This work is supported in part by NIH-P41 P41-RRO3155 and NIH P50-GM076516 (grant to EG), and Fondazione Monte dei Paschi di Siena (grant to FB).

Système d&#39;étalonnage de 1 <ol><li> Point Spread Fonction étalonnage (PSF) <ol><li> Diluer 10 ul de solution de 30 nm de billes fluorescentes (environ 5 pM) dans 90 ul d&#39;eau distillée, puis la solution sonication pendant 20 min. Couper un morceau de gel d&#39;agarose (3%) et le dépôt de 10 ul de la solution sur le dessus du gel carré (1 cm x 1 cm). Renverser le morceau de gel sur la vitre fond d&#39;un plat de 2 cm de Pétri et presser la baisse sur la vitre. </li><li> Tournez sur la configuration d&#39;acquisition, mettre l&#39;échantillon dans le support, définition de l&#39;exposition de l&#39;appareil photo et EMgain (100 ms et 1000 sont de bons paramètres, mais d&#39;optimiser en fonction du système) et attendent l&#39;appareil refroidir. </li><li> Réglez l&#39;exposition de la caméra à 100 ms, caméra EMgain à 1000, le mode d&#39;acquisition à l&#39;image de transfert, 100 répétitions et l&#39;enregistrement automatique de réglage. </li><li> Utilisation de l&#39;oculaire et l&#39;orientation de la lumière transmise à la frontière du gel et ensuite passer l&#39;objectif au centre du gel, la mise au point et start la procédure d&#39;alignement laser (à LAS AF, sélectionnez &quot;configuration de la FRBR» et suivez la procédure d&#39;alignement automatique). </li><li> Trouver un champ de vision avec des taches simples isolées, précisément l&#39;accent sur la place lumineuse (qui représente généralement perles total) comme référence, l&#39;acquisition de 100 images et répétez l&#39;étape 5-6 fois dans le but d&#39;acquérir plusieurs taches simples. </li><li> Importez la série acquise à un programme de traitement de données et la moyenne de la pile dans le temps (figure 1A) et sélectionnez une seule bille isolé. Prenez soin de choisir les plus petits pour éviter des agrégats de particules. </li><li> Monter la distribution sélectionnée d&#39;intensité (un exemple de profil unique de perles est présenté dans la figure 1B) avec une fonction gaussienne en utilisant la commande &quot;gaussfit&quot; (dans les outils ICS-Matlab dans les matériaux en Matlab). Vérifiez la qualité de l&#39;ajustement en inspectant les résidus obtenus (un exemple de profil gaussien équipée avec les résidus correspondants est présenté in Figure 1B). </li></ol></li><li> l&#39;étalonnage de l&#39;appareil photo <ol><li> Allumez l&#39;appareil photo et attendez que l&#39;appareil refroidisse. Réglez cadre de l&#39;acquisition de la caméra, (c&#39;est à dire, pour l&#39;appareil utilisé, nous mettons l&#39;exposition à 0,5 ms, caméra EMgain à 1000, le mode d&#39;acquisition en mode courte, la taille de la ROI de 32 x 128, 10 000 répétitions) et lancer l&#39;acquisition de l&#39;arrière-plan de la caméra signaux. </li><li> Importation acquis série de trames à un programme de traitement de données. Calculer et contrôler l&#39;intensité moyenne de chaque pixel afin de vérifier que le fond de l&#39;appareil est sensiblement plane dans la région sélectionnée de la puce. En mode courte, enlever la première et les dernières lignes horizontales (3 à 10 en fonction de la taille de la ROI) pour chaque trame, car le fond de l&#39;appareil est généralement sollicité dans les lignes de bordure. </li><li> Créer un histogramme des valeurs (également défini de niveau numérique, DL) dans les images acquises pile (en utilisant la commande &#39;hist&#39; dans Matlab) et tracer le logarithmede la fréquence résultant (en utilisant la commande semilogy dans Matlab). Un exemple de la distribution de DL caméra arrière-plan est présenté à la figure 2. REMARQUE: Si l&#39;appareil fonctionne bien, l&#39;intrigue se montrer un pic approximativement gaussienne (un profil parabolique en échelle logarithmique) représentant la distribution des valeurs associées à photon zéro suivie d&#39;une décroissance exponentielle (une droite de pente négative en échelle logarithmique ) qui représente la distribution des valeurs associées à une photon (figure 2). En particulier, le centre et la variance de la fonction gaussienne représente le décalage de la caméra et de l&#39;erreur, respectivement, tandis que la constante de décroissance exponentielle de la pièce représente une estimation de la DL attribuée par l&#39;appareil à chaque photon unique. Dans Matlab utiliser la section &quot;CalibrateCamera&quot; de l&#39;écriture dans les matériaux de support. </li><li> Répétez l&#39;opération pour tous les appareil photo sélectionnée EMGain et Gain. </li></ol></li></ol> 2. étiquetésPréparation cellulaire <ol><li> Pour préparer les liposomes de lipides nécessaires pour l&#39;incorporation 36, dissoudre séparément une mg de DOPE (1,2-sn dioleoyl- -glycéro-3-phosphoéthanolamine), 1 mg de DOTAP (1,2-dioléoyl-3-triméthylammonium-propane), et 1 mg de PPE-ATTO488 dans 1 ml de chloroforme. Mélanger 0,5 ml de solution à filer, de 0,5 ml de solution DOTAP, et 25 ul de solution PPE-ATTO488 et sèche sous vide pendant 24 h. Ajouter 0,5 ml de tampon HEPES 20 mM, vortex pendant 15 min et soniquer pendant 15 min à 40 ° C. </li><li> Pour préparer la cellule, laver 3 fois avec du PBS un plat de p100 de confluence CHO-K1 (ovaire de hamster chinois), ajouter 1 ml de trypsine et de stocker dans un incubateur pendant 5 min. Suspension de cellules individuelles d&#39;addition de 9 ml de milieu DMEM / F12 supplémenté avec 10% de FBS et ensemencer 150 ul de solution de cellules dans une boîte de Pétri contenant 800 ul du même milieu. </li><li> Conserver dans un incubateur pendant 24 heures à 37 ° C et 5% de CO 2. Pour l&#39;incorporation des lipides, remplacez milieu cellulaire avec 500ul de milieu sans sérum; après 30 minutes, ajouter 2 ul de solution de liposomes; après 15 minutes de lavage avec PSB et ajouter un nouveau milieu DMEM / F12 pour l&#39;imagerie. </li><li> Pour la transfection, les cellules transfecter selon le protocole Lipofectamine (instructions du fabricant) à l&#39;aide TfR-GFP plasmide et magasin de 24 heures dans l&#39;incubateur avant l&#39;imagerie. </li></ol> 3 Acquisition de données <ol><li> préparation de l&#39;installation <ol><li> Afin de thermostat microscope, 24 heures avant l&#39;expérience allumer l&#39;incubateur. </li><li> Pour appliquer l&#39;heure d&#39;acquisition le plus rapide possible, le travail en mode capteur recadrée (voir introduction) et utiliser un premier appareil d&#39;imagerie (appareil photo 1) et deuxième caméra pour sélectionner la cellule (l&#39;appareil photo 2). Un schéma de la configuration d&#39;installation est présentée dans la figure complémentaire S1. Ensuite, pour aligner le tour de deux caméras sur le microscope et attendre que les caméras se refroidir. </li><li> Situé sur les deux appareils les paramètres pour l&#39;imagerie lumière transmise (c.-à- </em&gt; 20 ms pour le temps d&#39;exposition, 1 pour EM Gain) et mettre le microscope en mode fond clair. </li><li> Mettre les échantillons dans le support et mise au point avec l&#39;oculaire, envoyer la lumière à la caméra 1 et poussez doucement les fentes permettant la lumière que sur le retour sur investissement utilisés pour l&#39;imagerie cellulaire (ici un retour sur investissement de 32 x 32 pixels). </li><li> Déplacer une cellule dans la région sélectionnée et envoyer la lumière à la caméra 2, puis dessinez un retour sur investissement dans le logiciel Camera Control 2 afin d&#39;avoir une référence. </li></ol></li><li> Imaging (figure 3A) <ol><li> Tout d&#39;abord, aligner le laser de la FRBR selon la procédure de votre configuration. Dans notre configuration, sélectionnez le &#39;setup FRBR »et lancez la procédure d&#39;alignement automatique. Lorsque le laser est aligné mis 70 nm de profondeur de pénétration (environ 70 °). </li><li> Réglez le temps d&#39;exposition à 70 ms et EMGain à 100 à la fois sur les caméras 1 et 2; Ensuite, sélectionnez une cellule en utilisant la caméra 1, puis envoyer la lumière sur la caméra 2 et mise au point précise de la membrane cellulaire. Réglez l&#39;exposition minimale sur camera 2, 1000 EMGain, mode du capteur courte, 10 5 répétitions et définir l&#39;enregistrement automatique comme les fichiers FITS (Flexible Image Transport System, un format qui peut être facilement géré). </li><li> Lancer l&#39;acquisition d&#39;enregistrer la série d&#39;images. Relâchez le gain et le mode recadrée pour permettre la stabilisation de la température avant d&#39;acquérir une nouvelle cellule, puis répétez les deux dernières étapes pour acquérir 8-10 cellules. </li></ol></li></ol> 4 Calcul du déplacement quadratique moyen de l&#39;imagerie (i MSD) NOTE: Le protocole suivant peut être appliqué directement aux données brutes. Dans le même temps, l&#39;ensemble du protocole est valide pour l&#39;acquisition de données simulées à la fois dans Matlab et dans SimFCS. Le lien vers les tutoriels correspondant peut être trouvé dans la section &quot;Matériaux de. <ol><li> Calcul par Matlab <ol><li> Importez la série acquise à Matlab en utilisant un script de ImportImageSeries. Calculer l&#39;intensité moyenne de chaque image dans le temps en utilisant la command moyenne sur les deux premières dimensions et utiliser parcelle pour voir le vecteur résultant. </li><li> Si plus de 10% de photoblanchiment est présent, jeter la série ou supprimer la première partie d&#39;entre eux. Si elle est inférieure, essayer de corriger l&#39;effet sur ​​la fonction de corrélation en soustrayant à chaque image son intensité moyenne, comme le montre avant 37. </li><li> Calculer l&#39;intensité moyenne de chaque pixel en utilisant le moyen pour la troisième dimension et de voir l&#39;image résultante. Remarque: Une attention particulière est nécessaire afin d&#39;éviter des corrélations artefacts. En fait, comme le montre déjà des techniques semblables 38, les bordures de cellules ainsi que sur des vésicules de discussion pourrait introduire une forte corrélation. Si l&#39;inspection de l&#39;image moyenne révèle les bordures de cellules ou de vésicules de discussion, essayer d&#39;exclure la région participait pas jeter l&#39;acquisition. Pour corriger l&#39;effet de cette structures immobiles soustraire l&#39;intensité temporelle moyenne de chaque pixel 39. </li><li> Calculer til corrélation spatio-temporelle (G (ξ, χ, τ)) en utilisant la fonction CalculateSTICScorrfunc. Retirer G (ξ, χ, 0), car la corrélation à cause du bruit de coup de feu en régime de faible lumière domine G (0,0,0); la corrélation en raison de la détection domine le G (± 1,0,0), et le mouvement des particules au cours de la durée d&#39;exposition peut se déformer G (ξ, χ, τ) pour τ = 0 en augmentant la taille mesurée (cet effet disparaît pour τ &gt; 0) 34. </li><li> Moyenne G (ξ, χ, τ&gt; 0) en utilisant un temps-bin logarithmique pour réduire le bruit en utilisant la fonction &quot;LogBinStack&quot; dans le soutien matériel et puis poser le G résultant (ξ, χ, τ) en utilisant la fonction &quot;gaussfit&quot; de les outils ICS-Matlab dans les matériaux à récupérer le i MSD (la deuxième colonne du tableau qui en résulte). </li><li> Tracer la σ obtenu de la taille (de τ) 2 (i MSD) en fonction du temps. Si les données sont trop bruyants, essayez d&#39;augmenter le nombre de acquLes cadres IRED, augmenter la puissance du laser, en moyenne, plus G (ξ, χ, τ) en même temps. </li></ol></li><li> Calcul par SimFCS <ol><li> Ouvrez les fichiers acquis avec ImageJ utilisant BIOFORMAT importateur plugin et sauver série acquis que la séquence Tiff. </li><li> Ouvrir outil SimFCS et sélectionnez la RICS et sélectionnez Fichier&gt; Importer des images multiples (supplémentaire Figure S2). </li><li> Sélectionnez Fit, insérer les paramètres d&#39;acquisition correctes et fermer la fenêtre en forme (supplémentaire Figure S3). </li><li> Sélectionnez Affichage&gt; Intensité Moyenne&gt; CH1 et vérifier la présence de photoblanchiment (complémentaire figure S4). </li><li> Si plus de 10% de photoblanchiment est présent jeter la série ou si il est possible charge à nouveau la séquence d&#39;images de retirer la première partie de la série. </li><li> Si le blanchiment est inférieur à 10% sélectionnez Outils&gt; i MSD&gt; Paramétrer, vérifie &#39;utilisation moyenne mobile », situé dans le panneau de ROI sur la gauche uneombre de cadre à l&#39;attention payer moyenne mobile que le temps correspondant est plus élevé que le temps caractéristique de diffusion (pour particules se déplaçant à 1 pm 2 sec -1 un temps de 10 sec est une bonne moyenne mobile) </li><li> Sélectionnez Outils&gt; DSGI&gt; Calculer i MSD (figure complémentaire S5) et en forme et exporter le i MSD de la bloc-notes (Figure supplémentaire S6). </li></ol></li></ol> 5 Calcul de la loi Diffusion de la i MSD <ol><li> Montez les quelques premiers points d&#39;extrapoler l&#39;interception (σ 0 2) (5 points sont généralement suffisant, mais plusieurs points peuvent être installés s&#39;ils présentent un comportement linéaire) et de comparer cette valeur avec le PSF mesurée précédemment 2. Si elles sont comparables, la dynamique des fluorophores isolés sont respectées. En revanche, si σ 0 2 2 &gt;&gt; PSF tenter d&#39;acquérir plus rapidement pour s&#39;assurer quedynamique pas cachés sont présents 34. </li><li> Calculer la diffusivité apparente (app D) et le déplacement moyen (R) en utilisant les équations 3 et 4 (voir Introduction). </li><li> Terrain application en fonction de R pour obtenir un droit de diffusion comparable à ce qui est mesuré avec une tache variation en fonction FCS 12 (figure 3D) D. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Suivi de particules unique (SPT) représente l&#39;une des stratégies les plus courantes pour étudier la dynamique moléculaire et il a le grand avantage de mesurer les trajectoires des particules. Cela permet à son tour le comportement de palpage de même quelques particules marquées dans un système complexe. Toutefois, pour atteindre cet avantage SPT a généralement besoin d&#39;une faible densité de la sonde et des étiquettes très brillantes. En particulier, pour obtenir haute résolution temporelle (plage d...

À partir du modèle original &quot;de la mosaïque fluide» par Singer et Nicolson, l&#39;image de la membrane plasmique cellulaire a été continuellement mis à jour au cours des dernières décennies afin d&#39;inclure le nouveau rôle de cytosquelette et de lipides domaines 1,2. Les premières observations ont été obtenues par récupération de fluorescence après photoblanchiment (FRAP) dévoilement qu&#39;une fraction significative des protéines de la membrane est immobile 5.3. Ces études pionnières, bien que très instructif, ont souffert de la résolution relativement faible dans l&#39;espace (microns) et de temps (en secondes) de configurations du PAF. En outre, étant une mesure de la moyenne d&#39;ensemble, FRAP manque en donnant des informations sur le comportement de la molécule unique. Dans ce contexte, la possibilité d&#39;étiqueter spécifiquement une molécule unique avec des balises très claires (permettant l&#39;étude du processus de diffusion d&#39;une molécule à la fois) a été très réussie. En particulier, en poussant l&#39;résolution temporelle de l&#39;approche unique de suivi de particules (SPT) à l&#39;échelle de temps de microsecondes, Kusumi, et al. pu accéder aux fonctions inconnues de lipides et de protéines dynamique qui a grandement contribué à la reconnaissance du rôle de base de l&#39;actine-membrane squelette dans la membrane physiologie 6 , 7. Ces résultats ont généré le soi-disant le «piquetage et de clôture» modèle, dans lequel lipides et des protéines diffusion est régie par squelette d&#39;actine. Toutefois, afin d&#39;avoir accès à l&#39;énorme quantité d&#39;informations fournies par SPT nombreuses questions expérimentales doivent être pris en compte. En particulier, la procédure de marquage est typiquement constituée par de nombreuses étapes telles que la production, la purification et l&#39;introduction de l&#39;espèce marquée dans le système. En outre, de grandes étiquettes, comme des boîtes quantiques ou des nanoparticules métalliques, sont souvent nécessaires pour parvenir à l&#39;échelle de temps inférieure à la milliseconde et de la réticulation des molécules cibles par l&#39;étiquette ne peut être évitée dans la plupart des cas. Enfin, de nombreuses trajectoiresdoivent être enregistrés pour s&#39;adapter à des critères statistiques et de façon concomitante une faible densité de l&#39;étiquette est nécessaire pour permettre le suivi. Par rapport à SPT, la spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS), surmonter un grand nombre de ces inconvénients, représente une approche très prometteuse pour étudier la dynamique moléculaire. En fait, FCS fonctionne bien également avec des étiquettes sombres et denses, ce qui permet d&#39;étudier la dynamique des molécules de protéines étiquetées fluorescentes dans les cellules transfectées de façon transitoire. En outre, il permet d&#39;atteindre des statistiques élevées dans un laps de temps limité. Enfin, malgré la densité «élevé» d&#39;étiquettes FCS fournit des informations sur les molécules simples. Merci à toutes ces propriétés, FCS représente une approche très simple et a été largement appliquées à l&#39;étude de lipides et de protéines dynamique à la fois dans des membranes modèles et dans les cellules vivantes 8-10. De nombreuses approches différentes ont été proposées pour augmenter la capacité de FCS pour révéler les détails de la diffusion moléculaire. Par exemple, il est shpropre que par l&#39;exécution FCS sur les zones d&#39;observation de taille différente, on peut définir un &quot;droit de diffusion FCS&quot; caractéristiques éclairantes cachés de mouvement moléculaire 11,12. En plus d&#39;être varié en taille, le domaine d&#39;intervention a également été dupliqué 13, déplacé dans l&#39;espace le long des lignes 14-20 ou conjugués avec des caméras rapides 21,22. L&#39;utilisation de ces corrélation «spatio-temporelle» les approches, les paramètres biologiques pertinents de plusieurs composants membranaires ont été décrits quantitativement sur les deux membranes modèles et les systèmes biologiques réels, ainsi aperçu rendement dans la membrane organisation spatiale. Cependant, dans tous les FRAP et applications FCS décrit jusqu&#39;à présent la taille de la zone de convergence représente une limite de la résolution spatiale qui ne peut être surmontée. Plusieurs méthodes d&#39;imagerie de super-résolution ont été développés récemment pour contourner cette limite. Certains sont basés sur la précision de localisation, telles que la microscopie optique de reconstruction stochastique (STORM) &lt;sup&gt; 23,24, microscopie photo-activation de la localisation (PALM) 25, fluorescence PALM (FPALM) 26, et une particule suivi PALM (sptPALM) 27: la quantité relativement importante de photons nécessaires à chaque cliché, cependant, limite la résolution temporelle de ces méthodes à au moins quelques millisecondes, ce qui entrave leur applicabilité in vivo. En revanche, une alternative prometteuse pour l&#39;imagerie de super résolution ont été ouverts en modulant spatialement l&#39;émission de fluorescence avec des procédés d&#39;épuisement émission stimulés (STED ou transitions réversibles saturables optique de fluorescence (RESOLFT) 28,29). Ces approches se combinent la mise en forme du volume d&#39;observation et au-dessous de la limite de diffraction, avec la possibilité d&#39;utiliser des microscopes à balayage rapide et des systèmes de détection. En combinaison avec l&#39;analyse de fluctuation de fluorescence, la microscopie STED a permis de sonder directement les dynamiques spatio-temporelles à l&#39;échelle nanométrique de lipides et de proteins dans les membranes des cellules vivantes 30,31. Les mêmes quantités physiques de base de la microscopie STED peuvent être obtenus par une spectroscopie de corrélation de l&#39;image spatio-temporel modifié (TIQUES 32,33) procédé qui est approprié pour l&#39;étude de la dynamique des protéines marquées par fluorescence de membrane et / ou des lipides dans les cellules vivantes et par un microscope commercial. Le protocole expérimental présenté ici se compose de quelques étapes. La première nécessite une imagerie rapide de la région d&#39;intérêt sur la membrane. Ensuite, la pile résultante d&#39;images est utilisée pour calculer les fonctions de corrélation spatio-temporelle moyenne. En adaptant la série de fonctions de corrélation, la «loi de diffusion» moléculaire peut être obtenu directement à partir de l&#39;imagerie sous la forme d&#39;une diffusivité apparente (D app) - vs tracé du déplacement -Moyenne. Cette parcelle est fortement tributaire de l&#39;environnement exploré par les molécules et permet de reconnaître directement les modes de diffusion réelsdu lipide / protéine d&#39;intérêt. Dans plus de détails, comme indiqué précédemment 34, la fonction d&#39;auto-corrélation spatio-temporelle de la série d&#39;images acquises dépend essentiellement de la dynamique des molécules en mouvement dans la série d&#39;images recueillies (s&#39;il vous plaît noter que le même raisonnement peut être appliqué à l&#39;acquisition d&#39;une ligne où seulement une dimension dans l&#39;espace est pris en compte). En particulier, nous définissons la fonction de corrélation: <img fo:content-width="2.3in" src="/files/ftp_upload/51994/51994eq1.jpg" width="230" /> (1) où <img fo:content-width=".5in" src="/files/ftp_upload/51994/xyt.jpg" width="50" /> représente l&#39;intensité de fluorescence mesurée à la position x, y et à l&#39;instant t, <img fo:content-width=".08in" src="/files/ftp_upload/51994/e.jpg" width="8" /> et <img fo:content-width=".1in" src="/files/ftp_upload/51994/x.jpg" width="10" /> représente la distance dans le plan x etdirections y respectivement, <img fo:content-width=".1in" src="/files/ftp_upload/51994/t.jpg" width="10" /> représente le décalage dans le temps, et <img fo:content-width=".2in" src="/files/ftp_upload/51994/brackets.jpg" width="20" /> représente la moyenne. Cette fonction peut être exprimée comme suit: <img fo:content-width="2.3in" src="/files/ftp_upload/51994/51994eq2.jpg" width="230" /> (2) où «N» représente le nombre moyen de molécules dans la zone d&#39;observation, <img fo:content-width=".10in" src="/files/ftp_upload/51994/circlex.jpg" width="10" /> représente l&#39;opération de convolution dans l&#39;espace, et <img fo:content-width=".5in" src="/files/ftp_upload/51994/ex.jpg" width="50" /> représente l&#39;auto-corrélation de la taille instrumentale. Ce dernier peut être interprété comme une mesure de la façon dont les photons d&#39;un seul émetteur sont répartis dans l&#39;espace en raison de la configuration optique / enregistrement (ce qu&#39;on appelle le Point Spread Function, PSF, gèneRALLYE bien approchée par une fonction gaussienne). Enfin, <img fo:content-width=".5in" src="/files/ftp_upload/51994/ext.jpg" width="50" /> représente la probabilité de trouver une particule à une distance <img fo:content-width=".10in" src="/files/ftp_upload/51994/e.jpg" width="10" /> et <img fo:content-width=".10in" src="/files/ftp_upload/51994/x.jpg" width="10" /> après un temps de retard <img fo:content-width=".10in" src="/files/ftp_upload/51994/t.jpg" width="10" /> . Si l&#39;on considère une dynamique de diffusion, dans laquelle les particules se déplacent au hasard dans toutes les directions et les flux nets ne sont pas présents, cette fonction est également bien approchée par une fonction gaussienne où la variance peut être identifié comme le déplacement quadratique moyen (MSD) de la particule en mouvement . Ainsi, la taille de la fonction de corrélation (également désigné en tant que <img fo:content-width=".3in" src="/files/ftp_upload/51994/2t.jpg" width="30" /> ), Peut être définie comme la somme des TMS de particules et la taille instrumental et peut être mesurée par un ajustement gaussiention de la fonction de corrélation pour chaque temps de retard. Le TMS i mesurée peut être utilisée pour calculer une diffusivité apparente des molécules qui se déplacent <img fo:content-width=".4in" src="/files/ftp_upload/51994/dappt.jpg" width="40" /> et un moyen de déplacement <img fo:content-width=".4in" src="/files/ftp_upload/51994/rt.jpg" width="40" /> en tant que: <img fo:content-width="1.7in" src="/files/ftp_upload/51994/51994eq3.jpg" width="170" /> (3) <img fo:content-width="1.7in" src="/files/ftp_upload/51994/51994eq4.jpg" width="170" /> (4) Quelques considérations sur le dispositif expérimental utilisé peut guider le lecteur à travers les sections suivantes. Pour exciter sélectivement les fluorophores sur la membrane basale des cellules, nous allons utiliser un éclairage réflexion totale interne (TIR) ​​vivant, en utilisant une fluorescence TIR commerciale (FRBR) microscope (détails peuvent être trouvés dans la section matériel). En outre, afin de recueillir èmee fluorescence, nous allons utiliser un objectif de grossissement (100X NA 1,47, ouverture numérique élevée est nécessaire pour la FRBR éclairage) et une caméra EMCCD (taille physique du pixel sur la puce um 16). Pour atteindre une taille de pixel de 100 nm, nous appliquons une lentille de grossissement supplémentaire de 1.6X. Comme nous le verrons, une résolution temporelle inférieure à 1 ms serait nécessaire pour décrire correctement la dynamique des lipides membranaires rapides en dessous de 100 nm. Afin d&#39;atteindre cette résolution temporelle nous devons sélectionner une région d&#39;intérêt (ROI) plus petit que l&#39;ensemble puce de l&#39;appareil photo (512 x 512). De cette façon, la caméra va lire un nombre réduit de lignes de plus en plus la résolution temporelle. Toutefois, dans ce régime de lecture du temps de trame serait limitée par le temps nécessaire pour transférer les charges de l&#39;exposition à la puce de lecture sur l&#39;appareil et est généralement de l&#39;ordre de 512 millisecondes pour x 512 pixels EMCCD. Pour battre cette limite, une technologie émergente permet le déplacement des ROI lignes seulement au lieu de toute la trame, wvec une réduction effective pratique de la taille de la puce exposée (appelé mode du capteur recadrée dans notre EMCCD). Pour cette configuration, pour être efficace, la puce à l&#39;extérieur de la région d&#39;intérêt doit être couverte par un couple de fentes montées dans le chemin optique. Merci pour cette configuration une résolution de temps d&#39;arrêt à 10 -4 secondes peut être obtenue. S&#39;il vous plaît noter, cependant, que cette approche peut être couplé avec différents montages expérimentaux, comme expliqué dans la section «discussion». Démonstration de la méthode sera fourni dans les cellules vivantes, en utilisant à la fois un ATTO488 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn--glycéro 3-phosphoéthanolamine (ATTO488-EPI) et un variant de la GFP-marqué de récepteur de la transferrine (GFP TfR). Dans le cas de ATTO488 EPI cette approche peut réussir à récupérer une application presque constante de D en fonction de déplacement moyenne indiquant une diffusion pour la plupart gratuites, comme indiqué précédemment 30,35. En revanche, l&#39;ISF-GFP montre une diminution D <sub&gt; application en fonction du déplacement moyen, suggérant diffusion partiellement confinée 6. En outre, dans ce dernier cas, il est possible de quantifier la constante de diffusion locale et la région de confinement moyenne sur plusieurs microns sur le plan de la membrane.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1142">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:183px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:480px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">iXon Ultra 897</td>
			<td style="width:183px;">Andor</td>
			<td>DU-897U-CS0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Solis</td>
			<td style="width:183px;">Andor</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">CHO-K1</td>
			<td style="width:183px;">ATCC</td>
			<td style="width:119px;">CCL-61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ATTO 488 labeled PPE</td>
			<td style="width:183px;">ATTO-TEC GmbH</td>
			<td>AD 488-151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">DOPE</td>
			<td style="width:183px;">Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">850725</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">DOTAP</td>
			<td style="width:183px;">Avanti Polar Lipids, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">890890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">100X Penicillin-Streptomycin-Glutamine</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10378-016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">DMEM/F-12</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21331</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">FBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10082147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">HEPES</td>
			<td style="width:183px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">15630-106&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">PBS</td>
			<td style="width:183px;">Gibco</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">SimFCS 3.0</td>
			<td style="width:183px;">Globals Software</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>the software can be downloaded here: http://www.lfd.uci.edu/globals/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMI6000 with TIRF modulus</td>
			<td style="width:183px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">LAS AF</td>
			<td style="width:183px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Lipofectamine 2000</td>
			<td style="width:183px;">Lipofectamine</td>
			<td>11668019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Matlab</td>
			<td style="width:183px;">MathWork</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Imagej</td>
			<td style="width:183px;">NIH</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">C-terminal GFP tagged Tranferrin Receptor</td>
			<td style="width:183px;">OriGene</td>
			<td>RG200980</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Agar</td>
			<td style="width:183px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>A5306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Chloroform</td>
			<td style="width:183px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">528730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Latex beads, fluorescent yellow-green, 30 nm</td>
			<td style="width:183px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>L5155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">SONICA Ultrasonic Cleaners</td>
			<td>SOLTEC</td>
			<td style="width:119px;">ETH S3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Petri Dishes</td>
			<td style="width:183px;">Willco</td>
			<td>GWSt-3522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Bio-Format importer for Matlab</td>
			<td style="width:183px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.openmicroscopy.org/site/support/bio-formats5/users/matlab/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">ICS-MatLab Tools</td>
			<td style="width:183px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td><a href="https://www.cellmigration.org/resource/imaging/software/ICSMATLAB_28-02-06.zip">https://www.cellmigration.org/resource/imaging/software/ICSMATLAB_28-02-06.zip</a></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Simulation by Matlab Tutorial</td>
			<td style="width:183px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>https://www.cellmigration.org/resource/imaging/icsmatlab/ICSTutorial.html</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:361px;">Simulation by SimFCS Tutorial</td>
			<td style="width:183px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>https://www.cellmigration.org/resource/imaging/ppt-pdf/RICS%20Simulations.ppt</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

from fast fluorescence imaging to molecular diffusion law on live cell membranes in a commercial microscope

Il est devenu de plus en plus évident que la distribution spatiale et le mouvement des composants de la membrane comme les lipides et les protéines sont des facteurs clés dans la régulation de nombreuses fonctions cellulaires. Toutefois, en raison de la dynamique rapide et les petites structures impliquées, une résolution spatio-temporelle très élevée est nécessaire pour rattraper le comportement réel de molécules. Ici, nous présentons le protocole expérimental pour l&#39;étude de la dynamique des protéines et des lipides du plasma membrane marquées par fluorescence dans des cellules vivantes avec une résolution spatio-temporelle élevée. En particulier, cette approche n&#39;a pas besoin de suivre chaque molécule, mais il calcule le comportement de la population en utilisant les molécules d&#39;une région donnée de la membrane. Le point de départ est une imagerie rapide d&#39;une région donnée sur la membrane. Ensuite, une fonction spatio-temporelle complète autocorrélation est calculée en corrélation des images acquises à l&#39;augmentation des retards de temps, par exemple tous les 2, 3, n répétitions. Il est possible de démontrer que la largeurdu pic de la fonction d&#39;autocorrélation spatiale augmente en augmentant le temps de retard en fonction du mouvement des particules par diffusion. Par conséquent, le montage de la série de fonctions d&#39;auto-corrélation permet d&#39;extraire la protéine réelle signifie déplacement quadratique de l&#39;imagerie (DSGI), présenté ici sous la forme de la diffusivité apparente vs déplacement moyen. Cela donne une vision quantitative de la dynamique moyenne des molécules simples avec une précision nanométrique. En utilisant une variante de la GFP étiqueté du récepteur de la transferrine (TfR) et un ATTO488 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn -glycéro-3-phosphoéthanolamine (PPE), il est possible d&#39;observer la régulation spatio-temporelle des protéines et des lipides diffusion sur régions membranaires um de taille dans la gamme micro-à-milli-seconde fois.

Afin de calibrer la taille instrumental, l&#39;image d&#39;un seul nano-billes fluorescentes peut être mesurée comme décrit dans le protocole de l&#39;étape 1.1. Une image de fluorescence typique de ces billes est présenté sur la figure 1. L&#39;installation de distribution d&#39;intensité d&#39;une fonction gaussienne 2D redonne bonne résidus et permet de mesurer la taille instrumental à 270 nm. Cette valeur est en bon accord avec la limite de diffraction attendue estimée par l&#39;équation ...

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From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

De Fluorescence Imaging rapide à moléculaire loi Diffusion sur les membranes cellulaires en direct dans un microscope commercial

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.3K vues.  Scuola Normale Superiore. Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

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Fluorescence Lifetime Imaging of Molecular Rotors in Living Cells

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular events. Viscosity is one of the key parameters affecting the diffusion of molecules and proteins, and changes in viscosity have been linked to disease and malfunction at the cellular level.1-3 While methods to measure the bulk viscosity are well developed, imaging microviscosity remains a challenge. Viscosity maps of microscopic objects, such as single cells, have until recently been hard to obtain. Mapping viscosity with fluorescence techniques is advantageous because, similar to other optical techniques, it is minimally invasive, non-destructive and can be applied to living cells and tissues.
Fluorescent molecular rotors exhibit fluorescence lifetimes and quantum yields which are a function of the viscosity of their microenvironment.4,5 Intramolecular twisting or rotation leads to non-radiative decay from the excited state back to the ground state. A viscous environment slows this rotation or twisting, restricting access to this non-radiative decay pathway. This leads to an increase in the fluorescence quantum yield and the fluorescence lifetime. Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) of modified hydrophobic BODIPY dyes that act as fluorescent molecular rotors show that the fluorescence lifetime of these probes is a function of the microviscosity of their environment.6-8 A logarithmic plot of the fluorescence lifetime versus the solvent viscosity yields a straight line that obeys the F&ouml;rster Hoffman equation.9 This plot also serves as a calibration graph to convert fluorescence lifetime into viscosity.
Following incubation of living cells with the modified BODIPY fluorescent molecular rotor, a punctate dye distribution is observed in the fluorescence images. The viscosity value obtained in the puncta in live cells is around 100 times higher than that of water and of cellular cytoplasm.6,7 Time-resolved fluorescence anisotropy measurements yield rotational correlation times in agreement with these large microviscosity values. Mapping the fluorescence lifetime is independent of the fluorescence intensity, and thus allows the separation of probe concentration and viscosity effects. 
In summary, we have developed a practical and versatile approach to map the microviscosity in cells based on FLIM of fluorescent molecular rotors.

Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) has emerged as a key technique to image the environment and interaction of specific proteins and dyes in living cells. FLIM of fluorescent molecular rotors allows mapping of viscosity in living cells.

Imagerie de vie de fluorescence des rotors moléculaires dans les cellules vivantes

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular ...

Recherche

Bio-ingénierie

Live-cell Imaging of Migrating Cells Expressing Fluorescently-tagged Proteins in a Three-dimensional Matrix

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound healing, tissue regeneration, and cancer metastasis, cells must navigate through complex, three-dimensional extracellular tissue. To better understand the mechanisms behind these biological processes, it is important to examine the roles of the proteins responsible for driving cell migration. Here, we outline a protocol to study the mechanisms of cell migration using the epithelial cell line (MDCK), and a three-dimensional, fibrous, self-polymerizing matrix as a model system. This optically clear extracellular matrix is easily amenable to live-cell imaging studies and better mimics the physiological, soft tissue environment. This report demonstrates a technique for directly visualizing protein localization and dynamics, and deformation of the surrounding three-dimensional matrix. 
Examination of protein localization and dynamics during cellular processes provides key insight into protein functions. Genetically encoded fluorescent tags provide a unique method for observing protein localization and dynamics. Using this technique, we can analyze the subcellular accumulation of key, force-generating cytoskeletal components in real-time as the cell maneuvers through the matrix. In addition, using multiple fluorescent tags with different wavelengths, we can examine the localization of multiple proteins simultaneously, thus allowing us to test, for example, whether different proteins have similar or divergent roles. Furthermore, the dynamics of fluorescently tagged proteins can be quantified using Fluorescent Recovery After Photobleaching (FRAP) analysis. This measurement assays the protein mobility and how stably bound the proteins are to the cytoskeletal network.
By combining live-cell imaging with the treatment of protein function inhibitors, we can examine in real-time the changes in the distribution of proteins and morphology of migrating cells. Furthermore, we also combine live-cell imaging with the use of fluorescent tracer particles embedded within the matrix to visualize the matrix deformation during cell migration. Thus, we can visualize how a migrating cell distributes force-generating proteins, and where the traction forces are exerted to the surrounding matrix. Through these techniques, we can gain valuable insight into the roles of specific proteins and their contributions to the mechanisms of cell migration.

Cellular processes such as cell migration have traditionally been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. This report describes a technique for directly visualizing protein localization and analyzing protein dynamics in cells migrating in a more physiologically relevant, three-dimensional matrix.

Imagerie des cellules vivantes des cellules exprimant des protéines par fluorescence Migration-étiquetés dans une matrice tridimensionnelle

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

L&#39;utilisation de puces microfluidiques pour l&#39;imagerie en direct et l&#39;étude des réponses blessures en<em&gt; Drosophila</em&gt; Larves

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Une technique microfluidique à la sonde cellulaire Déformabilité

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

Suivi 3D orbital dans un microscope à deux photons à jour: Une application au suivi des vésicules intracellulaires

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

Live Cell Imaging during Mechanical Stretch

There is currently a significant interest in understanding how cells and tissues respond to mechanical stimuli, but current approaches are limited in their capability for measuring responses in real time in live cells or viable tissue. A protocol was developed with the use of a cell actuator to distend live cells grown on or tissues attached to an elastic substrate while imaging with confocal and atomic force microscopy (AFM). Preliminary studies show that tonic stretching of human bronchial epithelial cells caused a significant increase in the production of mitochondrial superoxide. Moreover, using this protocol, alveolar epithelial cells were stretched and imaged, which showed direct damage to the epithelial cells by overdistention simulating one form of lung injury in vitro. A protocol to conduct AFM nano-indentation on stretched cells is also provided.

A novel imaging protocol was developed using a custom motor-driven mechanical actuator to allow the measurement of real time responses to mechanical strain in live cells. Relevant to mechanobiology, the system can apply strains up to 20% while allowing near real-time imaging with confocal or atomic force microscopy.

Imagerie sur cellule vivante pendant stretch mécanique

There is currently a significant interest in understanding how cells and tissues respond to mechanical stimuli, but current approaches are limited in ...

Fluorescence Recovery after Merging a Droplet to Measure the Two-dimensional Diffusion of a Phospholipid Monolayer

We introduce a new method to measure the lateral diffusivity of a surfactant monolayer at the fluid-fluid interface, called fluorescence recovery after merging (FRAM). FRAM adopts the same principles as the fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) technique, especially for measuring fluorescence recovery after bleaching a specific area, but FRAM uses a drop coalescence instead of photobleaching dye molecules to induce a chemical potential gradient of dye molecules. Our technique has several advantages over FRAP: it only requires a fluorescence microscope rather than a confocal microscope equipped with high power lasers; it is essentially free from the selection of fluorescence dyes; and it has far more freedom to define the measured diffusion area. Furthermore, FRAM potentially provides a route for studying the mixing or inter-diffusion of two different surfactants, when the monolayers at a surface of droplet and at a flat air/water interface are prepared with different species, independently.

We present a new technique to measure the lateral diffusion of a surface active species at the fluid-fluid interface by merging a droplet monolayer onto a flat monolayer.

Récupération de fluorescence après Fusionner une Droplet mesurer la Diffusion bidimensionnelle d&#39;une monocouche de phospholipides

We introduce a new method to measure the lateral diffusivity of a surfactant monolayer at the fluid-fluid interface, called fluorescence recovery after ...

Selective Cell Elimination from Mixed 3D Culture Using a Near Infrared Photoimmunotherapy Technique

Recent developments in tissue engineering offer innovative solutions for many diseases. For example, tissue engineering using induced pluripotent stem cell (iPS) emerged as a new method in regenerative medicine. Although this tissue regeneration is promising, contamination with unwanted cells during tissue cultures is a major concern. Moreover, there is a safety concern regarding tumorigenicity after transplantation. Therefore, there is an urgent need for eliminating specific cells without damaging other cells that need to be protected, especially in established tissue. Here, we present a method for specific cell elimination from a mixed 3D cell culture in vitro with near infrared photoimmunotherapy (NIR-PIT) without damaging non-targeted cells. This technique enables the elimination of specific cells from mixed cell cultures or tissues.

Eliminating specific cells without damaging other cells is extremely difficult, especially in established tissue, yet there is an urgent need for a cell elimination method in the tissue engineering field. Here, we present a method for specific cell elimination from a mixed 3D cell culture using near infrared photoimmunotherapy (NIR-PIT).

Selective Cellule élimination de Mixed Culture 3D en utilisant une technique proche infrarouge Photoimmunotherapy

Recent developments in tissue engineering offer innovative solutions for many diseases. For example, tissue engineering using induced pluripotent stem ...

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to conventional epi-fluorescence microscopy, various imaging techniques have been developed to achieve specific experimental goals. Some of the widely used techniques include single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET), which can report conformational changes and molecular interactions with angstrom resolution, and single-molecule detection-based super-resolution (SR) imaging, which can enhance the spatial resolution approximately ten&#160;to twentyfold compared to diffraction-limited microscopy. Here we present a customer-designed integrated system, which merges multiple imaging methods in one microscope, including conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based SR imaging, and multi-color single-molecule detection, including smFRET imaging. Different imaging methods can be achieved easily and reproducibly by switching optical elements. This set-up is easy to adopt by any research laboratory in biological sciences with a need for routine and diverse imaging experiments at a reduced cost and space relative to building separate microscopes for individual purposes.

Here we present a practical guide of building an integrated microscopy system, which merges conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based super-resolution imaging, and multi-color single-molecule detection, including single-molecule fluorescence resonance energy transfer imaging, into one set-up in a cost-efficient way.

Réalisation de multiples Modes d’imagerie avec un Microscope à Fluorescence

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...

Growth of Human and Sheep Corneal Endothelial Cell Layers on Biomaterial Membranes

Corneal endothelial cell cultures have a tendency to undergo epithelial-to-mesenchymal transition (EMT) after loss of cell-to-cell contact. EMT is deleterious for the cells as it reduces their ability to form a mature and functional layer. Here, we present a method for establishing and subculturing human and sheep corneal endothelial cell cultures that minimizes the loss of cell-to-cell contact. Explants of corneal endothelium/Descemet&#39;s membrane are taken from donor corneas and placed into tissue culture under conditions that allow the cells to collectively migrate onto the culture surface. Once a culture has been established, the explants are transferred to fresh plates to initiate new cultures. Dispase II is used to gently lift clumps of cells off tissue culture plates for subculturing. Corneal endothelial cell cultures that have been established using this protocol are suitable for transferring to biomaterial membranes to produce tissue-engineered cell layers for transplantation in animal trials. A custom-made device for supporting biomaterial membranes during tissue culture is described and an example of a tissue-engineered graft composed of a layer of corneal endothelial cells and a layer of corneal stromal cells on either side of a collagen type I membrane is presented.

This protocol describes the critical steps required to establish and grow corneal endothelial cell cultures from explants of human or sheep tissue. A method for subculturing corneal endothelial cells on membranous biomaterials is also presented.