Ce travail a été soutenu par le Conseil national de la santé et de la recherche médicale (NHMRC) de l&#39;Australie subvention de projet de 1.029.205, par la Fondation Microsearch de l&#39;Australie, et par la Fondation Myee Codrington recherche médicale.

Avant le début des expériences, obtenir l&#39;approbation du comité d&#39;éthique de protection des animaux de l&#39;institution compétente pour les expériences prévues. Maintenir la souris dans la conformité avec les exigences de votre institution. Le protocole suivant a été approuvé par les comités de l&#39;Université de Sydney et Hôpital Royal Prince Alfred. Avant de commencer la chirurgie, tous les instruments doivent être soigneusement nettoyés et stérilisés par trempage dans 80% d&#39;éthanol. Certains établissements prévoient autoclave mais cela peut endommager les instruments de microchirurgie fines sur le long terme. Lorsque l&#39;utilisation possible du matériel stérile à usage unique. 1. Anesthésie <ol><li> Anesthésier la souris avec de l&#39;isoflurane dans un récipient fermé, puis placez-le sur le dos sur un conseil d&#39;exploitation, reliant rapidement nez anesthésie cône. adéquation de test de l&#39;anesthésie en pinçant l&#39;arrière-pied pour s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de réflexe. </li><li> Raser la peau avec une lame chirurgicale etstériliser à 80% d&#39;éthanol. En outre, 2% de chlorhexidine à 70% d&#39;alcool isopropylique peut être utilisé pour la stérilisation de la peau. Au cours de l&#39;induction de l&#39;anesthésie la concentration d&#39;isoflurane est de 3%, mais réduire ce à 1-1,5% pour l&#39;entretien. Faire des ajustements mineurs à cette concentration pour maintenir une respiration régulière et la fréquence cardiaque. Maintenir la température de l&#39;animal sur un coussin chauffant. </li></ol> 2. Opération des bailleurs de fonds <ol><li> Faire une thoracotomie pour exposer le coeur et les vaisseaux en coupant la poitrine à travers les deux côtés de la cage thoracique, à partir du bord de la nervure jusqu&#39;à l&#39;aisselle suivie par une coupe transversale au niveau de l&#39;appendice xiphoïde pour former un rabat de paroi de la poitrine. Soulevez ce volet à côté de la tête et la broche à la carte d&#39;exploitation. Détachez péricarde pour exposer le cœur et les vaisseaux. </li><li> Soulevez la veine cave inférieure avec une pince dans une main et avec l&#39;autre injection de 1 ml froid hépariné saline proximale à cœur par la veine cave inférieure, puis mettre une petite pince de l&#39;artère sur la VCI à préventiont débit de solution de perfusion à travers le trou de l&#39;aiguille. </li><li> Utilisation de la gaze et un coton-tige, rentrer le coeur vers le bas pour exposer l&#39;aorte ascendante et l&#39;artère pulmonaire. Passer une lame d&#39;une paire de microciseaux à travers le canal (sinus transverse) postérieur à l&#39;ensemble de l&#39;aorte et l&#39;artère pulmonaire et l&#39;aorte coupée et l&#39;artère pulmonaire ainsi que dans toute la mesure du possible de manière distale afin d&#39;assurer une longueur suffisante pour l&#39;anastomose. </li><li> Cravate et diviser la VCI, à droite la veine cave supérieure (VCS), laissés SVC et veines pulmonaires en utilisant 6-0 fil de soie. Attachez l&#39;IVC et à droite SVC séparément, puis placer un seul postérieure de fil au cœur d&#39;encercler le SVC gauche avec les veines pulmonaires et de l&#39;attacher. Récolter au cœur du site donneur en coupant les vaisseaux distaux des liens, de le stocker dans une solution saline stérile froide à 4 ° C jusqu&#39;à la transplantation. Il en résulte la mort du donneur par la saignée. </li></ol> 3. Fonctionnement du bénéficiaire <ol><li> Anesthésier ladestinataire comme ci-dessus (section 1). Raser soigneusement abdomen pour éviter l&#39;irritation, puis faire une laparotomie par incision médiane de pubis à xiphisternum et se rétracter à l&#39;aide de trombones pliés pour former des écarteurs. Enveloppez l&#39;intestin dans une solution saline stérile gaze imbibée chaud et se rétracter à la partie supérieure droite de l&#39;abdomen. </li><li> Pour exposer l&#39;aorte sous-rénale et IVC, libérer les segments groupés de l&#39;aorte et IVC de l&#39;artère rénale gauche et la veine de la bifurcation iliaque en les divisant par les vaisseaux lombaires en utilisant un dispositif de cautérisation. Veillez à ce que le cautère est à la bonne température et utilisé pendant un temps suffisant pour diviser et sceller les extrémités du navire. </li><li> Appliquer petites pinces atraumatiques navire à l&#39;aorte et segments IVC distale et proximale. Faire une incision dans la paroi avant de l&#39;aorte par perforation d&#39;abord un trou avec une aiguille de 30 G; puis couper une incision verticale avec microciseaux pour correspondre à la taille de l&#39;aorte du donneur. Rincer la lumière de l&#39;aorte avec du sérum physiologique hépariné pour enlever toute blcaillots ood. </li><li> Apportez le cœur du donneur sur le site receveur recouvert de gaze trempé dans une solution saline froide et placez-le sur le côté droit de l&#39;abdomen. Assurez-vous que l&#39;aorte du donneur est placé à côté de l&#39;incision sur l&#39;aorte destinataire et l&#39;artère pulmonaire du donneur positionné à côté du destinataire IVC. </li><li> Anastomoser le côté fin à donneur aorte de l&#39;aorte destinataire en utilisant l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir du coin proximale et suture sur le côté gauche d&#39;abord jusqu&#39;à atteindre le coin distal, étape à laquelle l&#39;animal est tourné de 180 °. Déplacez doucement le cœur du donneur sur le côté gauche de l&#39;abdomen pour exposer le côté droit de l&#39;aorte et continuer suture par le côté droit de la paroi aortique de l&#39;extrémité distale à l&#39;extrémité proximale. Avant de clore l&#39;anastomose aortique, rincer doucement la lumière avec du sérum physiologique hépariné pour enlever tout caillot et de l&#39;air. </li><li> Anastomoser le donneur artère pulmonaire (AP) fin à côte avec le bénéficiaire IVC. Faire une incision verquement avec microciseaux dans la paroi avant de l&#39;IVC à un site en conformité avec l&#39;anastomose de l&#39;artère. Anastomoser le donneur PA au destinataire IVC, avec l&#39;exécution 10-0 fils de nylon à partir de l&#39;extrémité distale de la paroi de gauche dans la lumière de la VCI. Après avoir atteint l&#39;extrémité proximale, continuer le long de sutures de la paroi latérale avant droite jusqu&#39;à l&#39;extrémité distale pour compléter l&#39;anastomose. Avant de clore l&#39;anastomose, rincer doucement la lumière pour éliminer les caillots et de l&#39;air. </li><li> Avant de relâcher le serrage des navires, placer des morceaux de Gelfoam autour des sites d&#39;anastomose, et appliquer une légère pression avec un applicateur de coton jusqu&#39;à l&#39;hémostase. Au moment de la revascularisation, relâcher la pince distale en premier, suivi par la pince proximale. </li><li> Après revascularisation, appliquer une solution saline chaude à 37 ° C sur le greffon à l&#39;extérieur pour aider sa reprise. Le greffon commence habituellement fibrillation immédiatement et retourne spontanément à un rythme sinusal en quelques minutes. Injecter 0,6 ml chaudesdu sérum physiologique par voie sous cutanée à maintenir l&#39;hydratation du destinataire. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine pour une analgésie avant l&#39;achèvement de la chirurgie </li><li> Fermer la plaie abdominale avec un 5-0 surjet résorbable pour les deux couches. Commencez par remplir la couche intérieure et continuer le long de la peau. </li></ol> 4. Récupération et de greffe de surveillance <ol><li> Injecter ampicilline pour la prophylaxie de l&#39;infection et de placer le destinataire sur un coussin chauffant à 37 ° C pour la récupération. La plupart des animaux guérissent rapidement et sont généralement de boire et de manger souvent à moins de 3 heures. Si la souris montre des signes de détresse, examiner de près pour déterminer la cause. Si aucune cause évidente, le traitement à la buprénorphine et suivre de près. Consulter un vétérinaire si les symptômes sont sévères ou persistent plus de 8 heures et envisager l&#39;euthanasie. Si nécessaire, donner la poursuite 12 injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce que les symptômes disparaissent. Si la souris montre des signes de détresse après 8 h, donner continuant 12injections de buprénorphine horaire jusqu&#39;à ce qu&#39;ils résolvent. Consulter le vétérinaire si les symptômes persistent pendant plus de 48 heures et euthanasier si nécessaire. </li><li> Surveillance du rythme cardiaque du greffon par palpation abdominale direct et enregistrer la force de battement comme + + + + pour une greffe sain pour + de temps faible à cause du rejet de pointe et - comme non battre en raison de compléter le rejet de la greffe. Surveiller les souris tous les jours pendant les 10 premiers jours, puis 3x par semaine pour la durée de l&#39;expérience. </li></ol>

<ol>
	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Transplantation cardiaque Mouse est une méthode microchirurgicale difficile qui exige des compétences chirurgicales considérable à maîtriser. L&#39;aspect le plus difficile est le petit diamètre des vaisseaux. En outre, il est nécessaire de limiter la durée d&#39;utilisation de destinataire et les saignements. La technique de transplantation cardiaque de la souris a été décrite par Corry et al. en 1973 et par la suite par Mottram et al 12. Nos modifications comprennent les points ...

Les modèles animaux de transplantation d&#39;organes peuvent fournir des informations précieuses pour améliorer le traitement des patients transplantés cliniques. Modèles de souris sont particulièrement utiles pour l&#39;étude du système immunitaire de rejet de greffe d&#39;organe ou de l&#39;acceptation en raison de la large gamme de souris et des réactifs spécifiques pour les souris qui ne sont pas disponibles pour d&#39;autres modèles animaux génétiquement modifiés 1-3. Un défi avec des modèles murins de transplantation est la petite taille des donneurs et des receveurs qui nécessite une grande maîtrise technique pour obtenir des résultats satisfaisants. Une technique a été décrite pour la première à la transplantation hétérotopique de coeurs de rats 4 qui a ensuite été adaptés pour une transplantation cardiaque de la souris par Corry et al 5. Cette technique consiste à préparer le bénéficiaire avant l&#39;opération des bailleurs de fonds et aucune perfusion du cœur du donneur, qui sont tous deux de nature à compromettre la survie du cœur ou t transplantéil destinataire. La procédure a été largement utilisé comme décrit à l&#39;origine pour étudier les mécanismes de rejet de greffe et de la tolérance 6-8. D&#39;autres ont adapté la procédure de transplantation cardiaque d&#39;origine de rat de Ono et Lindsey pour les transplantations cardiaques chez les souris 9,10. Plus récemment, une technique a été publié pour la transplantation cardiaque de la souris qui a éliminé certains des problèmes associés à la méthode de Corry et al 11. Le protocole décrit ici incorpore les modifications, en fonction de la méthode de Mottram et al 12, qui comprennent: la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froide immédiatement après thoracotomie et effectuer l&#39;opération de donneur préalablement à l&#39;opération de destinataire pour minimiser destinataire temps d&#39;opération. En outre, nous utilisons des petites pinces atraumatiques navires au lieu de 6-0 cravates en soie. Bien pinces de navires ont l&#39;inconvénient de prendre plus d&#39;espace ils sont plus faciles à contrôler que les liens qui ne doit pas être trop serré ou lâcheet sont moins faciles à enlever que des pinces. Notre procédé utilise un surjet seul récipient pour anastomose, bien que dans l&#39;apprentissage initial d&#39;une scène alternative est d&#39;utiliser des sutures de fixation à l&#39;extrémité proximale et distale des coins pour assurer la régularité de sutures et donc la perméabilité de l&#39;anastomose.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="831">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating microscope&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Leica, Heerbrugg, Switzerland</td>
			<td style="width:124px;">M651</td>
			<td style="width:167px;">10x - 25x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthetic machine&#160;</td>
			<td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;">Vett3</td>
			<td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating board&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Hardware store or office supplier</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Heparinised saline (5 U/ml, 4oC)</td>
			<td>Pfizer, USA</td>
			<td style="width:124px;">FW25</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Normal saline (37oC)</td>
			<td style="width:247px;">AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td>
			<td style="width:124px;">4538</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on warm pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td>
			<td style="width:124px;">2870G/J421H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (0.05mg/kg in 0.1ml saline)</td>
			<td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ampcillin (5mg/kg in 0.1 ml saline)&#160;</td>
			<td>Aspen, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gel Foam&#160;</td>
			<td>Pharmacia &#38; Upjohn Co. USA</td>
			<td style="width:124px;">801289304</td>
			<td>Cut into small pieces</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High temperature cautery device&#160;</td>
			<td>Medtronic, USA</td>
			<td style="width:124px;">8444000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microsurgery instruments:</td>
			<td colspan="2">Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-needleholders</td>
			<td style="width:247px;">Shanghai, China</td>
			<td style="width:124px;">WT2020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro scissors</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WT1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (straight tip)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (curved tip)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-mosquito clamps (1 pair)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-vessel atraumatic clamps (1 pair)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40130/W40150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:293px;">Heating Pad/Right Temp</td>
			<td style="width:247px;">Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

Les souris sont souvent utilisés comme donneurs de transplantation cardiaque et les bénéficiaires dans les études de l&#39;immunologie de transplantation en raison de la large gamme de souris transgéniques et des réactifs disponibles. Une difficulté se présente en raison de la petite taille de l&#39;animal et les défis techniques considérables de la microchirurgie impliqués dans la transplantation cardiaque. En particulier, un taux élevé de défaillance technique tôt après la transplantation peut entraîner la mort de destinataire et les complications post-opératoires telles que la paralysie des membres postérieurs ou un cœur non-battant. Ici, la technique complète pour une transplantation cardiaque hétérotopique de la souris est démontrée, impliquant la récolte du cœur du donneur et de son implantation ultérieure dans une souris receveuse. Le cœur du donneur est prélevé immédiatement après la perfusion in situ avec une solution saline héparinée froid et transection de l&#39;aorte ascendante et de l&#39;artère pulmonaire. L&#39;opération de destinataire comprend la préparation de l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure (IVC), suivie paranastomose bout à l&#39;autre de l&#39;aorte du donneur avec l&#39;aorte destinataire à l&#39;aide d&#39;une seule course 10-0 microsuture et une anastomose similaire de l&#39;artère pulmonaire du donneur avec le bénéficiaire IVC. Suite à l&#39;opération de l&#39;animal reçoit une injection de 0,6 ml par voie sous cutanée de solution saline normale et on la laisse se remettre sur un coussin chauffant de 37 ° C. Les résultats de 227 transplantations cardiaques de souris sont résumées avec un taux de réussite à 48 h de 86,8%. Des échecs 13,2% dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une biche paralysie des membres, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant en raison de greffer des blessures et / ou thrombose ischémique, tandis que 15 (6,6%) sont décédés dans les 48 heures .

Après une période de formation initiale, 227 cas de la souris hétérotopique transplantation cardiaque dans notre groupe ont été analysés. Le taux de réussite dans les 24 premières heures était de 90,3% et à 48 h, il est de 86,8%. Sur les 30 (13,2%) des défaillances dans les 48 heures, 5 (2,2%) ont connu une paralysie des membres postérieurs et a dû être euthanasié, 10 (4,4%) avait un cœur non-battant pour cause de blessure et / ou de thrombose du greffon ischémie, tandis que 15 (6,6%) sont décédés d...

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A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K vues.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Vidéo: A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Un Heterotopic porcine Hind Membre Transplant modèle modifié translationnelle vascularisé composite Allotransplantation (VCA) de recherche

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Recherche

Médecine

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotopic abdominale Coeur / Transplantation pulmonaire simple dans une configuration de volume chargé

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Un modèle simplifié pour la transplantation valvulaire cardiaque hétérotopique chez les rongeurs

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Protocole de transplantation cardiaque hétérotopique porcine pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Une technique de brassard modifiée pour un modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...