TWP was funded by the Irish Cardiac Society Brian McGovern Travelling Fellowship. WTP was funded by R01 HL095712 and an AHA Established Investigator Award.

Toutes les étapes décrites ont été réalisées selon des protocoles approuvés par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle de l&#39;Hôpital pour enfants de Boston. 1 Préparation <ol><li> Faire une analyse anatomique et fonctionnelle cardiaque initiale par échocardiographie avant le début du protocole d&#39;injection, comme la position de la sonde fixe optimale pour l&#39;injection intra-myocardique peut ne pas donner les vues standard optimales pour délimiter l&#39;anatomie et l&#39;évaluation de la fonction. </li><li> La configuration de l&#39;injection est représentée sur les figures 1A-1C. Passer une seringue vide avec une aiguille gainée, coniques orientée vers le haut, dans la pince de la seringue (voir figure 1C) et fixer la sonde de transducteur à ultrasons dans la pince scan-tête (voir figure 1B). Desserrer le joint de verrouillage à billes de serrage à tête de balayage (figure 1B) et à manipuler l&#39;orientation de la sonde de façon à ce qu&#39;il soit aligné parallèlement à l&#39;axe de l&#39;aiguille. Fixer la numérisationposition de la tête en serrant le joint de verrouillage pince balle scan-tête. REMARQUE: Pour l&#39;injection chez la souris adulte, une aiguille G 30 avec un 1 dans / 2,5 cm de longueur est optimale. Une seringue de 1 ml peut être utilisée pour de plus grands volumes, tandis que d&#39;une seringue étanche aux gaz peut être utilisé pour un contrôle plus précis de petites quantités (5 à 10 pi). </li><li> Appliquer le gel échographique généreusement à la pointe de la sonde avec une spatule pour couvrir la tête le long de son intégralité. Dégainer l&#39;aiguille avec précaution et utiliser l&#39;aiguille monter contrôles pour faire avancer l&#39;aiguille directement sous le transducteur et dans le gel de l&#39;échographie pour la visualisation. Faire des ajustements mineurs à l&#39;aide de l&#39;aiguille de contrôle de montage de sorte que l&#39;aiguille est visualisée clairement sur toute sa longueur sur l&#39;image échographique. Si le capteur est correctement alignée parallèlement à l&#39;aiguille à l&#39;étape 1.4, puis l&#39;aiguille doit rester dans le plan de formation d&#39;image tel qu&#39;il est avancé et retiré au moyen du bouton de commande d&#39;injection (Figure 1C). </li><li> Dans les étapes suivantes, ne pas déranger la nécessitéle / transducteur alignement horizontal en déplaçant sur l&#39;axe horizontal. Au contraire, cibler des zones spécifiques du cœur pour injection en changeant la (axe des y) en position verticale de la monture d&#39;aiguille et en déplaçant la plate-forme d&#39;animal. </li><li> Déplacer le transducteur à partir de la plate-forme supérieurement animale en utilisant le contrôle de la hauteur de balayage (figure 1B) pour permettre le placement subséquent de la souris anesthésiée sur la plate-forme d&#39;animal. Cela ne va pas perturber l&#39;alignement de l&#39;axe des x du capteur à l&#39;axe longitudinal de l&#39;aiguille. </li><li> Retirez la seringue qui a été utilisé pour l&#39;alignement de l&#39;attache de la seringue et la jeter avec précaution. Chargez la nouvelle aiguille et la seringue à l&#39;injecter dans le volume cible finale, permettant à l&#39;espace mort dans l&#39;embout de la seringue. Soyez prudent pour éliminer les bulles d&#39;air. Placer la seringue dans la bride de la seringue sans ajuster l&#39;alignement de l&#39;axe des x. Rétracter complètement la seringue en utilisant la commande d&#39;injection. REMARQUE: Pour des fins de formation initiale, l&#39;utilisation du bleu Evanscolorant (1%), Trypan bleuissement (0,4%) ou d&#39;une suspension de microsphères fluorescentes que le produit injecté peut aider l&#39;opérateur à confirmer la compétence et le succès de l&#39;injection ciblée. </li></ol> 2 Injection <ol><li> Tournez sur la plaque chauffante intégrée de la plate-forme de chauffage et le régler pour 37 ° C. Placez la plate-forme des animaux à 180 ° de l&#39;orientation de l&#39;imagerie habituelle, avec la pince anesthésie tuyau et la tête de l&#39;animal le plus proche de l&#39;opérateur. Cela permet au coeur (sur le côté gauche de la poitrine) soit ipsilatéral à la bride de la seringue et l&#39;aiguille. Remarque: dans le sens horaire des ajustements mineurs de rotation supplémentaires à la plate-forme de l&#39;animal peut être nécessaire d&#39;orienter correctement le coeur de l&#39;avion parasternale petit axe de formation d&#39;image qui sera utilisée pour l&#39;injection (Figure 2A). </li><li> Préparer souris pour échocardiographie comme indiqué précédemment 9. Anesthésier les souris dans une chambre d&#39;induction avec 2% d&#39;isoflurane. Enlever les poils de la poitrine avec les cheveux crème de suppression d&#39;unD appliquer gel lubrifiant pour les deux yeux pour éviter le dessèchement de la sclérotique. </li><li> Soulevez le capteur en utilisant l&#39;analyse de contrôle de la hauteur de la tête (figure 1B). Placer le décubitus dorsal de souris anesthésiées au sommet de la plate-forme de l&#39;animal avec son museau chauffé à l&#39;intérieur d&#39;un cône de nez délivrant 1-3% d&#39;isoflurane (figures 2A-2B). Insérez délicatement une sonde rectale et la bande des quatre pattes pour les électrodes de l&#39;ECG, l&#39;application de gel d&#39;électrode pour contact électrique. REMARQUE: Un niveau approprié de l&#39;anesthésie doit être assurée pour le traitement humain de l&#39;animal. Il devrait y avoir aucune variation de la fréquence cardiaque et l&#39;absence de réponse de mise en place de l&#39;aiguille à travers la paroi thoracique. Intégrés de contrôle de température de l&#39;homéostasie de la plate-forme des animaux doivent être utilisés pour maintenir la normothermie (37 ± 0,5 ° C), que l&#39;hypothermie se traduira par une bradycardie relative, dilatation ventriculaire, et une gêne éventuelle. </li><li> Une fois que la souris est bien fixé sur la plate-forme d&#39;animaux, de réduire le transducteur sur la depilapoitrine Ted utilisant le balayage contrôle de la hauteur de la tête (figure 1B). La configuration de l&#39;échographie optimale pour l&#39;injection est pour le cœur à être visualisée à court orientation de l&#39;axe parasternale, selon la technique échocardiographique standard. Tournez la plate-forme animale 20-30 ° vers la droite pour obtenir la fenêtre acoustique optimale pour injection dans le plan d&#39;imagerie du petit axe (Figures 2A et 2B). Remarque: Vous pouvez injection peut être réalisée à partir d&#39;une orientation à long axe parasternale par rotation anti-horaire de la plate-forme animale (figure 2C). </li><li> Utilisez les commandes de réglage de la plate-forme d&#39;origine animale pour ajuster le champ de vision et pour cibler un site d&#39;injection souhaité dans le myocarde ventriculaire gauche. Pan de va-et-vient à partir de l&#39;apex à la base du coeur à une cible, le lieu d&#39;injection souhaité dans le myocarde ventriculaire gauche (figures 3A-3C). Remarque: La vue à court axe parasternale midpapillary (figure 3A) propose reproducible des sites qui permettent l&#39;imagerie de suivi du site d&#39;injection. Remarque: Vous pouvez également, la vue parasternale grand axe peut être utilisé pour cibler un site d&#39;injection prédéfini (figure 3D). </li><li> A partir de la seringue dans la pince de la seringue entièrement rétractée, progresser lentement la seringue vers la poitrine de l&#39;animal en tournant la commande d&#39;injection dans le sens horaire (figure 4A). Pour permettre une visualisation à ultrasons claire à la fois le cœur et la pointe de l&#39;aiguille à l&#39;approche de la poitrine, d&#39;utiliser beaucoup de gel à ultrasons sur le côté gauche de la poitrine et d&#39;optimiser la fenêtre acoustique en fixant un large champ de vision sur les contrôles d&#39;échocardiographie. Réglez le point / zone focale sur le site cible pour injection. Des ajustements mineurs à l&#39;aiguille monter contrôles peuvent optimiser l&#39;image de l&#39;aiguille sur toute sa longueur. REMARQUE: Certains appareils à ultrasons ont une fonction de logiciel de guidage de l&#39;aiguille à s&#39;étendre le long d&#39;une ligne numérique de l&#39;axe longitudinal de l&#39;aiguille à travers le myocarde cible(Figure 4B). Un tel logiciel peut être utile mais n&#39;est pas indispensable. </li><li> Avec l&#39;animal sous sédation appropriée (1-3% d&#39;isoflurane mélangé à 0,5-0,8 L / min de 100% d&#39;oxygène), avancer l&#39;aiguille à travers la paroi thoracique de la souris et dans le myocarde, en observant attentivement la position de la pointe de l&#39;aiguille biseautée du tout fois. Arrêter l&#39;avancement lorsque la pointe de l&#39;aiguille est à l&#39;intérieur du myocarde de la cible (figure 4C). L&#39;ensemble pointe biseautée doit être solidement dans le myocarde, afin d&#39;éviter la fuite à injecter dans l&#39;espace péricardique. </li><li> Lorsque la pointe est à l&#39;endroit désiré, livrer le produit à injecter en poussant sur le piston de la seringue. Livrer le produit à injecter lentement, sur 5-30 sec (en fonction du volume d&#39;être livré). Jusqu&#39;à 50 pi de produit à injecter peuvent être livrés sans compromettre la fonction ventriculaire. Un aspect de echobright transitoire pour la région du myocarde injecté peut être évident après l&#39;injection réussie. Une brève période (en secondes) de bradycard rapportia est parfois noté avec injection dans le myocarde et résout rapidement. </li><li> Une fois que le produit injecté a été administré, retire immédiatement l&#39;aiguille en rotation anti-horaire du bouton de commande d&#39;injection. La souris doit être maintenu sous anesthésie pendant plusieurs minutes d&#39;observation échocardiographie pour confirmer la fonction ventriculaire préservée et aucune complication postopératoire. Si cela est indiqué, de multiples régions du myocarde peuvent être injectés en série par le repositionnement de l&#39;angle d&#39;approche de l&#39;aiguille par un réglage de la plate-forme d&#39;animal. Après injection intra-myocardique, la souris est placée dans une cage sur son propre et on le laisse récupérer de l&#39;anesthésie en observation. </li><li> Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne retournez pas un animal qui a subi l&#39;injection intra-myocardique à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. La cage doit être placée sur un coussin thermorégulée avec ready disposition de l&#39;alimentation en eau et de la souris. Inconfort postopératoire n&#39;est pas prévu et l&#39;échec de reprendre correctement le comportement normal peu de temps après l&#39;intervention suggère une complication potentielle (voir Discussion). </li><li> Prenez soin de l&#39;aiguille immédiatement après la fin de l&#39;injection intra-myocardique afin de minimiser les risques de blessures d&#39;objets tranchants à l&#39;opérateur ou des tiers. Réutilisation d&#39;une aiguille peut entraîner émoussement de la pointe qui rend plus difficile de percer le myocarde et entraîne un risque plus élevé de complications. </li></ol>

<ol>
	<li>Kochanek, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+final+data+for+2009.">Deaths: final data for 2009.</a> Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-117 .</li><li>Strauer, B. E., Steinhoff, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=10+years+of+intracoronary+and+intramyocardial+bone+marrow+stem+cell+therapy+of+the+heart:+from+the+methodological+origin+to+clinical+practice.">10 years of intracoronary and intramyocardial bone marrow stem cell therapy of the heart: from the methodological origin to clinical practice.</a> J Am Coll Cardiol. 58, 1095-1104 (2011).</li><li>Cheng, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intramyocardial+autologous+cell+engraftment+in+patients+with+ischaemic+heart+failure:+a+meta-analysis+of+randomised+controlled+trials.">Intramyocardial autologous cell engraftment in patients with ischaemic heart failure: a meta-analysis of randomised controlled trials.</a> Heart Lung Circ. 22 (11), 887-894 (2013).</li><li>Fischer-Rasokat, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pilot+trial+to+assess+potential+effects+of+selective+intracoronary+bone+marrow-derived+progenitor+cell+infusion+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy:+final+1-year+results+of+the+transplantation+of+progenitor+cells+and+functional+regeneration+enhancement+pilot+trial+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy.">A pilot trial to assess potential effects of selective intracoronary bone marrow-derived progenitor cell infusion in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy: final 1-year results of the transplantation of progenitor cells and functional regeneration enhancement pilot trial in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy.</a> Circ Heart Fail. 2, 417-423 (2009).</li><li>Seth, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intracoronary+cellular+cardiomyoplasty+for+nonischemic+cardiomyopathy:+clinical+and+histopathological+results:+the+first-in-man+ABCD+(autologous+bone+marrow+cells+in+dilated+cardiomyopathy)+trial.">Percutaneous intracoronary cellular cardiomyoplasty for nonischemic cardiomyopathy: clinical and histopathological results: the first-in-man ABCD (autologous bone marrow cells in dilated cardiomyopathy) trial.</a> J Am Coll Cardiol. 48, 2350-2351 (2006).</li><li>Ladage, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+methods+of+vector+delivery+in+preclinical+models.">Percutaneous methods of vector delivery in preclinical models.</a> Gene Ther. 19, 637-641 (2012).</li><li>Zangi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+mRNA+directs+the+fate+of+heart+progenitor+cells+and+induces+vascular+regeneration+after+myocardial+infarction.">Modified mRNA directs the fate of heart progenitor cells and induces vascular regeneration after myocardial infarction.</a> Nat Biotechnol. 31, 898-907 (2013).</li><li>Laakmann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimally+invasive+closed-chest+ultrasound-guided+substance+delivery+into+the+pericardial+space+in+mice.">Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice.</a> Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386 (3), 227-238 (2013).</li><li>Respress, J. L., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transthoracic+echocardiography+in+mice.">Transthoracic echocardiography in mice.</a> J Vis Exp. (39), e1738 (2010).</li><li>Wang, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+cis-regulating+elements+and+trans-activating+factors+of+the+rat+cardiac+troponin+T+gene.">Characterization of cis-regulating elements and trans-activating factors of the rat cardiac troponin T gene.</a> J Biol Chem. 269, 30595-30603 (1994).</li><li>Shimshek, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Codon-improved+Cre+recombinase+(iCre)+expression+in+the+mouse.">Codon-improved Cre recombinase (iCre) expression in the mouse.</a> Genesis. 32, 19-26 (2002).</li><li>Lichtenauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+and+intramyocardial+injection+of+apoptotic+white+blood+cell+suspensions+prevents+ventricular+remodelling+by+increasing+elastin+expression+in+cardiac+scar+tissue+after+myocardial+infarction.">Intravenous and intramyocardial injection of apoptotic white blood cell suspensions prevents ventricular remodelling by increasing elastin expression in cardiac scar tissue after myocardial infarction.</a> Basic Res Cardiol. 106 (4), 645-655 (2011).</li><li>Herrmann, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postinfarct+intramyocardial+injection+of+mesenchymal+stem+cells+pretreated+with+TGF-alpha+improves+acute+myocardial+function.">Postinfarct intramyocardial injection of mesenchymal stem cells pretreated with TGF-alpha improves acute myocardial function.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), 371-378 (2010).</li><li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+injection+of+autologous+mesenchymal+stromal+cells+improves+myocardial+function.">Direct injection of autologous mesenchymal stromal cells improves myocardial function.</a> Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).</li><li>Campbell, N. G., Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+delivery+routes+for+stem+cell+therapy+to+the+heart:+current+and+future+approaches.">Cell delivery routes for stem cell therapy to the heart: current and future approaches.</a> J Cardiovasc Transl Res. 5 (5), 713-726 (2012).</li><li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial,+intracoronary,+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery:+implications+for+current+clinical+trials.">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112, 150-156 (2005).</li><li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+successful+training+on+methods+of+delivery+of+biologics+for+cardiac+regeneration:+a+report+of+the+International+Society+for+Cardiovascular+Translational+Research).">Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research).</a> JACC Cardiovasc Interv. 3 (3), 265-275 (2010).</li><li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+therapy+for+cardiovascular+disease:+a+comparison+of+methods+of+delivery.">Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery.</a> J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Biologiques peuvent être livrés au myocarde par injection directe intramyocardique, injection intrapéricardique, ou l&#39;administration indirecte via la circulation sanguine. Cellulaires récents essais de thérapie dans les modèles d&#39;infarctus du myocarde ont décrit une approche de thoracotomie ouverte à la prestation de injectat 12-14. Un facteur important dans le succès d&#39;une intervention thérapeutique infarctus repose sur le choix de la voie d&#39;accouchement. La dose la plus élevée lo...

Les maladies cardiaques sont la principale cause de décès chez les hommes et les femmes aux États-Unis, ce qui représente 600 000 décès par an 1. Les modèles murins de maladies cardio-vasculaires sont très importantes pour l&#39;enquête mécanismes physiopathologiques et pour explorer des thérapies potentielles. Livraison du myocarde de vecteurs de thérapie génique, cellules souches, des ARN modifiés, et d&#39;autres agents thérapeutiques permis enquête de leur potentiel thérapeutique pour les maladies cardiaques 2-7. Actuellement, il existe peu d&#39;options pour la livraison du myocarde d&#39;agents thérapeutiques dans des modèles de souris 6. Injection intra-myocardique sous visualisation directe est couramment utilisé, mais nécessite une sternotomie ou thoracotomie et est limitée à la région exposée du cœur. Bien commode lorsqu&#39;il est effectué à un autre moment de la manipulation expérimentale comme CONT ligature, la nécessité d&#39;une procédure invasive pour la livraison intramyocardique limite modèles expérimentaux possibles et présente unutres effets de la procédure (par exemple, la fibrose due à une thoracotomie). Livraison péricardique percutané des vecteurs viraux ont été rapportés, mais le site et la distribution de l&#39;agent thérapeutique n&#39;est pas homogène et il est difficile de commande 8. Percutanées résultats d&#39;injection coronaires dans la répartition plus homogène de matière injectée, mais la livraison coronarienne efficace et reproductible est difficile dans des modèles murins. Ici, nous décrivons un coffre technique d&#39;injection intra-myocardique fermé qui permet minimalement invasive, contrôlé par l&#39;opérateur ciblage d&#39;agents thérapeutiques sous contrôle échographique. La technique est facile à apprendre, évite la nécessité d&#39;une thoracotomie ou sternotomie et leurs complications expérimentales qui en découlent, et offre une plus grande flexibilité sur le calendrier et les sites d&#39;injection intra-myocardique. Ainsi, l&#39;injection intra-myocardique assistée échocardiographie-représente un procédé techniquement simple et très efficace de la manipulation de l&#39;myocarde dans des modèles expérimentaux murins.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo 2100 ultrasound imaging system&#160;</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo Integrated Rail System III</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS400 transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS550D transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">PrecisionGlide needles</td>
			<td style="width:144px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">305128</td>
			<td>30G x 1 inch</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">1cc slip tip syringe</td>
			<td style="width:144px;">Exel International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">26048</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Gastight 50ul glass syringes</td>
			<td style="width:144px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:119px;">1705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Trypan blue stain (0.4%)</td>
			<td style="width:144px;">Gibco&#160;</td>
			<td style="width:119px;">15250</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:144px;">Baxter</td>
			<td style="width:119px;">AHN3640</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Aquasonic 100</td>
			<td style="width:144px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:119px;">(01-08)</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Polystyrene microspheres (red fluorescent)</td>
			<td style="width:144px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">F-8842</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ultrasound-guided transthoracic intramyocardial injection in mice

Les modèles murins de maladies cardio-vasculaires sont importants pour l&#39;enquête mécanismes physiopathologiques et explorer les thérapies régénératives potentiels. Les expériences impliquant l&#39;injection du myocarde sont actuellement effectuées par l&#39;accès chirurgical direct par une thoracotomie. Bien commode lorsqu&#39;il est effectué à un autre moment de la manipulation expérimentale telle que la ligature de l&#39;artère coronaire, la nécessité d&#39;une procédure invasive pour la livraison intramyocardique limite modèles expérimentaux possibles. Avec toujours améliorer la résolution de l&#39;échographie et avancées techniques d&#39;imagerie non invasives, il est maintenant possible d&#39;effectuer systématiquement guidée par échographie, l&#39;injection intra-myocardique percutanée. Cette modalité efficace et fiable offre les agents à une région ciblée du myocarde. Les avantages de cette technique sont la prévention de la morbidité chirurgicale, la possibilité de cibler les régions du myocarde sélectivement sous guidage échographique, et la possibilité de livrer à injecter de la myocardium à plusieurs intervalles de temps prédéterminés,. Avec une technique pratiquée, les complications de l&#39;injection intra-myocardique sont rares, et les souris revenir rapidement à une activité normale sur la récupération de l&#39;anesthésie. En suivant les étapes décrites dans le présent protocole, l&#39;opérateur avec une expérience de base de l&#39;échocardiographie peut rapidement devenir compétent dans cette technique polyvalent, minimalement invasive.

Injection intra-myocardique murin de bleu de méthylène ou des microsphères fluorescentes L&#39;injection de colorant bleu Evans est utile à des fins de formation. Peu après l&#39;injection, l&#39;euthanasie la souris et enlever le coeur de visualiser la localisation du colorant bleu injecté. Figure 5 montre un exemple d&#39;une injection réussie, avec un colorant bleu d&#39;infiltration du myocarde au niveau du muscle mi-papillaire (figure 5A, dans la r?...

Watch this Scientific Journal Video about Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice at JoVE.com

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Injection intra-myocardique percutanée guidée par échocardiographie représente une modalité efficace, fiable, précis et efficaces pour la livraison de gènes agents de transfert ou de cellules dans le cœur murin. En suivant les étapes décrites dans le présent protocole, l&#39;opérateur peut rapidement devenir compétent dans cette technique polyvalent, minimalement invasive.

Guidée par échographie transthoracique intramyocardique injection chez la souris

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

ultrasound-guided-transthoracic-intramyocardial-injection-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

14.7K vues.  Boston Children's Hospital.  Injection intra-myocardique percutanée guidée par échocardiographie représente une modalité efficace, fiable, précis et efficaces pour la livraison de gènes agents de transfert ou de cellules dans le cœur murin. En suivant les étapes décrites dans le présent protocole, l'opérateur peut rapidement devenir compétent dans cette technique polyvalent, minimalement invasive. 

Vidéo: Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

L&#39;échocardiographie transthoracique chez la souris

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Recherche

Médecine

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

Ligature de l&#39;artère coronaire et injection intramyocardique dans un modèle murin d&#39;infarctus

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue revascularization and cell survival. In addition, further observations revealed that specific stem cells, such as cardiac stem cells, mesenchymal stem cells and cardiospheres have the ability to integrate within the surrounding myocardium by differentiating into cardiomyocytes, smooth muscle cells and endothelial cells.
Here, we present the materials and methods to reliably deliver noncontractile cells into the left ventricular wall of immunodepleted mice. The salient steps of this microsurgical procedure involve anesthesia and analgesia injection, intratracheal intubation, incision to open the chest and expose the heart and delivery of cells by a sterile 30-gauge needle and a precision microliter syringe.
Tissue processing consisting of heart harvesting, embedding, sectioning and histological staining showed that intramyocardial cell injection produced a small damage in the epicardial area, as well as in the ventricular wall. Noncontractile cells were retained into the myocardial wall of immunocompromised mice and were surrounded by a layer of fibrotic tissue, likely to protect from cardiac pressure and mechanical load.

Intramyocardial cell delivery in murine models of cardiovascular diseases, such as hypertension or myocardial infarction, is widely used to test the therapeutic potential of different cell types in regenerative studies. Therefore, a detailed description and a clear visualization of this surgical procedure will help to define the limits and advantages of cardiovascular cell therapeutic analyses in small rodents.

Intramyocardique cellulaire livraison: Observations aux coeurs murins

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

Substernal Thyroid Biopsy Using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the lack of a standardized definition for STG. Biopsy is often required to differentiate benign from malignant lesions. Unlike cervical thyroid, the overlying sternum precludes ultrasound-guided percutaneous fine needle aspiration of STG. Consequently, surgical mediastinoscopy is performed in the majority of cases, causing significant procedure related morbidity and cost to healthcare. Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA) is a frequently used procedure for diagnosis and staging of non-small cell lung cancer (NSCLC). Minimally invasive needle biopsy for lesions adjacent to the airways can be performed under real-time ultrasound guidance using EBUS. Its safety and efficacy is well established with over 90% sensitivity and specificity. The ability to perform EBUS as an outpatient procedure with same-day discharges offers distinct morbidity and financial advantages over surgery. As physicians performing EBUS gained procedural expertise, they have attempted to diversify its role in the diagnosis of non-lymph node thoracic pathologies. We propose here a role for EBUS-TBNA in the diagnosis of substernal thyroid lesions, along with a step-by-step protocol for the procedure.

Substernal thyroid lesions are common, and need to be differentiated from malignancy. Obtaining percutaneous fine needle biopsy is not possible due to its retrosternal location. This article proposes a protocol for biopsy of substernal thyroid lesions using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA).

Substernal thyroïde biopsie Utilisation guidée par échographie endobronchique transbronchique aspiration à l&#39;aiguille

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the ...

Ultrasound-guided Botulinum Toxin-A Injections: A Method of Treating Sialorrhea

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an impaired quality of life, often worsened by correlated complications such as aspiration pneumonia, oral infections, dental caries, and maceration of the skin. Diverse therapeutic approaches have been proposed for the treatment of sialorrhea, including surgery and the use of anticholinergic agents, with limited results and the possible occurrence of serious adverse events. Recently, botulinum toxin (BoNT) injection within the major salivary glands has been proposed in patients refractory to anticholinergic therapy, with the aim of inhibiting local acetylcholine release and gland activity. 
In order to obtain a better outcome in terms of reduction of saliva production, efficacy, duration, and avoidance of major adverse events, we developed an ultrasound-guided BoNT-type A injection technique accurately described in the text. Here we present a method of treating sialorrhea with bilateral parotid and submandibular gland BoNT-type A injections under ultrasound guidance. Four quadrants of the parotid gland and two quadrants of the submandibular gland are visualized and injected using two accesses and one access, respectively. 
The ultrasound-guided procedure provides a simple, non-invasive, real-time visualization of the muscular and glandular tissues and their surrounding structures, optimizing treatment efficacy and safety.

Botulinum toxin is injected into the salivary glands for the treatment of sialorrhea. The ultrasound-guided botulinum toxin injection in both the parotid and submandibular glands demonstrates a sustained efficacy and the absence of serious side effects.

Guidée par échographie injections de toxine botulinique-A: une méthode de traitement Sialorrhée

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an ...

Ultrasound-guided Intracardiac Injection of Human Mesenchymal Stem Cells to Increase Homing to the Intestine for Use in Murine Models of Experimental Inflammatory Bowel Diseases

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have immunosuppressive potential and have been shown to suppress inflammation in mouse models of intestinal inflammation, even though the route of administration can limit their homing and effectiveness 1,3,4,5. Local application of MSCs to colonic injury models has shown greater efficacy at ameliorating inflammation in the colon. However, there is paucity of data on techniques to enhance the localization of human bone marrow-derived MSCs (hMSCs) to the small intestine, the site of inflammation in the SAMP-1/YitFc (SAMP) model of experimental Crohn&#39;s disease. This work describes a novel technique for the ultrasound-guided intracardiac injection of hMSCs in SAMP mice, a well-characterized spontaneous model of chronic intestinal inflammation. Sex- and age-matched, inflammation-free AKR/J (AKR) mice were used as controls. To analyze the biodistribution and the localization, hMSCs were transduced with a lentivirus containing a triple reporter. The triple reporter consisted of firefly luciferase (fl), for bioluminescent imaging; monomeric red fluorescent protein (mrfp), for cell sorting; and truncated herpes simplex virus thymidine kinase (ttk), for positron emission tomography (PET) imaging. The results of this study show that 24 h after the intracardiac administration, hMSCs localize in the small intestine of SAMP mice as opposed to inflammation-free AKR mice. This novel, ultrasound-guided injection of hMSCs in the left ventricle of SAMP mice ensures a high success rate of cell delivery, allowing for the rapid recovery of mice with minimal morbidity and mortality. This technique could be a useful method for the enhanced localization of MSCs in other models of small-intestinal inflammation, such as TNF&#916;RE6. Future studies will determine if the increased localization of hMSCs by intra-arterial delivery can lead to increased therapeutic efficacy.

Murine studies in models of colonic inflammation have demonstrated that a small percentage (1 - 5%) of mesenchymal stem cells (MSC) injected intravenously or intraperitoneally home to the inflamed colon1,2. This study shows that ultrasound-guided intracardiac injections of MSCs result in increased localization to the intestine.

Guidée par échographie intracardiaque Injection des cellules souches mésenchymateuses d’augmenter le retour vers l’intestin pour une utilisation dans des modèles murins de maladies intestinales inflammatoires expérimentale

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have ...

Percutaneous Contrast Echocardiography-guided Intramyocardial Injection and Cell Delivery in a Large Preclinical Model

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Before they can be considered for use, and implemented in humans, extensive preclinical studies are required in large animal models to evaluate the safety, efficacy, and fate of the injectate (e.g., stem cells) once delivered into the myocardium. Small rodent models offer advantages (e.g., cost effectiveness, amenability for genetic manipulation); however, given inherent limitations of these models, the findings in these rarely translate into the clinic. Conversely, large animal models such as rabbits, have advantages (e.g., similar cardiac electrophysiology compared to humans and other large animals), whilst retaining a good cost-effective balance. Here, we demonstrate how to perform a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection (IMI) technique, which is minimally invasive, safe, well tolerated, and very effective in the targeted delivery of injectates, including cells, into several locations within the myocardium of a rabbit model. For the implementation of this technique, we also have taken advantage of a widely available clinical echocardiography system. After putting in practice the protocol described here, a researcher with basic ultrasound knowledge will become competent in the performance of this versatile and minimally invasive technique for routine use in experiments, aimed at hypothesis testing of the capabilities of cardiac regenerative therapeutics in the rabbit model. Once competency is achieved, the whole procedure can be performed within 25 min after anaesthetizing the rabbit.

Novel therapeutic strategies in cardiac regenerative medicine require extensive and detailed studies in large preclinical animal models before they can be considered for use in humans. Here, we demonstrate a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection technique in rabbits, which is valuable for hypothesis testing the efficacy of such novel therapies.

Injection de contraste percutanée guidée par échocardiographie intramyocardique et livraison de cellule dans un modèle préclinique grand

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Examen échocardiographique transthoracique dans le modèle lapin

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...

Endoscopic Ultrasound-Guided Biliary Drainage: Endoscopic Ultrasound-Guided Hepaticogastrostomy in Malignant Biliary Obstruction

Patients with unresectable malignant biliary obstruction often require biliary drainage to decompress the biliary system. Endoscopic Retrograde Cholangiopancreatography (ERCP) is the primary biliary drainage method whenever possible. Percutaneous Transhepatic Biliary Drainage (PTBD) is used as a salvage method if ERCP fails. Endoscopic Ultrasound-Guided Biliary Drainage (EUS-BD) provides a feasible alternative biliary drainage method where one of the methods is EUS guided Hepaticogastrostomy (EUS-HGS). Here we describe the EUS-HGS technique in a case of unresectable malignant hilar biliary obstruction to achieve biliary drainage.
Presented here is the case of a 71-year-old female with painless jaundice and weight loss for 2 weeks. Computed Tomography (CT) imaging showed a 4 x 5 cm hilar tumor with lymphadenopathy and liver metastasis. EUS fine needle biopsy (FNB) of the lesion was consistent with cholangiocarcinoma. Her bilirubin levels were 212 &#181;mol/L (&lt;15) during presentation.
A linear echoendoscope was used to locate the left dilated intrahepatic ducts (IHD) of the liver. The segment 3 dilated IHD was identified and punctured using a 19 G needle. Contrast was used to opacify the IHDs under fluoroscopic guidance. The IHD was cannulated using a 0.025-inch guidewire. This was followed by the dilation of the fistula tract using a 6 Fr electrocautery dilator along with a 4 mm biliary balloon dilator. A partially covered metallic stent of 10 cm in length was deployed under fluoroscopic guidance. The distal part opens in the IHD and the proximal part was deployed within the working channel of the echoendoscope that subsequently released into the stomach. The patient was discharged three days after the procedure. Follow up performed in the second and fourth weeks showed that the bilirubin levels were 30 &#181;mol/L and 14 &#181;mol/L, respectively. This indicates that EUS-HGS is a safe method for biliary drainage in unresectable malignant biliary obstruction.

Endoscopic Ultrasound-Guided Biliary Drainage (EUS-BD) is an alternative method of biliary decompression in malignant biliary obstruction. Here we describe the technique of EUS guided-Hepaticogastrostomy (EUS-HGS) in a case of unresectable malignant hilar biliary obstruction.

Drainage biliaire guidé par échographie endoscopique: hépaticogastrostomie endoscopique guidée par ultrasons dans l’obstruction biliaire maligne

Patients with unresectable malignant biliary obstruction often require biliary drainage to decompress the biliary system. Endoscopic Retrograde ...

Ultrasound-Guided Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocyte Implantation in Myocardial Infarcted Mice

The key objective of cell therapy after myocardial infarction (MI) is to effectively enhance the cell grafted rate, and human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are a promising cell source for cardiac repair after ischemic damage. However, a low grafted rate is a significant obstacle for effective cardiac tissue regeneration after transplantation. This protocol shows that multiple hiPSC-CM ultrasound-guided percutaneous injections into an MI area effectively increase cell transplantation rates. The study also describes the entire hiPSC-CM culture process, pretreatment, and ultrasound-guided percutaneous delivery methods. In addition, the use of human mitochondrial DNA help detect the absence of hiPSC-CMs in other mouse organs. Lastly, this paper describes the changes in cardiac function, angiogenesis, cell size, and apoptosis at the infarcted border zone in mice 4 weeks after cell delivery. It can be concluded that echocardiography-guided percutaneous injection of the left ventricular myocardium is a feasible, relatively invasive, satisfactory, repeatable, and effective cellular therapy.

Ultrasound-guided cell delivery around the site of myocardial infarction in mice is a safe, effective, and convenient way of cell transplantation.

Implantation de cardiomyocytes induite par ultrasons dérivée de cellules souches pluripotentes chez des souris infarctus du myocarde

The key objective of cell therapy after myocardial infarction (MI) is to effectively enhance the cell grafted rate, and human induced pluripotent stem ...