,5 à 1 MQ). Jemmédiatement suite à l&#39;augmentation de la résistance à supprimer la pression de fluide positive et à appliquer une faible pression négative. Une fois que la résistance a passé 10 - 20 MQ, fixer le potentiel de membrane à un niveau de maintien (par exemple autour de -60 mV). </li><li> La résistance de l&#39;électrode devrait continuer à augmenter jusqu&#39;à dépasser 1 VA, ce qui signifie que un joint efficace (appelé «gigaseal &#39;) a été formé entre la membrane cellulaire et micro-pipette. À ce stade, retirez toute la pression du fluide à partir de la micropipette. </li><li> Une fois que le gigaseal a été formée, en utilisant des impulsions de courant de courte durée (25 à 100 microsecondes; 1 V) ou de brèves impulsions de pression de fluide négative pour rompre la membrane cellulaire et d&#39;atteindre la configuration de la cellule entière. </li><li> Enregistrer la capacité de la membrane, la résistance série et une résistance d&#39;entrée tel que déterminé à partir de la courbe exponentielle ajustée pour le courant pendant l&#39;impulsion de test d&#39;étanchéité. Minimiser les transitoires de capacité en réglant les commandes CpFast et CpSlow sur l&#39;amplificateur, puis switch l&#39;amplificateur en mode de cellule entière, et compenser la capacitance et la résistance jusqu&#39;à ce que un courant plat est observé pendant le test d&#39;étanchéité. Appliquer une compensation de la résistance série (~ correction de 70%, 70% prédiction), en ajustant capacitance et la résistance de contrôle pour maintenir une réponse de test d&#39;étanchéité plat. </li><li> Passez en mode courant-clamp dans l&#39;amplificateur. Prenez note du potentiel de membrane au repos (en l&#39;absence d&#39;injection de courant). Définir un courant de maintien pour stabiliser le potentiel de membrane au niveau désiré (par exemple 60 mV). Neutraliser la capacité de la pipette et régler la balance de pont pour équilibrer la chute de tension. </li><li> Vérifiez les propriétés de cuisson du neurone en stimulant avec dépolarisants actuel (10 à 200 pA à 10 étapes Pa; 300 msec). </li></ol></li><li><ol><li> Déplacer le retour de la fibre optique dans sa position à côté du neurone. Grâce à un logiciel de formation d&#39;image couplé à une caméra CCD, de capturer des images de la position de la fibre par rapport à la neuro-ciblen, en se concentrant sur ​​le plan du neurone d&#39;abord, puis sur le bord supérieur de la fibre optique (voir Figure 1). </li><li> Par analyse ultérieure des images résultantes (par exemple, les figures 1b et 1c), il est possible de déterminer avec précision Δ (la position du bord supérieur de la fibre optique par rapport au centre du neurone cible). Une fois que Δ est connu, des paramètres tels que la distance de la face d&#39;extrémité de fibre au neurone cible (le long de l&#39;axe de la fibre) z et le déplacement radial du neurone du centre de la poutre δ r peuvent être calculées à l&#39;aide des relations trigonométriques simples: z = r sin 2θ + Δ cos θ δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + Ay 2) 1/2, Ay où est la distance entre l&#39;axe de la fibre et le centre du neurone en vue de dessus (par exemple SEe Figure 1). L&#39;analyse doit prendre en compte les variations de position de cellule en cellule, que la connaissance précise de ces paramètres de localisation peut être nécessaire pour résoudre les différences possibles entre les processus de stimulation 25. </li></ol></li></ol> 4. Les expériences de l&#39;INS <ol><li> Lors de l&#39;enregistrement des données électrophysiologiques dans les deux pince de courant ou des configurations de serrage de tension, exécutez le laser de stimulation dans les paramètres souhaités (par exemple la puissance, durée d&#39;impulsion, taux de redoublement, etc.) Avec notre laser, la puissance optique est commandée par une entrée directe de l&#39;émetteur laser et est spécifiée manuellement avant chaque enregistrement. Durée de l&#39;impulsion et le taux de répétition peuvent être commandés soit par un générateur de signal externe, ou le logiciel d&#39;acquisition de données (tel que décrit dans l&#39;étape 2.3.4). S&#39;assurer que les données sont enregistrées à la fois du canal de patch-clamp, et le canal de déclenchement de laser. </li></ol> Des impulsions laser avec des longueurs allantd&#39;environ 500 microsecondes à 15 msec et les énergies de ~ 0,25-5 mJ par impulsion céder généralement réponses électriques mesurables. Réglage de la fréquence de répétition des impulsions laser à 1 Hz ou moins peut être utile pour les premières expériences, car il permettra de minimiser les effets de ce paramètre. Les résultats typiques montrant la variation du signal enregistré sont présentés dans la section suivante.

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S., Kollmar, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+and+stimulation+of+neurite+outgrowth+in+a+serum-free+culture+of+spiral+ganglion+neurons+from+adult+mice.">Survival and stimulation of neurite outgrowth in a serum-free culture of spiral ganglion neurons from adult mice.</a> Hearing Research. 230, 17-23 (2007).</li><li>Parker, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+culture+and+plasmid+electroporation+of+the+murine+organ+of+corti.">Primary culture and plasmid electroporation of the murine organ of corti.</a> J. Vis. Exp. (36), e1685 (2010).</li><li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+of+light+absorption+in+tissue+during+infrared+neural+stimulation.">Modeling of light absorption in tissue during infrared neural stimulation.</a> Journal of Biomedical Optics. 17, 075002 (2012).</li><li>Snyder, A. W., Love, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Optical Waveguide Theory. , (1983).</li><li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Cadusch, P. J., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+of+the+temporal+effects+of+heating+during+infrared+neural+stimulation.">Modelling of the temporal effects of heating during infrared neural stimulation.</a> J. Biomed. Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li><li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies.">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

En utilisant les protocoles décrits dans le présent document, il est possible d&#39;extraire et de la culture des neurones du ganglion spiral et d&#39;enquêter sur l&#39;activité électrique au laser évoqué en effectuant ensemble des expériences de patch-clamp de la cellule. Lorsqu&#39;ils sont utilisés in vitro, la technique de patch-clamp offre un niveau de contrôle sur les paramètres expérimentaux qui n&#39;est pas réalisable in vivo. les paramètres de stimulation de laser tels que la l...

Les domaines de la neurophysiologie et la bionique s&#39;appuient fortement sur les techniques qui permettent une stimulation contrôlable des réponses électriques dans le tissu neural. Alors que la stimulation électrique reste l&#39;étalon-or en excitation nerveuse, elle souffre d&#39;un certain nombre d&#39;inconvénients tels que la présence d&#39;artefacts de stimulation lors de l&#39;enregistrement des réponses neuronales, et un manque de spécificité de la stimulation due à la propagation du courant dans les tissus environnants 1. Les deux dernières décennies ont vu le développement des techniques de stimulation optiquement médiation 2. Plusieurs de ces techniques nécessitent la modification du tissu cible, soit par l&#39;ajout d&#39;une molécule particulière (molécules par exemple en cage) 3 ou une certaine forme de manipulation génétique (par exemple optogenetics) 4, qui ne sont faciles à appliquer en dehors d&#39;un contexte de recherche. Un intérêt particulier est donc stimulation neurale infrarouge (INS), wherebY tissu neural est excité par une lumière laser infrarouge pulsé. INS a le potentiel pour surmonter bon nombre des lacunes de la stimulation électrique en permettant, stimulation sans contact très spécifique du tissu neural 2. Cependant, alors que l&#39;INS a été démontrée avec succès dans une variété de paramètres in vivo, le mécanisme précis de l&#39;excitation reste incertain. Quelques publications récentes ont montré les progrès vers la découverte du mécanisme derrière INS 5-7. Chauffage rapide due à l&#39;absorption de la lumière laser par l&#39;eau semble jouer un rôle clé. Cependant, au-delà de ce consensus n&#39;a pas encore été atteint. Shapiro et al. 7 proposer un mécanisme très général selon lequel le chauffage rapide provoque une perturbation de la distribution des particules chargées adjacentes à la membrane de la cellule, ce qui conduit à un changement de la capacitance de la membrane cellulaire et la dépolarisation ultérieure. En outre, Albert et al. 5 affirment que laser chauffage induite active une classe spécifique de température des canaux ioniques sensibles (récepteur transitoire des canaux vanilloïde potentiels), ce qui permet aux ions de passer à travers la membrane cellulaire. A ce stade, il est difficile de savoir comment ces mécanismes se combinent, ou bien si il ya d&#39;autres facteurs qui n&#39;ont pas encore été identifiés. Bien qu&#39;un petit nombre de publications (références 5,7-9) ont étudié INS in vitro, la grande majorité des travaux publiés dans ce domaine a été réalisée in vivo (par exemple, les références 1,6,10-18). Stimulation infrarouge de neurones auditifs a été un domaine d&#39;intérêt particulier, en raison des applications potentielles dans les implants cochléaires 10,14-18. Bien que des expériences in vivo sont importantes pour vérifier l&#39;efficacité de la technique dans divers milieux, l&#39;augmentation du niveau de contrôle offert par des études in vitro devrait conduire à une compréhension plus détaillée de la mécaniquenisme responsable de l&#39;INS. Ce rapport décrit la préparation de cultures de neurones du ganglion spiral pour les enquêtes de patch-clamp, car ils peuvent être utilisés pour étudier les mécanismes fondamentaux tout en reliant à la grande quantité de données existantes du système auditif. La technique de patch-clamp est un excellent outil pour les enquêtes sur les phénomènes électrophysiologiques, en fournissant un moyen d&#39;enregistrer l&#39;activité électrique des cellules individuelles et d&#39;étudier la contribution des courants sous-jacents individuels 19. Lorsque cette technique est appliquée à une écurie préparation in vitro de neurones primaires, telles que les neurones du ganglion spiral culture, il offre la possibilité d&#39;étudier en profondeur les mécanismes par lesquels l&#39;activité neuronale est contrôlée et manipulée. Les protocoles définis dans cette oeuvre les méthodes de contour pour étudier l&#39;effet de la stimulation laser sur les propriétés électriques des neurones du ganglion spiral par patch clampenregistrements. L&#39;approche est basée sur un laser à fibre couplée au lieu d&#39;un laser en espace libre, ce qui permet le fonctionnement sûr et plus facile et plus reproductible alignement sans avoir à modifier la configuration du microscope standard. Sur la base de ces protocoles, il devrait être possible de procéder à un large éventail d&#39;expériences afin de déterminer plus clairement le ou les mécanismes derrière INS.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Cell culture materials and equipment </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass coverslips</td>
 <td>Lomb Scientific</td>
 <td>CSC 10 1 GP</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-ring cell culture dish </td>
 <td>VWR International</td>
 <td>82050-542</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-L-ornithine solution</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4957</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laminin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>23017-015</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Curved forceps</td>
 <td>WPI</td>
 <td>14101</td>
 <td>Dumont #5 tweezers (45&deg; angle tip)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CO2 Incubator</td>
 <td>ThermoScientific</td>
 <td>Heracell 150i</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Cell culture materials and equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Neurobasal media</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Neurobasal A</td>
 <td>Gibco</td>
 <td>10888-022</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>N-2 supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17502-048</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>B27 serum-free supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17504-044</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Penicillin-Streptomycin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>15140-148</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>L-Glutamine</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>25030-149</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Intracellular solution</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium D-gluconate</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G4500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EGTA</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>E3889</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Na2ATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A2383</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MgATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A9187</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NaGTP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8877</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPPL738.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Extracellular solution </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>310166</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Calcium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>383147</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Magnesium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>M8266</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>D-Glucose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8270</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPSL740.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 2. Solutions for cell culture and patch clamp. a) Neurobasal media. b) Intracellular solution. c) Extracellular solution.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Upright microscope</td>
 <td>Zeiss </td>
 <td>AxioExaminerD1</td>
 <td>Equipped with Dodt contrast </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Water-immersion objective</td>
 <td>Zeiss</td>
 <td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Platform and X-Y stage </td>
 <td>ThorLabs</td>
 <td>Burleigh Gibraltar</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording chamber</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>RC-26G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vibration isolation table</td>
 <td>TMC</td>
 <td>Micro-g 63-532</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CCD Camera</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>RT1200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Camera software</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>SPOT Basic</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>In-line solution heater</td>
 <td>Warner</td>
 <td>SH-27B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Temperature controller</td>
 <td>Warner</td>
 <td>TC-324B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp amplifier</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Multiclamp 700B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp data acquisition system</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Digidata 1440A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micromanipulator</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>MPC-325</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette glass</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>GBF100-58-15</td>
 <td>Borosilicate glass with filament</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette Puller</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>P2000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording Software</td>
 <td>AxoGraph</td>
 <td></td>
 <td>Lab pack and electrophysiology tools</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aspirator bottle</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>CLS12201L</td>
 <td>1 L Pyrex aspirator bottle, with outlet for tubing</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PE Tubing</td>
 <td>Harvard</td>
 <td>PolyE #340</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Masterflex peristaltic pump</td>
 <td>Cole-Parmer</td>
 <td>HV-07554-85</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3.Patch clamp equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1,870 nm laser diode</td>
 <td>Optotech</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>200/220 &mu;m diameter multimode optical fiber patch cord (FC/PC)</td>
 <td>AFW Technologies</td>
 <td>MM1-FC2-200/220-5-C-0.22</td>
 <td>Light delivery optical fiber, silica core and cladding, 0.22 NA</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber through connector (FC/PC)</td>
 <td>Thorlabs</td>
 <td>ADAFC2</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber cleaver</td>
 <td>EREM</td>
 <td>FO1 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.25 - 0.6 mm) </td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing optical fiber jacket</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.6 - 1.0 mm)</td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing outer coating of patch cord</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Signal generator</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Any signal generator that can output the necessary pulse shapes and is capable of being externally triggered</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber positioner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Custom made positioner. Could substitute with standard micropositioner used for patch clamp experiments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber chuck</td>
 <td>Newport</td>
 <td>FPH-DJ</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laser power meter and detector head</td>
 <td>Coherent</td>
 <td>FieldMate (power meter) with LM-3 (detector head)</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 4. Laser equipment.</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

whole cell patch clamp for investigating the mechanisms of infrared neural stimulation

Il a été démontré ces dernières années que la lumière laser pulsée, infrarouge peut être utilisé pour obtenir des réponses électriques dans le tissu neural, indépendante de toute autre modification du tissu cible. Stimulation neurale infrarouge a été rapporté dans une variété de tissu nerveux périphérique et sensorielle in vivo, avec un intérêt particulier représenté sur la stimulation de neurones dans le nerf auditif. Cependant, alors que l&#39;INS a été montré à travailler dans ces milieux, le mécanisme (ou mécanismes) par lequel la lumière infrarouge provoque une excitation neuronale n&#39;est actuellement pas bien compris. Le protocole présenté ici décrit une méthode de patch-clamp de la cellule entière conçue pour faciliter l&#39;enquête de stimulation neurale infrarouge dans des cultures de neurones auditifs primaires. En caractérisant parfaitement la réponse de ces cellules à illumination laser infrarouge in vitro dans des conditions contrôlées, il peut être possible d&#39;obtenir une meilleure compréhension de la physica fondamentalel et processus biochimiques sous-jacents stimulation neurale infrarouge.

des neurones du ganglion spiral réagissent à une illumination laser avec répétable formes d&#39;onde en tant voltage-clamp et des configurations d&#39;enregistrement courant-clamp. figure 3a montre l&#39;évolution typique de la circulation du courant à travers une membrane cellulaire en réponse à un 2,5 ms, 0,8 mJ impulsion laser (réponse moyenne à partir de 6 impulsions laser, répétée à intervalle de 1 sec) avec le potentiel de membrane maintenue à -70 mV, -60 mV et -50 mV. Courants entr...

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Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

La stimulation du nerf infrarouge a été proposé comme alternative à une stimulation électrique dans une gamme de types nerveuses, y compris ceux qui sont associés avec le système auditif. Ce protocole décrit une méthode de patch-clamp pour l&#39;étude du mécanisme de la stimulation du nerf infrarouge dans une culture de neurones auditifs primaires.

Whole Patch Clamp cellulaire pour étudier les mécanismes de la stimulation neurale infrarouge

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

whole-cell-patch-clamp-for-investigating-mechanisms-infrared-neural

Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.8K vues.  Swinburne University of Technology. La stimulation du nerf infrarouge a été proposé comme alternative à une stimulation électrique dans une gamme de types nerveuses, y compris ceux qui sont associés avec le système auditif. Ce protocole décrit une méthode de patch-clamp pour l'étude du mécanisme de la stimulation du nerf infrarouge dans une culture de neurones auditifs primaires.

Vidéo: Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Investigating the Neural Mechanisms of Aware and Unaware Fear Memory with fMRI

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates of associative learning 1-5. In these studies, it is important to provide behavioral evidence of conditioning to verify that differences in brain activity are learning-related and correlated with human behavior. 
Fear conditioning studies often monitor autonomic responses (e.g. skin conductance response; SCR) as an index of learning and memory 6-8. In addition, other behavioral measures can provide valuable information about the learning process and/or other cognitive functions that influence conditioning. For example, the impact unconditioned stimulus (UCS) expectancies have on the expression of the conditioned response (CR) and unconditioned response (UCR) has been a topic of interest in several recent studies 9-14. SCR and UCS expectancy measures have recently been used in conjunction with fMRI to investigate the neural substrates of aware and unaware fear learning and memory processes 15. Although these cognitive processes can be evaluated to some degree following the conditioning session, post-conditioning assessments cannot measure expectations on a trial-to-trial basis and are susceptible to interference and forgetting, as well as other factors that may distort results 16,17 .
Monitoring autonomic and behavioral responses simultaneously with fMRI provides a mechanism by which the neural substrates that mediate complex relationships between cognitive processes and behavioral/autonomic responses can be assessed. However, monitoring autonomic and behavioral responses in the MRI environment poses a number of practical problems. Specifically, 1) standard behavioral and physiological monitoring equipment is constructed of ferrous material that cannot be safely used near the MRI scanner, 2) when this equipment is placed outside of the MRI scanning chamber, the cables projecting to the subject can carry RF noise that produces artifacts in brain images, 3) artifacts can be produced within the skin conductance signal by switching gradients during scanning, 4) the fMRI signal produced by the motor demands of behavioral responses may need to be distinguished from activity related to the cognitive processes of interest. Each of these issues can be resolved with modifications to the setup of physiological monitoring equipment and additional data analysis procedures. Here we present a methodology to simultaneously monitor autonomic and behavioral responses during fMRI, and demonstrate the use of these methods to investigate aware and unaware memory processes during fear conditioning.

A methodology to investigate the neural mechanisms that support aware and unaware memory processes during fear conditioning is described. This method monitors blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging, skin conductance response, and unconditioned stimulus expectancy during Pavlovian fear conditioning to assess the neural correlates of distinct memory processes.

Étudier les mécanismes neuronaux de la mémoire La peur Conscient et inconscient avec l&#39;IRMf

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates ...

Recherche

Neurosciences

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

Un multi-électrode système de patch-clamp assistée par ordinateur

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

De cellules entières de patch-clamp enregistrements de Morphologically- et interneurones hippocampiques neurochemically identifiés

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Recordings cellules entières Patch-clamp en tranches cérébrales

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Enregistrements de patch-clamp à cellules entières pour la détermination électrophysiologique de la sélectivité ionique dans les canarhodopsines

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

Augmentation de la réponse du réseau à la stimulation des cultures cellulaires neuronales sur les tableaux de microélectrodes

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

Auditory Brainstem Response and Outer Hair Cell Whole-cell Patch Clamp Recording in Postnatal Rats

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to amplify the weak vibration of low-level sound signal. The morphology and electrophysiological property of outer hair cells (OHCs) develop in early postnatal ages. The maturation of outer hair cell may contribute to the development of the auditory system. However, the process of OHCs development is not well studied. This is partly because of the difficulty to measure their function by an electrophysiological approach. With the purpose of developing a simple method to address the above issue, here we describe a step-by-step protocol to study the function of OHCs in acutely dissociated cochlea from postnatal rats. With this method, we can evaluate the cochlear response to pure tone stimuli and examine the expression level and function of the motor protein prestin in OHCs. This method can also be used to investigate the inner hair cells (IHCs).

This protocol describes methods to record the auditory brainstem response from postnatal rat pups. To examine the functional development of outer hair cells, the experimental procedure of whole-cell patch clamp recording in isolated outer hair cells is described step-by-step.

Réponse auditif du tronc cérébral et des cellules ciliées externes Whole-cell Patch Clamp enregistrement chez le rat Postnatal

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Préparations et protocoles pour toute cellule Patch Clamp enregistrement des neurones Tectal Xenopus laevis

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Preparation of Acute Spinal Cord Slices for Whole-cell Patch-clamp Recording in Substantia Gelatinosa Neurons

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms underlying sensory transmission, nociceptive regulation, and chronic pain or itch development. Implementations of electrophysiological recordings together with morphological studies based on the utility of acute spinal cord slices have further improved our understanding of neuronal properties and the composition of local circuitry in SG. Here, we present a detailed and practical guide for the preparation of spinal cord slices and show representative whole-cell recording and morphological results. This protocol permits ideal neuronal preservation and can mimic in vivo conditions to a certain extent. In summary, the ability to obtain an in vitro preparation of spinal cord slices enables stable current- and voltage-clamp recordings and could thus facilitate detailed investigations into the intrinsic membrane properties, local circuitry and neuronal structure using diverse experimental approaches.

Here, we describe the essential steps for whole-cell patch-clamp recordings made from substantia gelatinosa (SG) neurons in the in vitro spinal cord slice. This method allows the intrinsic membrane properties, synaptic transmission and morphological characterization of SG neurons to be studied.

Préparation de tranches médullaires aiguës pour l’enregistrement de Patch-clamp de la cellule entière dans les neurones de Substantia Gelatinosa

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

Évaluation de la multiplicité synaptique à l’aide de Patch-clamp de la cellule entière électrophysiologie

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...