TWP was funded by the Irish Cardiac Society Brian McGovern Travelling Fellowship. WTP was funded by R01 HL095712 and an AHA Established Investigator Award.

Tüm açıklanan adımlar Boston Çocuk Hastanesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanan protokoller altında gerçekleştirildi. 1. Hazırlık <ol><li> Intramiyokardiyal enjeksiyon için optimal sabit dönüştürücü pozisyon anatomi ve fonksiyonunun değerlendirilmesi tanımlanmasına yönelik en uygun standart görüşlerini vermeyebilece¤ini gibi, önce enjeksiyon protokolü başlamadan ekokardiyografi ile temel kardiyak anatomik ve fonksiyonel değerlendirme yapın. </li><li> Enjeksiyon kurulum Şekil 1A-1C gösterilmiştir. Kılıflı bir iğne ile boş bir şırınga, konik yukarı dönük, şırınga kelepçede (Şekil 1C) ve tarama kafası kıskacına ultrason transdüktörünün probu olarak güvenceye (Şekil 1B&#39;ye bakınız). Tarama kafası kelepçe kilidi bilyalı mafsalı (Şekil 1B) gevşetin ve iğnenin eksenine paralel olacak şekilde bir dönüştürücü yönelimi işlemek. Taramaya Fixtarama kafası kelepçe top kilit eklemini sıkarak baş pozisyonu. Not: Yetişkin farelerde, enjeksiyon için bir 1 / 2,5 cm uzunluğa sahip olan bir 30 G iğne en uygunudur. Bir gaz geçirmez şırınga küçük hacimlerde daha hassas bir şekilde kontrol (5-10 ul) için kullanılabilir ise 1 ml şırınga içinde, daha büyük miktarlar için kullanılabilir. </li><li> Bütünüyle boyunca başını örtmek için bir spatula ile dönüştürücü ucu bolca ultrason jeli uygulayın. Dikkatlice iğne kınından ve iğne direk transdüser altında ve görselleştirme için ultrason jel içinde iğneyi ilerletmek için denetimlerini montaj kullanın. İğne ultrason görüntüsünün üzerinde uzunluğu boyunca açık bir şekilde görünür hale getirilir, böylece iğne kontrol parçasını kullanarak küçük ayarlamalar yapın. Dönüştürücü uygun Adım 1.4 iğne paralel doğrultuda ise, gelişmiş ve enjeksiyon kontrol düğmesi (Şekil 1C) ile çekilir, sonra iğne görüntü düzlemi içinde kalmalıdır. </li><li> Daha sonraki adımlarda, ihtiyacı rahatsız etmeyecekyatay eksende ya hareket ederek le / dönüştürücü yatay hizalama. Bunun yerine, iğnenin düşey eksende (y-ekseni) monte pozisyonu değiştirerek ve hayvan hareketli platformu enjeksiyon için kalbin alan hedeflenecek. </li><li> Hayvan platforma anestezi fare sonraki yerleştirilmesine olanak sağlamak üzere tarama yükseklik kontrolü (Şekil 1B) kullanılarak hayvan platformdan süperiorda dönüştürücüyü hareket ettirin. Bu iğnenin uzun eksenine transdüktörün x ekseni hizalama bozmayacak. </li><li> Şırınga kelepçe gelen hizalama için kullanılan ve dikkatle atın edildi şırınga çıkarın. Yeni bir iğne takın ve şırınga ucu ölü alan için izin, nihai hedef hacme enjekte edilecek ile şırınga. Hava kabarcıklarını çıkarmak için dikkatli olun. X ekseni hizalamasını ayarlayarak olmadan şırınga kelepçe içine şırınga yerleştirin. Tamamen enjeksiyon kontrolü kullanarak şırınga geri çekin. NOT: İlk eğitim amaçları için, Evan mavisi kullanımıboyası (% 1), Tripan mavi boya (% 0.4) ya da mikro-enjekte edilecek malzeme gibi floresan bir süspansiyonu yetkinliği ve hedeflenen enjeksiyon başarısını teyit operatöre yardımcı olabilir. </li></ol> 2. Enjeksiyon <ol><li> Isıtma platformunun entegre sıcak açın ve 37 ° C için ayarlayın. Operatöre en yakın hayvanın anestezi hortum kelepçesi ve kafa ile, normal görüntüleme doğrultusundan hayvan platformunu 180 ° yerleştirin. Bu (göğsün sol tarafında) kalp şırınga kelepçe ve iğne ipsilateral olmasını sağlar. Not: Hayvan platforma ek küçük ayarlamalar dönme yönünde enjeksiyonu (Şekil 2A) için kullanılacak Parasternal kısa eksen görüntü düzlemi için doğru şekilde yönlendirmek için kalp gerekli olabilir. </li><li> Daha önce 9 bildirildiği gibi ekokardiyografi için fareler hazırlamak. % 2 izofluran ile indüksiyon odasında fare anestezisi. Epilasyon kremi An ile göğüs tüylerdensklera kurumasını önlemek için her iki göze jel yağlama uygulanır d. </li><li> Tarama kafası yükseklik kontrolü (Şekil 1B) ile dönüştürücüye kaldırın. % 1-3 izofluran (Şekil 2A-2B) teslim bir burun konisi içinde burnu ile ısıtılan hayvan platformun üstünde anestezi fare sırtüstü yerleştirin. Yavaşça bir rektal prob takın ve elektrik kontağı için elektrot jeli uygulayarak, EKG elektrotları için dört pençeleri bantlayın. NOT: anestezi uygun seviyede bir hayvanın insani tedavisi için sağlanmalıdır. Kalp hızında herhangi bir değişiklik ve göğüs duvarından iğnenin yerleştirilmesi için hiçbir yanıt olmalıdır. Hipotermi göreceli bradikardi, ventriküler dilatasyon ve olası rahatsızlıklara neden olacak gibi hayvan platformunun entegre homeostatik sıcaklık kontrolleri, normotermi (37 ± 0.5 ° C) muhafaza için kullanılmalıdır. </li><li> Fare hayvan platformu üzerinde sabitlendikten sonra, depila üzerine dönüştürücüyü düşürmektarama kafası yükseklik kontrolü (Şekil 1B) kullanarak ted göğüs. Kalp standart ekokardiyografik tekniği gereği, parasternal kısa eksen yönelim görselleştirilebileceğini için enjeksiyon için en uygun ultrason kurulum. Kısa eksen görüntü düzlemi (Şekil 2A-2B) enjeksiyon için uygun bir akustik pencere elde etmek için hayvan platformunu 20-30 ° saat yönünde döndürür. Not: Alternatif olarak, enjeksiyon, hayvan platformun (Şekil 2C) içinde saat yönünün tersine döner bir Parasternal uzun eksen yönünde de yapılabilir. </li><li> Görüş alanını ayarlamak ve sol ventrikül miyokard içinde istenilen enjeksiyon siteyi hedef hayvan platformu ayar denetimlerini kullanın. Sol ventrikül myokard (Şekil 3A-3C) istenen enjeksiyon yerini hedef kalp tabanına apeks geri ve ileri-Pan. Not: midpapillary parasternal kısa eksen görüntüde (Şekil 3A) reproducibl sunuyorenjeksiyon yerinde takip görüntüleme izin e görülecek. Not: Alternatif olarak, Parasternal uzun eksen, önceden tanımlanmış bir enjeksiyon bölgesine (Şekil 3D) hedeflemek için kullanılabilir. </li><li> Tamamen geri çekilmiş şırınga kıskacına şırınga ile başlayarak, yavaş yavaş enjeksiyon kontrol saat yönünde (Şekil 4A) döndürülmesi ile hayvanın göğsüne doğru şırınga ilerletin. O göğüs yaklaştıkça kalp ve iğne ucu hem açık ultrason görüntülenmesine izin verecek, göğsün sol tarafında üzerinde ultrason jeli bol kullanın ve ekokardiyografi kontrolleri bakış geniş bir alanı ayarlayarak akustik pencere optimize. Enjeksiyon için hedef bölgede odak noktası / dilimini ayarlayın. Iğne küçük ayarlamalar kontrolleri kendi uzunluğu boyunca iğne görüntüsünü optimize edebilirsiniz montaj. Not: bazı ultrason makinesi dijital hedef miyokarda aracılığıyla iğnenin uzun ekseni boyunca uzanan bir çizgi için bir iğne kılavuz işlevi vardır yazılım(Şekil 4B). Böyle bir yazılım aracı yararlı olabilir, ancak gerekli değildir yapabilirsiniz. </li><li> Hayvan uygun sedasyon ile dikkatlice tüm eğimli iğne ucu konumunu gözlemleyerek, fare göğüs duvarından ve miyokard içine iğne ilerlemek (% 1-3 izofluran 0.5-0.8 L / dk% 100 oksijen ile karıştırılır) kez. Iğne ucu hedef kadardır (Şekil 4C) içinde olduğunda ilerleyen durdurun. Bütün Eğimli ucu perikard boşluğuna Enjektat sızıntısı önlemek için, güvenli miyokard içinde olmalıdır. </li><li> Uç istenen konumda olduğunda, şırınga pistonu iterek nolu enjekte edilecek malzeme sağlar. 5-30 sn içinde yavaş yavaş Enjektat sunun (hacmine bağlı olarak teslim ediliyor). Enjekte edilecek 50 kadar ul ventrikül fonksiyonunu bozmadan teslim edilebilir. Enjekte miyokard bölgeye geçici bir echobright görünüm başarılı bir enjeksiyon sonrasında belirgin olabilir. Göreceli bradycard kısa (saniye) dönemiia bazen miyokard içine enjeksiyonu ile kaydetti ve hızlı bir şekilde giderir edilir. </li><li> Enjektat uygulanan edildikten sonra, derhal enjeksiyon kontrol düğmesinin saat yönünün tersine dönme tarafından iğneyi çıkartın. Fare korunmuş ventrikül fonksiyonu ve hiçbir girişim sonrası komplikasyonlar onaylamak için ekokardiyografik gözlem birkaç dakika boyunca anestezi altında tutulmalıdır. Gerektiğinde, miyokardın daha çok sayıda bölgeleri seri hayvan platformun ayarlanması ile yaklaşımı iğne açısının konumunu yeniden enjekte edilebilir. Intramiyokardiyal enjeksiyonundan sonra, fare kendi başına bir kafes içine yerleştirildi ve gözlem altında anesteziden bırakılır. </li><li> O sternum yatma korumak için yeterli bilince kavuşana kadar gözetimsiz bir hayvan bırakmayın. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete intramiyokardiyal enjeksiyon geçirmiş bir hayvanı iade etmeyin. Kafes re ile bir termoregülasyonlu pad üzerinde konulmalıdırsu ve fare diyet ADY sağlanması. İşlem sonrası rahatsızlık beklenen ve uygun kısa bir süre müdahale sonrası normal davranışını devam etmek için başarısızlık potansiyel bir komplikasyon (Tartışma) göstermektedir değildir. </li><li> Dikkatle intramiyokardiyal enjeksiyon tamamlanması operatörü ya da çevredekilere diyez yaralanma riskini en aza indirmek için hemen sonra iğne atın. Bir iğne tekrar kullanımı daha zorlu miyokardiyumu delmek için yapım ucu köreltme ve komplikasyon riski daha yüksektir sonuçlanan neden olabilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Kochanek, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+final+data+for+2009.">Deaths: final data for 2009.</a> Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-117 .</li><li>Strauer, B. E., Steinhoff, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=10+years+of+intracoronary+and+intramyocardial+bone+marrow+stem+cell+therapy+of+the+heart:+from+the+methodological+origin+to+clinical+practice.">10 years of intracoronary and intramyocardial bone marrow stem cell therapy of the heart: from the methodological origin to clinical practice.</a> J Am Coll Cardiol. 58, 1095-1104 (2011).</li><li>Cheng, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intramyocardial+autologous+cell+engraftment+in+patients+with+ischaemic+heart+failure:+a+meta-analysis+of+randomised+controlled+trials.">Intramyocardial autologous cell engraftment in patients with ischaemic heart failure: a meta-analysis of randomised controlled trials.</a> Heart Lung Circ. 22 (11), 887-894 (2013).</li><li>Fischer-Rasokat, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pilot+trial+to+assess+potential+effects+of+selective+intracoronary+bone+marrow-derived+progenitor+cell+infusion+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy:+final+1-year+results+of+the+transplantation+of+progenitor+cells+and+functional+regeneration+enhancement+pilot+trial+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy.">A pilot trial to assess potential effects of selective intracoronary bone marrow-derived progenitor cell infusion in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy: final 1-year results of the transplantation of progenitor cells and functional regeneration enhancement pilot trial in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy.</a> Circ Heart Fail. 2, 417-423 (2009).</li><li>Seth, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intracoronary+cellular+cardiomyoplasty+for+nonischemic+cardiomyopathy:+clinical+and+histopathological+results:+the+first-in-man+ABCD+(autologous+bone+marrow+cells+in+dilated+cardiomyopathy)+trial.">Percutaneous intracoronary cellular cardiomyoplasty for nonischemic cardiomyopathy: clinical and histopathological results: the first-in-man ABCD (autologous bone marrow cells in dilated cardiomyopathy) trial.</a> J Am Coll Cardiol. 48, 2350-2351 (2006).</li><li>Ladage, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+methods+of+vector+delivery+in+preclinical+models.">Percutaneous methods of vector delivery in preclinical models.</a> Gene Ther. 19, 637-641 (2012).</li><li>Zangi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+mRNA+directs+the+fate+of+heart+progenitor+cells+and+induces+vascular+regeneration+after+myocardial+infarction.">Modified mRNA directs the fate of heart progenitor cells and induces vascular regeneration after myocardial infarction.</a> Nat Biotechnol. 31, 898-907 (2013).</li><li>Laakmann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimally+invasive+closed-chest+ultrasound-guided+substance+delivery+into+the+pericardial+space+in+mice.">Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice.</a> Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386 (3), 227-238 (2013).</li><li>Respress, J. L., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transthoracic+echocardiography+in+mice.">Transthoracic echocardiography in mice.</a> J Vis Exp. (39), e1738 (2010).</li><li>Wang, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+cis-regulating+elements+and+trans-activating+factors+of+the+rat+cardiac+troponin+T+gene.">Characterization of cis-regulating elements and trans-activating factors of the rat cardiac troponin T gene.</a> J Biol Chem. 269, 30595-30603 (1994).</li><li>Shimshek, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Codon-improved+Cre+recombinase+(iCre)+expression+in+the+mouse.">Codon-improved Cre recombinase (iCre) expression in the mouse.</a> Genesis. 32, 19-26 (2002).</li><li>Lichtenauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+and+intramyocardial+injection+of+apoptotic+white+blood+cell+suspensions+prevents+ventricular+remodelling+by+increasing+elastin+expression+in+cardiac+scar+tissue+after+myocardial+infarction.">Intravenous and intramyocardial injection of apoptotic white blood cell suspensions prevents ventricular remodelling by increasing elastin expression in cardiac scar tissue after myocardial infarction.</a> Basic Res Cardiol. 106 (4), 645-655 (2011).</li><li>Herrmann, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postinfarct+intramyocardial+injection+of+mesenchymal+stem+cells+pretreated+with+TGF-alpha+improves+acute+myocardial+function.">Postinfarct intramyocardial injection of mesenchymal stem cells pretreated with TGF-alpha improves acute myocardial function.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), 371-378 (2010).</li><li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+injection+of+autologous+mesenchymal+stromal+cells+improves+myocardial+function.">Direct injection of autologous mesenchymal stromal cells improves myocardial function.</a> Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).</li><li>Campbell, N. G., Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+delivery+routes+for+stem+cell+therapy+to+the+heart:+current+and+future+approaches.">Cell delivery routes for stem cell therapy to the heart: current and future approaches.</a> J Cardiovasc Transl Res. 5 (5), 713-726 (2012).</li><li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial,+intracoronary,+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery:+implications+for+current+clinical+trials.">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112, 150-156 (2005).</li><li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+successful+training+on+methods+of+delivery+of+biologics+for+cardiac+regeneration:+a+report+of+the+International+Society+for+Cardiovascular+Translational+Research).">Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research).</a> JACC Cardiovasc Interv. 3 (3), 265-275 (2010).</li><li>Dib, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+therapy+for+cardiovascular+disease:+a+comparison+of+methods+of+delivery.">Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery.</a> J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Biyolojik, kan akışı yoluyla doğrudan enjeksiyon intramiyokardiyal, intraperikardiyal enjeksiyon veya dolaylı olarak uygulanması ile miyokard teslim edilebilir. Miyokard infarktüsü modellerde Yeni hücre tabanlı tedavi denemeleri enjekte edilecek 12-14 teslim açık bir torakotomi yaklaşımı tarif var. Miyokard terapötik müdahalenin başarısında önemli bir faktör teslim rota seçimine bağlı. Biyolojik en yüksek lokal doz intramiyokardiyal dağıtım 15,16 ile elde edilir. Direkt...

Kalp hastalığı yılda 600.000 ölüm 1 için muhasebe, Amerika Birleşik Devletleri&#39;nde hem de erkek ve kadınlar için önde gelen ölüm nedenidir. Kardiyovasküler hastalığı olan kemirgen modelleri patofizyolojik mekanizmaları araştırmak için ve potansiyel tedavileri keşfetmek için kritik önem taşımaktadır. Gen tedavisi vektörleri miyokardial teslim hücreler, modifiye edilmiş RNA ve kalp hastalığı 2-7 onların tedavi edici potansiyelinin bir diğer terapötik maddeler izin soruşturma kaynaklanıyor. Şu anda, fare modellerinde 6 terapötik ajanların miyokard teslimat için sınırlı seçenekler vardır. Direkt görüş altında intramiyokardiyal enjeksiyon yaygın olarak kullanılır, ama bir ya da sternotomi torakotomi gerektirir ve kalp, açıkta kalan bölümün sınırlıdır edilir. Böyle LAD ligasyonu gibi başka bir deneysel manipülasyon sırasında yapıldığında uygun iken, intramiyokardiyal teslimat için invaziv bir işlem için ihtiyaç potansiyel deneysel tasarımlar sınırlar ve bir tanıttıprosedüründen dditional etkileri (örneğin, torakotomi nedeniyle fibrozis). Viral vektörlerin perkütan perikardiyal dağıtım bildirilmiştir, ancak site ve terapötik maddenin dağılımı homojen değildir ve kontrol 8 zordur. Enjekte edilen malzemenin, ama verimli ve tekrarlanabilir koroner teslimat daha homojen dağılımı perkütan koroner enjeksiyon sonuçları sıçan modellerinde meydan okuyor. Burada, biz ultrason rehberliğinde terapötik ajanların minimal invaziv, operatör kontrollü hedefleme sağlayan bir kapalı göğüs intramiyokardiyal enjeksiyon tekniği açıklar. Tekniği, öğrenmesi kolay, torakotomi ya da sternotomi ve bunların görevlisi deneysel komplikasyon ihtiyacını ortadan kaldırır ve zamanlama ve intramiyokardiyal enjeksiyon sitelerinde daha fazla esneklik sağlar. Bu nedenle, ekokardiyografi destekli enjeksiyon intramiyokardiyal manipüle bir teknik olarak basit ve son derece etkili bir metodu temsil ederfare deneysel modellerde myokarddaki.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo 2100 ultrasound imaging system&#160;</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Vevo Integrated Rail System III</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS400 transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Microscan MS550D transducer</td>
			<td style="width:144px;">Visualsonics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">PrecisionGlide needles</td>
			<td style="width:144px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">305128</td>
			<td>30G x 1 inch</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">1cc slip tip syringe</td>
			<td style="width:144px;">Exel International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">26048</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Gastight 50ul glass syringes</td>
			<td style="width:144px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:119px;">1705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Trypan blue stain (0.4%)</td>
			<td style="width:144px;">Gibco&#160;</td>
			<td style="width:119px;">15250</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:144px;">Baxter</td>
			<td style="width:119px;">AHN3640</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Aquasonic 100</td>
			<td style="width:144px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:119px;">(01-08)</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:313px;">Polystyrene microspheres (red fluorescent)</td>
			<td style="width:144px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">F-8842</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ultrasound-guided transthoracic intramyocardial injection in mice

Kardiyovasküler hastalığı olan kemirgen modelleri patofizyolojik mekanizmaları araştıran ve olası rejeneratif tedaviler keşfetmek için önemlidir. Miyokard enjeksiyonunu içeren deneyler henüz torakotomi ile doğrudan cerrahi erişim tarafından yapılmaktadır. Koroner arter ligasyonu gibi başka bir deneysel manipülasyon sırasında yapıldığında uygun iken, intramiyokardiyal teslimat için invaziv bir işlem için ihtiyaç potansiyel deneysel tasarımlar sınırlar. Hiç ultrason çözünürlük ve gelişmiş girişimsel olmayan görüntüleme yöntemleri geliştirerek, rutin ultrason kılavuzluğunda perkütan intramiyokardiyal enjeksiyon yapmak artık mümkündür. Bu yöntem verimli ve güvenilir bir miyokard hedeflenen bölgeye ajanlar sunar. Bu tekniğin avantajları cerrahi morbidite kaçınma, seçici ultrason rehberliğinde miyokardiyumun bölgeleri hedef odası ve myocardiu için Enjektat teslim fırsatı bulunmaktadırBirden fazla, önceden belirlenmiş zaman aralıklarında m. Uygulanan teknikle, intramiyokardiyal enjeksiyon komplikasyonlar nadirdir ve farenin çabuk anestezik kurtarma normal aktiviteye dönüş. Bu protokolde belirtilen adımları izleyerek, temel ekokardiyografi deneyimi ile operatöre hızlı bu çok yönlü, minimal invaziv teknikle yetkin olabilir.

Mavi Dye veya Floresan Mikrokürelerin sahip fare intramiyokardiyal Enjeksiyon Evan mavisi Enjeksiyon eğitim amaçlı yararlıdır. Kısa bir süre enjeksiyonundan sonra, orta papiller kas seviyesinde miyokardı infiltre mavi boya ile, fare euthanize ve enjekte edilen mavi boya konumunu görselleştirmek için kalp çıkarın. Şekil 5 başarılı bir enjeksiyon bir örneğini göstermektedir (Şekil 5A, kapalı bölge ) noktalı çizgi ile. Evans mavisi birka...

Watch this Scientific Journal Video about Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice at JoVE.com

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Ekokardiyografi perkü- intramiyokardiyal enjeksiyon sıçangil kalp gen transfer ajanları veya hücre verilmesi için etkili, güvenilir ve hedeflenebilir yaklaşımı olmaktadır. Bu protokolde belirtilen adımları izleyerek, operatör hızla bu çok yönlü, minimal invaziv teknikle yetkin olabilir.

Farelerde ultrason eşliğinde transtorasik intramiyokardiyal Enjeksiyon

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

ultrasound-guided-transthoracic-intramyocardial-injection-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K Görüntüleme.  Boston Children's Hospital.  Ekokardiyografi perkü- intramiyokardiyal enjeksiyon sıçangil kalp gen transfer ajanları veya hücre verilmesi için etkili, güvenilir ve hedeflenebilir yaklaşımı olmaktadır. Bu protokolde belirtilen adımları izleyerek, operatör hızla bu çok yönlü, minimal invaziv teknikle yetkin olabilir. 

Video: Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

Fareler de Transtorasik Ekokardiyografi

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Tıp

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

Enfarktüsü bir murin Model Koroner Arter ligasyon ve intramiyokardiyal Enjeksiyon

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Modeling Intracerebral Hemorrhage in Mice: Injection of Autologous Blood or Bacterial Collagenase

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related hospitalizations and for which no effective treatments are available to date1,2. Because of the heterogeneity of ICH in humans, various preclinical models are needed to thoroughly explore prospective therapeutic strategies3. Experimental ICH is commonly induced in rodents by intraparenchymal injection of either autologous blood or bacterial collagenase4. The appropriate model is selected based on the pathophysiology of hemorrhage induction and injury progression. The blood injection model mimics a rapidly progressing hemorrhage. Alternatively, bacterial collagenase enzymatically disrupts the basal lamina of brain capillaries, causing an active bleed that generally evolves over several hours5. Resultant perihematomal edema and neurofunctional deficits can be quantified from both models. In this study, we described and evaluated a modified double injection model of autologous whole blood6 as well as an ICH injection model of bacterial collagenase7, both of which target the basal ganglia (corpus striatum) of male CD-1 mice. We assessed neurofunctional deficits and brain edema at 24 and 72 hr after ICH induction. Intrastriatal injection of autologous blood (30 &mu;l) or bacterial collagenase (0.075U) caused reproducible neurofunctional deficits in mice and significantly increased brain edema at 24 and 72 hr after surgery (p&lt;0.05). In conclusion, both models yield consistent hemorrhagic infarcts and represent basic methods for preclinical ICH research.

Clinically relevant animal models of intracerebral hemorrhage (ICH) are needed to extend our knowledge of hemorrhagic stroke and to examine novel therapeutic strategies. In this study, we describe and evaluate two ICH models that implement unilateral injections of either autologous whole blood or bacterial collagenase into the basal ganglia (corpus striatum) of mice.

Farelerde Modelleme İntraserebral Kanama: Otolog Kan veya bakteriyel kollajenaz Enjeksiyon

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related ...

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue revascularization and cell survival. In addition, further observations revealed that specific stem cells, such as cardiac stem cells, mesenchymal stem cells and cardiospheres have the ability to integrate within the surrounding myocardium by differentiating into cardiomyocytes, smooth muscle cells and endothelial cells.
Here, we present the materials and methods to reliably deliver noncontractile cells into the left ventricular wall of immunodepleted mice. The salient steps of this microsurgical procedure involve anesthesia and analgesia injection, intratracheal intubation, incision to open the chest and expose the heart and delivery of cells by a sterile 30-gauge needle and a precision microliter syringe.
Tissue processing consisting of heart harvesting, embedding, sectioning and histological staining showed that intramyocardial cell injection produced a small damage in the epicardial area, as well as in the ventricular wall. Noncontractile cells were retained into the myocardial wall of immunocompromised mice and were surrounded by a layer of fibrotic tissue, likely to protect from cardiac pressure and mechanical load.

Intramyocardial cell delivery in murine models of cardiovascular diseases, such as hypertension or myocardial infarction, is widely used to test the therapeutic potential of different cell types in regenerative studies. Therefore, a detailed description and a clear visualization of this surgical procedure will help to define the limits and advantages of cardiovascular cell therapeutic analyses in small rodents.

Intramiyokardiyal Hücre Teslimat: Mürin Hearts Gözlemler

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

Substernal Thyroid Biopsy Using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the lack of a standardized definition for STG. Biopsy is often required to differentiate benign from malignant lesions. Unlike cervical thyroid, the overlying sternum precludes ultrasound-guided percutaneous fine needle aspiration of STG. Consequently, surgical mediastinoscopy is performed in the majority of cases, causing significant procedure related morbidity and cost to healthcare. Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA) is a frequently used procedure for diagnosis and staging of non-small cell lung cancer (NSCLC). Minimally invasive needle biopsy for lesions adjacent to the airways can be performed under real-time ultrasound guidance using EBUS. Its safety and efficacy is well established with over 90% sensitivity and specificity. The ability to perform EBUS as an outpatient procedure with same-day discharges offers distinct morbidity and financial advantages over surgery. As physicians performing EBUS gained procedural expertise, they have attempted to diversify its role in the diagnosis of non-lymph node thoracic pathologies. We propose here a role for EBUS-TBNA in the diagnosis of substernal thyroid lesions, along with a step-by-step protocol for the procedure.

Substernal thyroid lesions are common, and need to be differentiated from malignancy. Obtaining percutaneous fine needle biopsy is not possible due to its retrosternal location. This article proposes a protocol for biopsy of substernal thyroid lesions using Endobronchial Ultrasound-guided Transbronchial Needle Aspiration (EBUS-TBNA).

Substernal Tiroid Biyopsi Endobronşiyal ultrason eşliğinde transbronşiyal Boßaltma kullanma

Substernal thyroid goiter (STG) represents about 5.8% of all mediastinal lesions1. There is a wide variation in the published incidence rates due to the ...

Ultrasound-guided Botulinum Toxin-A Injections: A Method of Treating Sialorrhea

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an impaired quality of life, often worsened by correlated complications such as aspiration pneumonia, oral infections, dental caries, and maceration of the skin. Diverse therapeutic approaches have been proposed for the treatment of sialorrhea, including surgery and the use of anticholinergic agents, with limited results and the possible occurrence of serious adverse events. Recently, botulinum toxin (BoNT) injection within the major salivary glands has been proposed in patients refractory to anticholinergic therapy, with the aim of inhibiting local acetylcholine release and gland activity. 
In order to obtain a better outcome in terms of reduction of saliva production, efficacy, duration, and avoidance of major adverse events, we developed an ultrasound-guided BoNT-type A injection technique accurately described in the text. Here we present a method of treating sialorrhea with bilateral parotid and submandibular gland BoNT-type A injections under ultrasound guidance. Four quadrants of the parotid gland and two quadrants of the submandibular gland are visualized and injected using two accesses and one access, respectively. 
The ultrasound-guided procedure provides a simple, non-invasive, real-time visualization of the muscular and glandular tissues and their surrounding structures, optimizing treatment efficacy and safety.

Botulinum toxin is injected into the salivary glands for the treatment of sialorrhea. The ultrasound-guided botulinum toxin injection in both the parotid and submandibular glands demonstrates a sustained efficacy and the absence of serious side effects.

Botulinum Toksin-A Enjeksiyonları Ultrason eşliğinde: Sialore Tedavisi A Yöntemi

Neurological diseases can be complicated by sialorrhea, an excessive flow of saliva. Patients suffering from moderate to severe sialorrhea have an ...

Ultrasound-guided Intracardiac Injection of Human Mesenchymal Stem Cells to Increase Homing to the Intestine for Use in Murine Models of Experimental Inflammatory Bowel Diseases

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have immunosuppressive potential and have been shown to suppress inflammation in mouse models of intestinal inflammation, even though the route of administration can limit their homing and effectiveness 1,3,4,5. Local application of MSCs to colonic injury models has shown greater efficacy at ameliorating inflammation in the colon. However, there is paucity of data on techniques to enhance the localization of human bone marrow-derived MSCs (hMSCs) to the small intestine, the site of inflammation in the SAMP-1/YitFc (SAMP) model of experimental Crohn&#39;s disease. This work describes a novel technique for the ultrasound-guided intracardiac injection of hMSCs in SAMP mice, a well-characterized spontaneous model of chronic intestinal inflammation. Sex- and age-matched, inflammation-free AKR/J (AKR) mice were used as controls. To analyze the biodistribution and the localization, hMSCs were transduced with a lentivirus containing a triple reporter. The triple reporter consisted of firefly luciferase (fl), for bioluminescent imaging; monomeric red fluorescent protein (mrfp), for cell sorting; and truncated herpes simplex virus thymidine kinase (ttk), for positron emission tomography (PET) imaging. The results of this study show that 24 h after the intracardiac administration, hMSCs localize in the small intestine of SAMP mice as opposed to inflammation-free AKR mice. This novel, ultrasound-guided injection of hMSCs in the left ventricle of SAMP mice ensures a high success rate of cell delivery, allowing for the rapid recovery of mice with minimal morbidity and mortality. This technique could be a useful method for the enhanced localization of MSCs in other models of small-intestinal inflammation, such as TNF&#916;RE6. Future studies will determine if the increased localization of hMSCs by intra-arterial delivery can lead to increased therapeutic efficacy.

Murine studies in models of colonic inflammation have demonstrated that a small percentage (1 - 5%) of mesenchymal stem cells (MSC) injected intravenously or intraperitoneally home to the inflamed colon1,2. This study shows that ultrasound-guided intracardiac injections of MSCs result in increased localization to the intestine.

Ultrason destekli İntrakardiyak enjeksiyon bağırsak için giriş için deneysel iltihabi bağırsak hastalıkları fare modellerinde kullanım artırmak için insan Mezenkimal Kök hücre

Crohn&#39;s disease (CD) is a common chronic inflammatory disease of the small and large intestines. Murine and human mesenchymal stem cells (MSCs) have ...

Percutaneous Contrast Echocardiography-guided Intramyocardial Injection and Cell Delivery in a Large Preclinical Model

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Before they can be considered for use, and implemented in humans, extensive preclinical studies are required in large animal models to evaluate the safety, efficacy, and fate of the injectate (e.g., stem cells) once delivered into the myocardium. Small rodent models offer advantages (e.g., cost effectiveness, amenability for genetic manipulation); however, given inherent limitations of these models, the findings in these rarely translate into the clinic. Conversely, large animal models such as rabbits, have advantages (e.g., similar cardiac electrophysiology compared to humans and other large animals), whilst retaining a good cost-effective balance. Here, we demonstrate how to perform a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection (IMI) technique, which is minimally invasive, safe, well tolerated, and very effective in the targeted delivery of injectates, including cells, into several locations within the myocardium of a rabbit model. For the implementation of this technique, we also have taken advantage of a widely available clinical echocardiography system. After putting in practice the protocol described here, a researcher with basic ultrasound knowledge will become competent in the performance of this versatile and minimally invasive technique for routine use in experiments, aimed at hypothesis testing of the capabilities of cardiac regenerative therapeutics in the rabbit model. Once competency is achieved, the whole procedure can be performed within 25 min after anaesthetizing the rabbit.

Novel therapeutic strategies in cardiac regenerative medicine require extensive and detailed studies in large preclinical animal models before they can be considered for use in humans. Here, we demonstrate a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection technique in rabbits, which is valuable for hypothesis testing the efficacy of such novel therapies.

Perkütan kontrast Ekokardiyografi güdümlü Intramyocardial enjeksiyon ve hücre teslim büyük preklinik modeli

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Tavşan modelinde transtortik ekokardiyografi sınavı

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...