وأيد هذا العمل من قبل المجلس الوطني للصحة والبحوث الطبية (NHMRC) في أستراليا منح المشروع 1029205، من قبل مؤسسة Microsearch من أستراليا، ومؤسسة Myee كودرينغتون البحوث الطبية.

قبل بدء التجارب، يجب الحصول على موافقة من لجنة الأخلاقيات رعاية الحيوان المؤسسة ذات الصلة من أجل التجارب المخطط لها. الحفاظ على الفئران في فقا لمتطلبات مؤسستك. تمت الموافقة على بروتوكول التالية من قبل لجان جامعة سيدني ومستشفى الأمير ألفريد الملكي. قبل بدء الجراحة، يجب تنظيف جميع الصكوك جيدا وتعقيمها عن طريق نقع في الايثانول 80٪. بعض المؤسسات تشترط التعقيم ولكن هذا يمكن أن تلحق الضرر الأجهزة المجهرية الدقيقة على المدى الطويل. حيث إمكانية استخدام المعدات القابل للتصرف العقيمة. 1. التخدير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس مع isoflurane وفي حاوية مغلقة ثم وضعه مستلق على متن التشغيل، بسرعة يربط مخروط الأنف مخدر. اختبار كفاية التخدير بواسطة معسر القدم الخلفية لضمان عدم وجود رد الفعل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يحلق الجلد بشفرة الجراحية وتعقيم مع الايثانول 80٪. بالإضافة إلى ذلك، الكلورهيكسيدين 2٪ في 70٪ ايزوبروبيل يمكن استخدامها لتعقيم الجلد. أثناء التخدير isoflurane وتركيز 3٪ ولكن لحد هذا 1-1.5٪ للصيانة. إجراء تعديلات طفيفة على هذا التركيز للحفاظ على التنفس ومعدل ضربات القلب العادية. الحفاظ على درجة حرارة الحيوان على وسادة التدفئة. </li></ol> 2. عملية المانحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل بضع الصدر للكشف عن القلب والأوعية بقطع الصدر من خلال جانبي القفص الصدري من على حافة الضلع حتى الإبطين تليها قطع عرضية على مستوى xiphisternum لتشكيل جدار الصدر رفرف. رفع هذا رفرف فوق بجانب الرأس ويعلقون عليه إلى لوحة التشغيل. تمزيق التأمور لفضح القلب والأوعية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع الوريد الأجوف السفلي مع ملقط في يد واحدة والأخرى مع حقن 1 مل heparinized المالحة الباردة الأقرب إلى القلب من خلال IVC، ثم وضع المشبك الشريان صغيرة على IVC إلى المنعتدفق طن من حل نضح الخلفي من خلال ثقب الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الشاش والقطن برعم، تتراجع قلب النزولي لفضح الأبهر الصاعد والشريان الرئوي. تمرير شفرة واحدة من زوج من microscissors من خلال قناة (الجيوب الأنفية عرضية) الخلفية إلى حزمة من الشريان الأورطي والشريان الرئوي والشريان الأورطي وقطع الشريان الرئوي معا بشكل أقصى حد ممكن لضمان طول كافية لمفاغرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعادل وتقسيم IVC، متفوقة الحق الوريد الأجوف (SVC)، غادر SVC والأوردة الرئوية باستخدام خيط الحرير 6-0. ربط IVC والحق SVC بشكل منفصل ثم وضع موضوع الخلفي واحدة إلى القلب لتطويق SVC ترك جنبا إلى جنب مع الأوردة الرئوية وادراك التعادل. حصاد القلب من موقع المانحة بقطع السفن البعيدة للعلاقات، ثم تخزينه في ملحي معقم الباردة عند 4 درجات مئوية حتى الزرع. هذه النتائج في وفاة المتبرع عن طريق استنزاف. </li></ol> 3. عملية مستلم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخديرالمتلقي على النحو الوارد أعلاه (القسم 1). يحلق بعناية لتجنب تهيج البطن، ثم جعل البطن عن طريق شق خط الوسط من العانة إلى xiphisternum وسحب باستخدام مشابك الورق عازمة على تشكيل الكامشات. التفاف الأمعاء في الحارة العقيمة المالحة غارقة الشاش والتراجع إلى الجزء العلوي الأيمن من البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفضح الشريان الأورطي الأشعة تحت الكلوي وIVC، تحرير قطاعات المجمعة من الشريان الأورطي وIVC من الشريان الكلوي الأيسر والوريد إلى التشعب الحرقفي بقسمة لهم من السفن القطنية باستخدام جهاز الكي. الحرص على أن الكي هو في درجة الحرارة الصحيحة واستخدامها لفترة كافية لتقسيم وختم نهايات السفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق المشابك السفينة الصغيرة ارضحي إلى الشريان الأورطي وشرائح IVC بشكل أقصى وقريب. إجراء شق في الجدار الأمامي من الشريان الأورطي عن طريق ثقب أول حفرة بإبرة G 30؛ ثم قص شق عموديا مع microscissors لتتناسب مع حجم الشريان الأورطي المانحة. مسح التجويف الشريان الأورطي مع heparinized المالحة لإزالة أي BLجلطات العود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جلب قلب المانحة إلى موقع المتلقي مغطاة بشاش غارقة في المياه المالحة الباردة ووضعه على الجانب الأيمن من البطن. تأكد من وضعه الشريان الأورطي المانحة بجانب شق الشريان الأورطي على المتلقي والشريان الرئوي المانحة وضعه بجانب المتلقي IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يفاغر الشريان الأورطي المانحة نهاية إلى جانب إلى الشريان الأورطي باستخدام المتلقي تشغيل 10-0 الغرز النايلون بدءا من الزاوية القريبة وخياطة على طول الجانب الأيسر أولا حتى تصل إلى الزاوية البعيدة، في المرحلة التي يتم استدارة الحيوان من خلال 180 درجة. بلطف تحريك القلب المانحة إلى الجانب الأيسر من البطن لفضح الجانب الأيمن من الشريان الأورطي وتستمر خياطة من خلال الجانب الأيمن من جدار الشريان الأورطي من نهاية إلى نهاية القاصي الداني. قبل أن يغلق مفاغرة الشريان الأبهر، طرد بلطف لمعة مع heparinized المالحة لإزالة أي جلطة والهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يفاغر الشريان الرئوي المانحة (PA) نهاية إلى جنب مع المتلقي IVC. إجراء شق النسخةtically مع microscissors في الجدار الأمامي للIVC في موقع وفقا للمفاغرة الشريان. يفاغر الجهة المانحة للسلطة الفلسطينية إلى المتلقي IVC مع تشغيل 10-0 الغرز النايلون بدءا من النهاية البعيدة من الجدار الأيسر داخل تجويف IVC. بعد الوصول إلى نهاية الداني، لا تزال الغرز على طول الجبهة جدار الجانب الأيمن حتى نهاية البعيدة لإتمام مفاغرة. قبل أن يغلق مفاغرة، طرد بلطف لمعة لإزالة أي جلطات والهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل الافراج عن السفينة والمشابك، وقطع مكان جلفوم حول المواقع مفاغرة، وتطبيق ضغط لطيف مع قضيب من القطن حتى يتم تحقيق الإرقاء. في ذلك الوقت من إعادة التوعي، والإفراج عن المشبك القاصي الأولى، تليها المشبك الداني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد عودة التوعي، وتطبيق المالحة الدافئة عند 37 درجة مئوية إلى الكسب غير المشروع من الخارج للمساعدة في التعافي. الكسب غير المشروع وعادة ما يبدأ الرجفان فورا ويعود تلقائيا إلى إيقاع الجيوب الأنفية في غضون بضع دقائق. حقن 0.6 مل دافئالمالحة تحت الجلد للحفاظ على الماء من المستلم. حقن تحت الجلد لتسكين البوبرينورفين قبل الانتهاء من عملية جراحية </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الجرح في البطن مع واحدة 5-0 على التوالي خياطة للامتصاص لكل من طبقات. تبدأ من خلال استكمال الطبقة الداخلية ومواصلة السير على الجلد. </li></ol> 4. الإنعاش والكسب غير المشروع الرصد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الأمبيسلين للوقاية من العدوى ووضع المتلقي على وسادة التدفئة على 37 درجة مئوية لمدة الانتعاش. معظم الحيوانات استرداد بسرعة، وعادة ما الشرب والأكل في كثير من الأحيان خلال 3 ساعة. إذا تبين الماوس علامات الضائقة، ودراسة عن كثب لتحديد السبب. إذا لم يكن هناك سبب واضح، وعلاج مع البوبرينورفين ومراقبة عن كثب. استشارة الطبيب البيطري إذا ظهرت أعراض شديدة أو تستمر أكثر من 8 ساعات والنظر في القتل الرحيم. إذا لزم الأمر، وإعطاء الحقن المستمر 12 ساعة من البوبرينورفين حتى حل الأعراض. إذا تبين الماوس علامات الضائقة بعد 8 ساعات، وإعطاء المستمرة 12الحقن ساعة من البوبرينورفين حتى حلها. استشارة الطبيب البيطري إذا استمرت الأعراض لأكثر من 48 ساعة والموت ببطء إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الكسب غير المشروع ضربات القلب عن طريق ملامسة البطن مباشرة وتسجيل قوة ضربات كما + + + + لالكسب غير المشروع صحية ل+ لضعف ضربات بسبب رفض المتقدمة و- على أنها غير الضرب بسبب إكمال رفض الكسب غير المشروع. رصد الفئران يوميا خلال 10 يوما الأولى، ثم 3X في الأسبوع لمدة التجربة. </li></ol>

<ol>
	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

الماوس زرع القلب هي طريقة صعبة المجهرية التي تتطلب مهارة جراحية كبيرة لسيده. الجانب الأكثر تحديا هو قطر صغيرة من السفن. بالإضافة إلى ذلك، فمن الضروري للحد من المستلم وقت العملية والنزيف. وقد وصفت هذه التقنية لزرع القلب الماوس أول من كوري وآخرون. في عام 1973 وبعد ذل?...

يمكن أن النماذج الحيوانية من زرع الأعضاء تقديم معلومات قيمة لتحسين علاج مرضى زرع السريرية. نماذج الماوس مفيدة بشكل خاص لدراسة آلية المناعة من رفض زرع الأعضاء أو القبول نظرا لمجموعة واسعة من الفئران المعدلة وراثيا والكواشف محددة بالنسبة للفئران التي لا تتوفر لغيرها من النماذج الحيوانية 1-3. وهناك تحد مع نماذج الماوس من زرع هو حجم صغير من المانحين والمستفيدين والتي تتطلب مهارة فنية كبيرة لتحقيق نتائج مرضية. وقد وصفت وهناك تقنية الأولى لزرع منتبذ القلوب في الفئران 4 التي تم تكييفها لاحقا لزرع القلب الماوس عن طريق كوري وآخرون 5. تشارك هذه التقنية إعداد المتلقي قبل العملية المانحة وليس نضح القلب المانحة، وكلاهما من المرجح أن يضر بقاء القلب المزروع أو رانه المتلقي. وقد استخدم على نطاق واسع الإجراء كما هو موضح في الأصل لدراسة آليات رفض الزرع والتسامح 6-8. وقد تكيفت الآخرين الفئران القلب الإجراء زرع الأصلي أونو وليندسي لزرع القلب في الفئران 9،10. مؤخرا، تم نشر تقنية لزرع القلب الماوس التي تغلبت على بعض المشاكل المرتبطة مع أسلوب كوري وآخرون 11. وصف بروتوكول هنا يتضمن تعديلات لدينا، على أساس طريقة موترام وآخرون 12، والتي تشمل: نضح في الموقع مع heparinized المالحة الباردة مباشرة بعد بضع الصدر وتنفيذ العملية المانحة قبل العملية المتلقي لتقليل وقت العملية المتلقي. بالإضافة إلى ذلك، ونحن نستخدم المشابك السفينة ارضحي صغيرة بدلا من 6-0 ربطات العنق الحريرية. على الرغم من أن المشابك السفينة لديها عيب من اتخاذ المزيد من المساحة التي هي أسهل للسيطرة من العلاقات، والتي ينبغي أن لا تكون ضيقة جدا أو فضفاضةوتكون أقل وضوحا لإزالة من المشابك. يستخدم أسلوب لدينا خياطة تشغيل واحد لسفينة مفاغرة، وإن كان في مراحل التعلم الأولية بديل هو استخدام الغرز البقاء في الداني والقاصي زوايا لضمان التوزيع المتساوي من الغرز، وبالتالي المباح من مفاغرة.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="831">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating microscope&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Leica, Heerbrugg, Switzerland</td>
			<td style="width:124px;">M651</td>
			<td style="width:167px;">10x - 25x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthetic machine&#160;</td>
			<td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;">Vett3</td>
			<td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating board&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Hardware store or office supplier</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Heparinised saline (5 U/ml, 4oC)</td>
			<td>Pfizer, USA</td>
			<td style="width:124px;">FW25</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Normal saline (37oC)</td>
			<td style="width:247px;">AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td>
			<td style="width:124px;">4538</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on warm pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td>
			<td style="width:124px;">2870G/J421H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (0.05mg/kg in 0.1ml saline)</td>
			<td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ampcillin (5mg/kg in 0.1 ml saline)&#160;</td>
			<td>Aspen, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gel Foam&#160;</td>
			<td>Pharmacia &#38; Upjohn Co. USA</td>
			<td style="width:124px;">801289304</td>
			<td>Cut into small pieces</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High temperature cautery device&#160;</td>
			<td>Medtronic, USA</td>
			<td style="width:124px;">8444000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microsurgery instruments:</td>
			<td colspan="2">Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-needleholders</td>
			<td style="width:247px;">Shanghai, China</td>
			<td style="width:124px;">WT2020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro scissors</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WT1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (straight tip)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (curved tip)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-mosquito clamps (1 pair)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-vessel atraumatic clamps (1 pair)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40130/W40150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:293px;">Heating Pad/Right Temp</td>
			<td style="width:247px;">Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

وغالبا ما تستخدم الفئران كما المانحين والمتلقين زرع القلب في دراسات علم المناعة زرع نظرا لمجموعة واسعة من الفئران المعدلة وراثيا والكواشف المتوفرة. ويرد صعوبة نظرا لصغر حجم الحيوان والتحديات التقنية المجهرية كبير من المتورطين في زرع القلب. على وجه الخصوص، نسبة عالية من عطل فني في وقت مبكر بعد زرع قد تنجم عن وفاة المستفيد ومضاعفات ما بعد الجراحة مثل الشلل أطرافه الخلفية أو القلب غير الضرب. هنا، ويتجلى تقنية كاملة لزرع قلب منتبذ الماوس، التي تنطوي على حصاد قلب المانحة وزرع لاحقا في الماوس المتلقي. يتم حصاد قلب المانحة التالية على الفور نضح في الموقع مع heparinized المالحة الباردة وtransection من الأبهر الصاعد والشريان الرئوي. العملية المتلقي ينطوي إعداد الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي (IVC)، تليهامفاغرة نهاية إلى جانب الشريان الأورطي مع الشريان الأورطي المانحة المتلقي باستخدام واحد على التوالي 10-0 خيط مجهري ومفاغرة مماثلة من الشريان الرئوي المانحة مع المتلقي IVC. بعد العملية يتم حقن الحيوان مع 0.6 مل تحت الجلد العادي المالحة وسمح لاسترداد على 37 درجة مئوية وسادة التدفئة. وتتلخص النتائج من 227 عملية زرع قلب فأر مع نسبة نجاح في 48 ساعة من 86.8٪. 13.2٪ الإخفاقات في غضون 48 ساعة، 5 (2.2٪) من ذوي الخبرة الشلل أطرافهم هند، 10 (4.4٪) كان له قلب غير الضرب، بسبب الكسب غير المشروع الإصابة الدماغية و / أو تخثر الدم، في حين توفي 15 (6.6٪) في غضون 48 ساعة .

بعد فترة التدريب الأولي، تم تحليل 227 حالة من حالات الماوس منتبذ زرع القلب في مجموعتنا. كان معدل النجاح في أول 24 ساعة 90.3٪ و في 48 ساعة كان 86.8٪. من 30 (13.2٪) فشل في غضون 48 ساعة، 5 (2.2٪) من ذوي الخبرة أطرافهم الشلل الخلفيتين وكان لا بد من الموت الرحيم، وكان 10 (4.4٪) غير القلب النابض ?...

Watch this Scientific Journal Video about A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion at JoVE.com

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

وهناك طريقة معدلة لغيري مكاني ماوس القلب Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K Views.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Video: A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

A معدلة غيري مكاني الخنازير هند أطرافهم نموذج زرع أوعية دموية لبالحركة المجمع زرع الطعم الخيفي (VCA) بحوث

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

الفئران عنق الرحم القلب زرع نموذج باستخدام أزرار وتقنيات التعديل

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

الفئران غيري مكاني القلب زرع تقنية

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

زرع صمام الرئوي عن طريق نموذج الفأر من غيري مكاني القلب زرع

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

الفئران منتبذ البطن القلب / زراعة واحدة والرئة في تكوين محملة حجم

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

منتبذ عنق الرحم القلب زرع في الفئران

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

نموذج مبسط لزرع صمام القلب غير المتجانس في القوارض

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

بروتوكول زرع قلب غير متجانس من لحم الخنزير لتوصيل العلاجات إلى ألوغرافت القلب

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

تقنية الكفة المعدلة لنموذج زرع القلب غير المتجانس لعنق الرحم للفأر

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...