Name: Vidéo: Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers
Uploaded: 2015-10-31T14:00:00
Duration: 20 min

MA a été soutenue par une bourse de Schrödinger du Fonds scientifique autrichien (FWF, J3086-B11) et remercie la Max-Planck-Society for soutien financier et administratif. GS a été soutenu par le Fonds Science et technologie de Vienne (WWTF, LS13-030). JH a été soutenu par le Fonds Science et technologie de Vienne (WWTF, LS14-031).

1. Génération et fonctionnalisation de Planar SLBS <ol><li> Le mélange des lipides <ol><li> Pour arriver à une DGS NTA-Ni / 90% composition POPC lipidique de 10% dissoudre 45 mg de POPC et 6,9 mg DGS NTA-Ni dans le chloroforme dans 250 ml de ballon à fond rond. Gardez le volume de chloroforme faible (juste quelques ml) pour s&#39;évaporer dans la prochaine étape. Pour une / 99% composition lipidique POPC 1% DGS NTA-Ni utiliser 49,5 mg et 0,69 mg POPC DGS NTA-Ni. </li><li> Retirer le chloroforme à l&#39;évaporateur rotatif lentement - une augmentation supérieure à la température ambiante est pas nécessaire. Alternativement, sauter hors l&#39;intérieur d&#39;une hotte chimique dans un flux de gaz inerte comme l&#39;azote ou l&#39;argon. Ce faisant tourner constamment dans le ballon afin de permettre l&#39;égalité de dépôt de lipide de séchage sur la moitié inférieure du ballon à fond rond. </li><li> Une fois que la majorité du chloroforme est évaporé, fixer le ballon à un vide O / N pour éliminer le chloroforme quantitativement. NOTE: Cette étape est essentielle pour éviter la contaminationdes protéines et des cellules avec du chloroforme toxique à des étapes ultérieures et d&#39;assurer la fluidité bicouche lipidique. </li></ol></li><li> La génération de petites vésicules unilamellaires (SUV&#39;S) à partir de lipides séchés NOTE: petites vésicules unilamellaires (SUV) sont entre 20 nm et 100 nm de diamètre et peuvent être facilement réalisés par les bains à ultrasons. Lipid extrusion, un procédé alternatif, peut donner lieu à des véhicules utilitaires sport et, en fonction de la taille des pores du filtre appliqué à l&#39;extrusion, également de grandes vésicules unilamellaires (LUV), qui sont 100 nm à 1000 nm. Cependant, les VUS sont les mieux adaptés pour former SLBS. <ol><li> VUS à travers les bains à ultrasons (montrés dans la vidéo): <ol><li> Dégazer PBS. Suspendre le mélange lipidique séché avec les 250 ml à fond rond en fiole de 10 ml de PBS dégazé. </li><li> Remplissez la fiole avec un gaz inerte comme l&#39;azote ou l&#39;argon, le fermer avec un bouchon et sceller le flacon avec du ruban autoclave. </li><li> Placer la fiole scellée dans un bain sonique et soniquer la suspension lipidique unet 120 à 170 W jusqu&#39;à ce qu&#39;il est devenu clair. Cela prend entre 30 et 60 min. </li><li> Surveiller la progression de la vésicule formation spectro-photométrique: s&#39;ensuivre que l&#39;absorption de l&#39;émulsion non diluée en comparaison PBS reste constante à 234 nm (comme un indicateur approximatif de la concentration lipidique), mais devrait chuter de manière significative à 550 nm (en raison de la diffusion de lumière réduite via des particules plus grosses). </li><li> Pour obtenir un culot de vésicules unilamellaires non-lourds, qui interfèrent avec la formation d&#39;un SLB contiguë, le culot suspension de vésicules par centrifugation à 150 000 xg pendant 1 heure à 25 ° C et ensuite pendant 8 heures à 288 000 xg, 4 ° C. </li><li> Filtrer le surnageant à travers un filtre à seringue ayant un diamètre de pore de 0,2 um. </li><li> Mesurer la DO à 234 nm et 550 nm pour contrôler la clarté de la préparation de vésicules et la quantité de lipide gauche. </li><li> Stocker les vésicules à 4 ° C sous atmosphère d&#39;argon ou d&#39;azote. Eventuellement, utiliser suspension de vésicules pour la préparation bicouchependant plusieurs mois. </li></ol></li><li> VUS par extrusion lipides: <ol><li> En bref, passer la suspension lipidique plusieurs fois à travers un filtre avec une taille de pores de 0,1 um. Quel que soit le procédé de fabrication, centrifuger la suspension de vésicules deux fois (1h, 150.000G, 25 ° C, puis 8 heures, 4 ° C, 288000 g) pour obtenir un culot de vésicules non-unilamellaires qui sont plus lourds. NOTE: Lorsqu&#39;il est conservé à 4 ° C sous gaz inerte, vésicules peuvent être utilisés pour la préparation de bicouche pendant plusieurs mois. </li></ol></li></ol></li><li> Formation d&#39;un SLB et de charge avec des protéines <ol><li> Traiter 24 x 50 mm 1,5 # lames de verre avec un mélange 3: 1 d&#39;acide sulfurique concentré et 30% de peroxyde d&#39;hydrogène pendant 30 min. NOTE: En raison de la nature agressive du mélange prendre un soin particulier, c.-à-porter une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité, comme indiqué dans la vidéo! </li><li> Rincer les lames de verre sous un courant d&#39;ddH 2 O d&#39;un vaporisateur. Placez-les sur un stand de téflon et les laisser sécherpendant 10 à 30 min. </li><li> Retirer la lame de fond de verre de 8 ou 16 chambres ainsi, remplir le fond avec de la colle époxy et placer soigneusement une lame de verre propre et sec sur le fond de chambre de colle-couverte. Laissez la colle durcir pendant environ 10 min. Retirer l&#39;excès de colle à partir du bas. REMARQUE: un joint étanche entre la lame de verre et la chambre peut également être facilement obtenue avec l&#39;utilisation d&#39;un bi-composant pâte à modeler de silicone dentaire, qui durcit en 10 à 30 min. Ce sceau est pas aussi ferme que la colle époxy, mais résiste à la fatigue physique régulière. Après l&#39;expérience, il peut être facilement retiré de la chambre, qui est alors réutilisable dans des expériences ultérieures. </li><li> Pipette 120 pi (60 pi) d&#39;une suspension de lipides 10 fois PBS-dilué dans chaque puits d&#39;une 8 (16) - ainsi chambre (préparé comme décrit ci-dessus) et de laisser la forme bicouche pendant 20 min. Rincer soigneusement la bicouche deux fois avec 15 ml de PBS. Une fois la bicouche est formée, elle doit toujours être immergé dans un tampon et ne jamais être exposé à l&#39;air. </li&gt; <li> Remplir chaque puits tout le chemin avec PBS, puis décoller 330μl (chambre 8 puits) ou 165μl (chambre 16 puits). Il ya 350μl (175μl) dans le puits. Ajouter 50 pi (25 pi) de cocktail contenant des protéines à étiquette His dilué dans du PBS à chaque puits (400 ou 200 pi final) et incuber à température ambiante pendant 60 min dans l&#39;obscurité. La densité de la protéine de surface peut être ajustée en faisant varier la concentration en protéines au cours de cette étape d&#39;incubation. </li><li> Rincez chaque puits deux fois avec 15 ml de PBS. NOTE: En règle générale, SLBS doit être utilisé dans des expériences pas plus de 6 heures après leur chargement avec de la protéine. Au cours de cette période, la récupération de fluorophore après photoblanchiment reste jusqu&#39;à 95% et aucune perte de protéine associée à deux couches peut être détectée. La densité de protéines doit être déterminé avant l&#39;expérience (voir ci-dessous). </li><li> Etape facultative: Pour tester la liaison non-spécifique de la protéine la DGS NTA-Ni contenant SLB, laver le SLB fois avec du PBS contenant 300 mM d&#39;imidazole. Le proprotéine devrait sortir complètement. </li></ol></li></ol> 2. Microscope Setup <ol><li> Pour la construction d&#39;un système de microscopie capable de détecter la fluorescence des fluorochromes simples référer aux recommandations formulées dans l&#39;introduction. </li></ol> 3. Mesures de puissance REMARQUE: Les fluorophores peuvent être facilement saturés de lumière d&#39;excitation en excès. Cela accélère photoblanchiment sans autre gain en émission et devrait donc être évité. Pour optimiser l&#39;éclairage échantillon la densité de puissance d&#39;excitation doit être mesurée directement sur l&#39;échantillon. Ces mesures peuvent également servir de référence pour de futures expériences. En outre, sachant que le rapport entre la puissance d&#39;entrée et de sortie laser est utile lors de l&#39;évaluation où la lumière est perdue dans le système d&#39;imagerie. <ol><li> Déplacer le faisceau d&#39;excitation dans la position verticale de sorte que sa sortie de l&#39;objectif dans un angle de 90 °. </li><li> Placez la tête de l&#39;appareil de mesure de la puissance au-dessus of la poutre et mesurer la puissance du faisceau (= P). Documenter le résultat. </li><li> Utilisation du périscope, tourner la poutre dans la position de la FRBR et l&#39;image d&#39;une bicouche fluorescent homogène intacte. Pour éviter le blanchiment et la CCD saturation du signal lieu une densité neutre (ND) filtre avec une densité optique (DO) de 2 à 3 dans le chemin de la lumière d&#39;excitation. <ol><li> Mesurer les comptes intégrés de l&#39;ensemble du champ lumineux (= je Total). De plus, mesurer la taille de la zone éclairée (A = au total). Mesurer les comptes intégrés (= je Centre) de la tache centre maximum illuminée ainsi que la taille de la tache (= Un centre). </li></ol></li><li> Mesurer le signal de fond par pixel (= B) soit à l&#39;extérieur ou la zone éclairée sans illumination de l&#39;échantillon. </li><li> Soustraire le signal d&#39;arrière-plan à partir des résultats mesurés à 3.). Pour ce faire, en multipliant le nombre de pixels de la zone en question (zone éclairée tout ou point central) avec le fondcoups par pixel. (= Je Total - A .B totale et je centre - Un centre .B). </li><li> Diviser le intégré et fond signal corrigé du point central par le signal intégré et fond corrigé de l&#39;ensemble du domaine de l&#39;éclairage. NOTE: Le résultat indique la fraction de la puissance totale située dans le centre spot (= (centre de I - Un centre .B) / (I Total - A .B totale)). Multiplication de ce résultat avec la puissance P mesurée en 2.) les résultats dans la puissance de la lumière éclairant le point central. </li><li> Déterminer la taille de la tache Un centre de μm². Pour cette diviser la taille de pixel appareil photo en um par le grossissement de l&#39;objectif, de prendre la place du résultat que μm² par pixel. <ol><li> Alternativement mesurer la taille de pixel dans l&#39;image avec l&#39;utilisation d&#39;un micromètre placé sur le microscope et de prendre la place du résultat que la zone par pixel. Multiply cette valeur par le nombre de pixels situés dans le centre spot pour arriver à la zone de spot lumineux. </li></ol></li><li> Divisez la puissance P éclairant le point central par la taille de la tache de centre A de centre, μm² pour calculer l&#39;intensité d&#39;éclairage par 2 um. Un exemple est donné sur la figure 6. </li><li> Valeurs de densité de puissance mesurée dans la FRBR non-éclairage sont généralement plus bas que ceux présents dans la FRBR illumination 13, qui dépendent également de l&#39;angle exacte à laquelle la lumière laser est totalement réfléchie. Pour arriver à des densités de puissance présents sous un éclairage FRBR, image calibrée billes fluorescentes de diamètre de 0,1 um à la fois dans la non-FRBR et la FRBR. Le rapport des intensités de fluorescence talon mesuré dans TIRF et non en mode TIRF représente le facteur de conversion C, ce qui permet la conversion de valeurs de densité de puissance mesurés dans celles efficace sous éclairage TIRF (équation 1). la densité de puissance </em&gt; FRBR = C • densité de puissance non-FRBR (équation 1) avec C = intensité de talon T IRF / intensité de talon non TIRF </li></ol> 4. des mesures de densité <ol><li> Déterminer le signal moyen de fluorophores individuelles situées sur une bicouche. Les molécules du CMH bicouche attachée chargées avec des peptides fluorescents sont idéales à cet effet puisque la protéine: label stoechiométrie est exactement un. Si l&#39;eau de Javel nécessaire toutes les étiquettes sur la bicouche dans le champ de vision et laissez la fluorescence récupérer de visualiser fluorophores simples. <ol><li> Enregistrez les images en succession rapide (par exemple, appliquent une acquisition de streaming de protocole) et de suivre la mobilité des molécules uniques sur plusieurs trames. Pour plus d&#39;informations, se reporter à la figure 7. </li></ol></li><li&gt; Marquez le point d&#39;illumination centrale dans la bicouche comme ROI. Mesurer la ROI, la variance de la densité de puissance d&#39;éclairage (qui est proportionnelle à l&#39;intensité de fluorescence) devrait être idéalement inférieure à 15%. <ol><li> Déterminer une seule molécule et de la fluorescence en vrac que dans ce ROI. Intégrer le signal d&#39;un retour sur investissement, ce qui est assez grand pour capturer 99% ou plus de la fonction d&#39;étalement de point de l&#39;émetteur unique. Lorsque l&#39;on utilise un appareil photo avec une taille de pixel de 16-20 pm (indiqué dans les spécifications de l&#39;appareil du fabricant), un objectif à grossissement de 100 fois et une ouverture numérique égale ou supérieure à 1,45, prendre une région de 7 par 7 pixels avec la pic d&#39;intensité situé dans le centre de la place. </li><li> Pour déterminer le signal de fond, intégrer les chiffres d&#39;un carré de 7 par 7 de pixel voisin, qui ne contient pas un signal de fluorescence. Soustraire le fond du signal de la molécule unique pour déterminer la valeur corrigée pour seule molécule fluorescence. Sélectionnez seulement les signaux, qui sont encore visibles dans la trame suivante. </li></ol></li><li> Répétez l&#39;étape 4.2 cinquante à plusieurs centaines de fois. La moyenne du signal de fond corrigée. Si vous le souhaitez, tracer les valeurs d&#39;intensité molécules simples comme un histogramme. Facultatif: profiter d&#39;un plugin approprié de logiciels open-source (par exemple ImageJ) ou de traiter les données en utilisant un logiciel commercial (par exemple Metamorph, Molecular Devices). Les utilisateurs expérimentés peuvent écrire leur propre programme d&#39;analyse dans Matlab ou logiciels similaires. </li><li> Placez un filtre de densité neutre de 2 ou plus dans la voie d&#39;excitation et de prendre des images d&#39;une bicouche fluorescente contenant des protéines marquées avec le même fluorophore. Enregistrer l&#39;intensité de pixel moyenne dans le même ROI utilisée pour des mesures d&#39;intensité molécule unique. Noter le temps d&#39;exposition des mesures de fluorescence en vrac. Mesurer au même endroit sans éclairage pour soustraction de fond. </li><li> Pour déterminer la densité de la protéine à l&#39;intérieur de la bicouche, multipliez la fluorescence en vrac intensité de pixel moyenne de fond corrigée déterminée à l&#39;étape 4 par le nombre de pixels par micron carré (par exemple 41.5), par 100 (si un filtre ND avec une DO de 2 a été employé) ou 1000 (si un ND filtre avec un diamètre extérieur de 3 a été utilisé) et le temps d&#39;exposition utilisée dans l&#39;étape 2 et le diviser par le signal moyen unique de molécule déterminée à l&#39;étape 3, le temps d&#39;exposition utilisée dans l&#39;étape 2 et le nombre de fluorophores par protéine. </li></ol> 5. Vérification de l&#39;intégrité de la bicouche <ol><li> Préparer une bicouche fluorescent et le placer sur la platine du microscope, comme décrit ci-dessus. </li><li> Réglez la mise au point et prendre une image de la bicouche en mode FRBR. Appliquer une impulsion de l&#39;eau de Javel courte mais intense de non-FRBR mode pour l&#39;ablation de la fluorescence dans un petit retour sur investissement en forme de disque. </li><li> Prenez une image de la bicouche en mode basse FRBR d&#39;intensité immédiatement après le blanchiment et ensuite tous les cinq à dix secondes pour contrôler la vitesse de récupération de fluorescence. </li><li> Move à une zone différente sur la bicouche et de suivre les étapes 2 et 3. prendre une autre image dans le mode faible intensité FRBR 5 min après l&#39;impulsion de l&#39;eau de Javel. Déterminer l&#39;intensité que je poste l&#39;eau de Javel dans le domaine de l&#39;eau de Javel et le comparer à l&#39;intensité avant le blanchiment I 0 au début de l&#39;expérience (pas de blanchiment aurait eu lieu) pour calculer la fraction immobile (SI) comme suit: Fraction Immobile SI (%) = (I 0 - je poste l&#39;eau de Javel) / (I 0 - fond) x 100, avec un fond = intensité mesurée dans le ROI sans lumière d&#39;excitation appliquée Le CI doit être inférieure à 10% (de préférence moins de 5%). </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier en compétition.

Microscopie seule molécule offre la possibilité unique d&#39;étudier le comportement des protéines au sein de leur environnement cellulaire natif. L&#39;imagerie moléculaire devient donc de plus en plus attrayant pour un large communauté scientifique, encore beaucoup de scientifiques de la vie encore détourner de l&#39;investissement initial dans la technologie et de l&#39;expertise. Le principal avantage résultant de l&#39;assemblage de son propre système d&#39;imagerie est qu&#39;il peut être facilement ajustée aux besoins spécifiques de chacun. Comme l&#39;a suggéré ici, un non-FRBR faisceau d&#39;excitation peut être facilement mis en œuvre dans plus d&#39;un chemin de lumière de la FRBR existante, si la photo-blanchiment rapide et défini (ou -Activation) de fluorophores et les ligands est souhaitée, par exemple lors de FRAP ou ligands expériences uncaging 14 . L&#39;introduction d&#39;un diviseur de faisceau d&#39;émission permet l&#39;enregistrement simultané d&#39;au moins deux et, dans certains cas jusqu&#39;à quatre canaux fluorescents. La liste des extensions est par essence limitée uniquement parsa propre imagination. Par exemple, la mise en oeuvre d&#39;une roue de filtre motorisée d&#39;émission dans la voie d&#39;émission permet une commutation rapide entre un maximum de dix chaînes fluorescents différents. En combinant deux roues à filtres d&#39;émission motorisés (équipés chacun de 10 fentes de filtrage) en série, jusqu&#39;à 18 canaux fluorescents pouvant être lu. Imagerie basée sur la FRBR-peut être complété par des mesures de mobilisation du calcium et des réflexions perturbatrices Microscopie (IRM) après intégration d&#39;un chemin de la lampe d&#39;excitation Xénon ou Mercury. IRM est la méthode de choix pour visualiser la mesure dans laquelle les cellules sont attachés à la surface du verre ou un SLB et peuvent donc fournir des informations critiques lors de l&#39;interprétation des données d&#39;imagerie à base de la FRBR. L&#39;établissement d&#39;un faisceau d&#39;excitation élargie à l&#39;aide d&#39;un miroir dichroïque et un laser simples supplémentaire de 405 nm permet la réalisation microscopie photoactivation de localisation (PALM) ou stochastique de reconstruction microscopie optique (STORM), à savoir deux superresolutméthodologies d&#39;ions avec une précision de positionnement inférieure à la limite de diffraction de la lumière visible 15,16. Cependant, le succès expérimental est non seulement une question de matériel approprié. Pour profiter pleinement de l&#39;imagerie basée FRBR-bruit réduit, les cellules doivent prendre contact pour une surface de façon à ne pas imposer des contraintes sur la surface de la cellule ou qui interfère avec la physiologie de leur membrane plasmique. SLBS fonctionnalisés avec des protéines appropriées pour l&#39;adhésion cellulaire dépassent bien adapté à cet effet, car tous les ligands SLB-embarqués sont latéralement mobile et ajuster leur position latérale dans la bicouche en réponse au récepteur dynamique de liaison et de ségrégation. Pour fabriquer SLBS de façon reproductible, il est préférable de commencer avec les VUS de haute pureté. Comme décrit ici, il est donc essentiel d&#39;éliminer les vésicules multilamellaires, qui sont également produits au cours de la sonication, en deux étapes d&#39;ultracentrifugation i que ceux-cinterfere avec la formation de SLBS contiguës comportant une grande fluidité. SLBS de forme de haute qualité que sur des surfaces verre propre. Une fois les lames de verre nettoyés doivent être utilisées immédiatement ou stockées dans le vide. Surtout, SLBS ne doivent jamais être exposés à l&#39;air car cela entraînerait leur rupture. SLB laver implique, comme le montre, le tampon de rinçage à l&#39;utilisation d&#39;une pipette sérologique, car cela est non seulement une procédure sauver, mais aussi de gagner du temps. Pendant la récolte et la purification des protéines résidentes SLB l&#39;utilisation de détergents devrait être évitée. En effet détergent permettra de réduire considérablement la mobilité de la protéine, même lorsqu&#39;il est présent en quantités infimes. Pour contourner la nécessité pour le détergent tous ensemble, l&#39;expression soluble de ligands tag équipée polyhistidine sécrétée est recommandé dans les cellules de mammifères ou d&#39;insectes. Si le repliement des corps d&#39;inclusion de E. coli est nécessaire, la prudence doit être appliqué pour éliminer les détergents efficacement des corps d&#39;inclusion avant leur chômage et de repliement. Un avantage majeur de l&#39;emploi SLBS résultats de leur nature modulaire et reconstitutive, ce qui permet spécifiquement à disséquer le rôle d&#39;une interaction récepteur-ligand donné pour l&#39;activation des cellules et l&#39;adhésion cellulaire. À cet égard, il est important de mentionner que DGS NTA-Ni devrait être présent à 10% dans le SLB afin d&#39;empêcher les protéines en compétition pour les sites de liaison NTA-NI. Quand on emploie SLBS hébergeant seulement 1% ou 2% DGS NTA-Ni, une réduction de l&#39;association des espèces de protéines de polyhistidine marqués donné peut être remarqué, en particulier en cas de co-incubation de quantités d&#39;une deuxième espèce de protéine de polyhistidine étiqueté croissante (non publié observation). Ce phénomène est pas observée lorsque l&#39;on travaille avec SLBS comportant 10% DGS NTA-Ni. Bien que nous ayons jamais observé la liaison non spécifique de toute protéine polyhistidine étiqueté testé pour SLBS contenant DGS NTA-Ni, cette possibilité devrait être testé lors de l&#39;introduction d&#39;une protéine pour la première fois,À cette fin, nous recommandons l&#39;utilisation de SLBS dépourvues de DGS NTA-Ni (la protéine ne devrait pas lier). Deuxièmement, lorsque vous utilisez un contenant SLB DGS NTA-Ni, la protéine doit se détacher complètement après le lavage du SLB avec du PBS contenant 300 mM d&#39;imidazole. Un autre avantage important d&#39;employer SLBS est que les interactions transitoires et les événements de signalisation peuvent être surveillées avec une meilleure résolution spatio-temporelle 17-19. Ceci est au moins en partie à cause d&#39;un processus de liaison en trois dimensions est essentiellement réduite à deux dimensions d&#39;imagerie, en particulier lors de l&#39;enregistrement en mode FRBR bruit atténué. L&#39;utilisation de SLBS est compatible avec la détection du signal de molécule unique, une condition préalable pour la microscopie de photo-activé localisation (PALM) ou stochastique microscopie de reconstruction optique (Storm), c.-à-microscopie superrésolution avec une résolution inférieure à la limite de diffraction 15,16. Ces modalités d&#39;imagerie spéciales permettent seule molécule Förster Resonance Energy Traexpériences nsfer conçus pour visualiser les interactions protéine-protéine individuelles dans un environnement synaptique 20. Cette approche est expliquée en détail dans une publication JoVE appelé 21 &quot;mesure de la liaison en utilisant un test basé sur la microscopie FRET-TCR-pMHC&quot;. Lors de l&#39;interprétation des expériences à base de SLB, il faut toujours garder à l&#39;esprit que toutes les propriétés d&#39;une membrane plasmique d&#39;une cellule vivante sont présentés par SLBS, et que quelques-unes des qualités manquantes pourrait affecter la physiologie sous enquête. Après tout, les protéines SLB-intégrés sont librement diffusent et non organisés en microdomaines membranaires comme la plupart de leurs homologues cellulaires sont 5,6,22. Feuilles de membrane de plasma immobilisée provenant de cellules adhérentes, qui conservent l&#39;architecture de la membrane plasmique de cellules vivantes dans une certaine mesure, ont été avec succès employée pour étudier l&#39;absorption d&#39;antigènes de membrane-embedded par les lymphocytes B 23. Toutefois, même une tellemembranes ne pas interagir avec un cytosquelette très dynamique et disposent d&#39;aucune marge de manœuvre car ils sont pris en charge par une surface de verre rigide. Compte tenu de ces divergences, il existe clairement un besoin pour SLBS ingénierie, qui offrent des moyens de compartimenter protéines dans un mode défini et qui sont pris en charge par des surfaces de flexibilité réglable ou par des surfaces qui changent leur rigidité en réponse à des impulsions lumineuses appliquées localement.

Comprendre les mécanismes par lesquels les protéines membranaires remplir leur fonction cellulaire peut souvent être une tâche difficile, parce que leurs modes d&#39;action sont souvent définis par des interactions de faible affinité, qui sont difficiles à détecter et à évaluer par des méthodes biochimiques classiques. Les protéines membranaires peuvent en outre être hautement enrichi dans des domaines membranaires spécifiques 5,6 ou former des structures d&#39;ordre supérieur dynamiques, qui peuvent modifier, en principe, leur activité biologique 7. Fluorescence de la molécule unique microscopie laser assistée non-invasive est ainsi devenue la méthode de choix pour étudier le comportement de la protéine dans des environnements cellulaires complexes. Ceci est vrai en particulier pour les processus biochimiques qui ont lieu à la membrane plasmique, car ceux-ci peuvent en principe être surveillés en mode bruit réduit réflexion interne totale (FRBR). Voici l&#39;illumination de l&#39;échantillon est restreint à une tranche jusqu&#39;à 200 nm-mince à proximité un verre surface, ce qui entraîne une perte importante en arrière-plan cellulaire et, en raison des caractéristiques de la lumière d&#39;excitation évanescente, également à une augmentation substantielle de l&#39;intensité du signal de fluorescence 8,9. Les deux aspects sont importants lorsque l&#39;objectif pour la résolution de position et temporelle dans la détection de la molécule unique. Planar SLBS ne sont pas seulement compatible avec la FRBR microscopie. Lorsque fonctionnalisé avec des ligands appropriés ils fournissent également un accès direct à l&#39;étude de la dynamique moléculaire de reconnaissance cellule-cellule comme ils se produisent dans les cellules immunitaires ou d&#39;autres cellules. Ils peuvent également être utilisés simplement pour positionner cellules mobiles et autrement non adhérentes suffisamment à proximité de la lame de verre de telle sorte que de telles cellules peuvent être imagés dans TIRF illumination, ce qui est hautement souhaitable lorsque des expériences de conduction comportant un suivi de la molécule unique ou simple hyper-résolution sur la base molécule. A cette fin, les protéines doivent être chargées sur une SLB hautement mobile. Un avantage inhérent de la li utilisé<html> PID sont qu&#39;il n&#39;y a pas de liaison non spécifique des protéines à tous. En outre, SLBS peuvent être considérés comme liquides à deux dimensions avec une capacité inhérente de se guérir; irrégularités dans le support de verre sont compensées jusqu&#39;à un certain degré. Un protocole étape par étape est prévu pour générer bicouches très mobiles chargés de protéines d&#39;intérêt. La formation de SLBS planes est décrite, qui contiennent 1-palmitoyl-2-oléoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (POPC) comme ingrédient principal (90-99%) et le lipide fonctionnalisé synthétique et de 1,2-dioleoyl- sn-glycéro-3 - {[N (5-amino-1-carboxypentyl) iminodiacétique acide] succinyl} nickel sel (DGS NTA-Ni) en faible abondance (1-10%). POPC une porte acide gras saturé et un acide gras mono-insaturé et forme des bicouches lipidiques de haute fluidité même à température ambiante. DGS NTA-Ni se lie avec son groupe de tête à la queue poly-histidine et sert de point d&#39;ancrage pour des protéines poly-histidine de choix (figure 1). &quot;&gt; Fait important, le matériel de microscopie doit inclure un certain nombre de périphériques qui sont décrits ci-dessous. Avec les informations fournies et quelques connaissances de base de l&#39;optique et la physique des lasers, tout biologiste devrait être en mesure de construire une installation unique d&#39;imagerie par molécule. Excitation échantillon devrait idéalement être réalisée sur un microscope inversé en mode de réflexion interne totale (FRBR) que ce régime réduit la lumière parasite et de fond excessif résultant autrement de cellulaire auto-fluorescence 9. Pour ce faire, un objectif de la FRBR capable spéciale (voir ci-dessous) et l&#39;illumination laser sont nécessaires. Certaines expériences auront besoin de temps d&#39;illumination dans la gamme de la milliseconde et exploité en succession rapide. Pour gagner du temps d&#39;éclairage ou pour éviter le blanchiment inutiles causés par l&#39;éclairage répétitive il est souvent utile de diviser la lumière émise en deux ou plusieurs canaux spectraux. Cela permet la lecture simultanée de deux ou plusieurs profils d&#39;émission, qui peuvent devenir un facteur important lorsque conducTing expériences impliquant le transfert d&#39;énergie par résonance Förster (FRET). Voici l&#39;émission résultant d&#39;une impulsion de lumière d&#39;excitation unique peut être enregistrée à la fois du donneur FRET et accepteur FRET (comme l&#39;émission sensibilisés). La caméra doit capturer suffisamment de photons avec suffisamment faible fond de visualiser fluorophores simples pendant le temps d&#39;éclairage. Logiciels devra être à la hauteur de synchroniser excitation fermeture et l&#39;acquisition de l&#39;image. Une vue d&#39;ensemble est donnée ci-dessous et à la figure 2: Objectif de la FRBR capable: Pour la FRBR éclairage axé sur les objectifs de l&#39;ouverture numérique (NA) de l&#39;objectif doit être égale ou supérieure à 1,4 en utilisant des lames de verre standard (n = 1.515) 9. Grossissement peut varier entre 60x à 150 fois. L&#39;objectif devrait être corrigé chromatiquement pour permettre confocalité lors de l&#39;imagerie des fluorophores différents. Lasers: Le nombre de disponibles laseoptions de R a considérablement augmenté au cours des dernières années. Modernes électroniquement modulables diodes lasers à onde continue sont rentables et peuvent être exploités avec une fréquence sans précédent et la vitesse. Plus coûteux lasers à ions de gaz à exceller dans la qualité de faisceau laser, mais nécessitent fermeture externe (voir ci-dessous) et souvent vaste (eau) de refroidissement. Excitation volets: modulateurs acousto-optique (AOM) permettent fermeture rapide en succession rapide 10. Pour la fermeture étanche de la combinaison d&#39;un AOM avec des volets mécaniques est recommandée. De cette façon, le chauffage étendue de l&#39;OMA dues à l&#39;exposition de lumière continue est évitée et la lumière fuite de l&#39;AOM dans la position d&#39;arrêt est annulé. Les lentilles sont utilisés pour élargir les faisceaux laser et de les concentrer sur le plan focal arrière de l&#39;objectif. De cette façon, la lumière d&#39;excitation laisse l&#39;objectif comme un faisceau parallèle (Figure 3), qui est nécessaire pour l&#39;illumination de la FRBRl&#39;échantillon. Le déplacement du point focal au sein du plan focal arrière du centre à la périphérie de l&#39;objectif va changer l&#39;angle sous lequel le faisceau quitte l&#39;objectif, mais pas l&#39;emplacement de la tache laser sur l&#39;échantillon (Figure 3), qui est une fonction de la géométrie globale du faisceau. Éclairage FRBR découle à un angle critique, qui peut être ajustée en utilisant un jeu de miroirs fonctionnant comme un périscope pour traduire le point focal du laser dans le plan focal de l&#39;objectif. Les lentilles doivent être corrigées chromatiquement et peuvent être utilisés dans un ensemble de deux ou trois lentilles. Un système à trois lentille se compose de deux lentilles qui agissent comme un télescope pour élargir le faisceau laser (et donc le point d&#39;illumination à l&#39;échantillon) et une troisième lentille pour focaliser le faisceau élargie dans le plan focal arrière de l&#39;objectif (Figure 4). Ces deux fonctions (télescope et mise au point) peuvent également être obtenus par une combinaison de deux lentilles seulement (voir Figure 4). &quot;jove_content&quot;&gt; Miroirs devrait être d&#39;au moins 95% de réflexion pour éviter la perte de la lumière laser. Pour chaque réglage du faisceau d&#39;un ensemble de deux miroirs est généralement appliqué comme tel arrangement est suffisante pour ajuster précisément quel angle et la position d&#39;un faisceau laser. Superpositions dichroïques reflètent et transmettent la lumière de différentes longueurs d&#39;onde spécifiées et sont utilisés pour superposer ou séparer les faisceaux de deux lasers. Polychroic filtres sont plus complexes que les filtres dichroïques et sont nécessaires pour refléter la lumière d&#39;excitation entrant et sortant de transmettre la lumière d&#39;émission de l&#39;échantillon. Ils sont placés dans le cube de filtre entre l&#39;objectif et la lentille de tube du microscope. Nettoyez les filtres: Selon le type d&#39;employé laser d laser nettoyer les filtres avec une bande passante de transmission étroite doit être placé dans le faisceau laser droite après avoir quitté le laser. Filtres Notchsont conçus pour absorber efficacement la lumière laser avec une bande passante étroite et transmettre toute autre lumière. Ils sont placés dans le chemin d&#39;émission pour filtrer toute lumière d&#39;excitation de laser parasite. Cependant, les filtres notch fonctionnent uniquement à 0 ° angle entrant. Si la largeur de bande du filtre Notch est très forte, les différents angles entrants ne soient pas reflétés plus. Blocage de la lumière laser laser collimaté est pas affectée, mais la lumière diffusée en retour pourrait ne pas être efficacement empêché d&#39;atteindre la caméra. Roues à filtres motorisés équipés de roues de filtres appropriés peuvent être facilement placés dans la voie d&#39;excitation et d&#39;émission et permettent une commutation simple entre les différentes intensités lumineuses (lorsqu&#39;il est équipé de filtres ND) ou canaux fluorescents (lorsqu&#39;il est placé devant une lampe à arc xénon ou mercure ratiométrique imagerie de calcium ou en face de la caméra pour sélectionner pour le fluorophore électroluminescente). 50:50 cube diviseur de faisceau cun être utilisés pour diviser les faisceaux laser en deux trajets de faisceaux d&#39;excitation séparés et aussi de les combiner en face du périscope. Diviseur de faisceau (trajet d&#39;émission): Pour l&#39;acquisition rapide d&#39;images sans avoir besoin de changements de filtres physiques, le faisceau d&#39;émission est divisée en un canal décalée vers le bleu et décalée vers le rouge. En principe, les diviseurs de faisceau peuvent être construits en utilisant un coin dichroïque ou un ensemble de miroirs et un miroir dichroïque pour séparer le faisceau d&#39;émission d&#39;une manière dépendant de la longueur d&#39;onde. Deux filtres d&#39;émission sont nécessaires pour nettoyer les canaux émis. Filtre spatial: filtrage spatial du faisceau d&#39;excitation est parfois nécessaire de retirer des rayons de lumière non parallèles émis par des faisceaux laser de faible qualité. Un filtre spatial est constitué d&#39;un télescope de deux lentille avec un petit trou placé exactement au point focal de deux lentilles. De cette façon, la lumière parasite résultant de parties non parallèles du faisceau laser devient efficacement bloqué. Such conditions doivent être remplies lors de l&#39;établissement microscopie basée sur la FRBR. Les augmentations de filtrage spatial avec de petits trous d&#39;épingle, qui sont plus difficiles à placer dans le point focal, et avec des focales plus petits de la première lentille. Pour réduire les effets causés par les aberrations d&#39;objectif, il est avantageux d&#39;utiliser à la place de lentilles simples de haute qualité et les objectifs de microscope corrigé à l&#39;infini avec un faible grossissement (10x ou 20x). Periscope: Une configuration périscope est nécessaire de traduire le faisceau laser focalisé dans le plan focal arrière de l&#39;objectif, une condition préalable pour l&#39;imagerie de la FRBR. Il peut être facilement construit à partir de deux miroirs deux pouces, une étape de translation pour ajuster le premier miroir et un poste de positionnement du deuxième miroir pour réfléchir le faisceau concentré élargi et d&#39;excitation dans le microscope (Figure 5). Appareil photo: rétro-éclairé Electron multipliant Charge Coupled Devices (EMCCD) sont couramment utilisés pourl&#39;enregistrement de signaux de molécules simples. Ceci est en raison de leur rendement quantique élevé (jusqu&#39;à 95%), vitesse d&#39;acquisition (jusqu&#39;à 30 MHz) et relativement faible bruit. Refroidissement à -80 ° C réduit le bruit thermique et est soutenu par un certain nombre de caméras EMCCD actuellement disponibles. Une limitation de la technologie EMCCD est que le bruit de la caméra augmente linéairement avec la fois le gain de la caméra et le signal étant capturée. Cela ne veut pas le cas avec les scientifiques CMOS (sCMOS) appareils photo, qui sont nettement moins coûteux et fonctionnent grâce à l&#39;architecture particulière de la puce sCMOS également beaucoup plus rapide que les caméras EMCCD. Toutefois, un problème associé à la technologie CMOS est que l&#39;acquisition d&#39;images n&#39;a pas toujours un certain degré d&#39;une lecture quantitative sur un niveau unique molécule, car chaque pixel possède une sensibilité de détection différent. En principe, ceci peut être compensé par pixel normalisation, mais cette procédure est loin d&#39;être triviaux 11. Voilà pourquoi nous hésitons encore à nouveauféliciter caméras sCMOS pour la microscopie de molécule unique, mais compte tenu de l&#39;évolution rapide de cette technologie, les caméras sCMOS pourraient bientôt devenir la caméra de choix. Lenteur caméras CCD à balayage caméras éviter le bruit et les pixel écart lié amplification tous ensemble et de soutenir les plus rapides des taux d&#39;acquisition si elles peuvent être utilisées dans un mode dit «cinétique». Dans ce mode, l&#39;ensemble de la puce de la caméra, sauf pour une région d&#39;intérêt (ROI) est masqué, ce qui permet d&#39;employer la puce elle-même comme un périphérique de stockage. Après le retour sur investissement est exposé pour la première fois, les charges résultant sont décalés dans la zone masquée de la ligne puce de pixel par ligne de pixels, où l&#39;image est protégée contre de futures exposition à la lumière. Une fois que le déplacement de toutes les lignes de la ROI dans la zone masquée est terminée (dans la plage inférieure à la milliseconde), elle-même la ROI est prêt pour la prochaine exposition. Ce cycle est répété jusqu&#39;à ce que toutes les lignes de pixels de la puce CCD sont facturés. La puce est ensuite lu lentement avec nettement Redubruit de lecture CED. Par exemple sur une puce de pixels 1000 x 1300, 20 ROI de 50x50 pixels peuvent être enregistrées en succession rapide. Parce que les images restent sur la puce pendant un temps considérable avant d&#39;être lu, il est essentiel de veiller à masquage de haute qualité et à refroidir la caméra (par exemple avec de l&#39;azote liquide) comme un moyen de réduire le bruit thermique excessive. Certaines caméras EMCCD prennent également en charge le mode cinétique. Logiciel: Calendrier des lasers, des volets, AOMS et exposition de l&#39;appareil ainsi que le stockage d&#39;image correcte font partie intégrante de toute expérience d&#39;imagerie succès. En principe, de nombreuses opérations définies peuvent être programmées avec des logiciels disponibles qui viennent avec la caméra. Progiciels commerciaux supportent un grand nombre de périphériques matériels, qui peuvent être mises en œuvre avec peu de savoir-faire technique. Générateur d&#39;impulsion, d&#39;acquisition de données (DAQ) conseil (avec canaux de sortie analogiques et numériques) et l&#39;oscilloscope: Un générateur d&#39;impulsions est unexcellent choix pour convertir des impulsions de déclenchement en impulsions de temps et de tension définie. De cette façon, les lasers peuvent être contrôlés précisément pour la puissance de sortie et au moment opportun de la milliseconde à la gamme inférieure à la milliseconde. Cartes DAQ avec sorties analogiques atteindre le même et sont facilement intégrés dans la carte mère de l&#39;ordinateur via les slots PCI. La durée d&#39;impulsion, amplitude et la fréquence sont vérifiées avec un oscilloscope. Boîtier de l&#39;ensemble du trajet du faisceau d&#39;excitation: Pour éviter des fluctuations dans le profil d&#39;excitation due à convections de l&#39;air tout le trajet du faisceau d&#39;excitation doit être joint à partir de son environnement de laboratoire. Cette mesure est particulièrement important lors de la conduite microscopie FRBR. Les composants optiques sont également protégés contre la poussière et l&#39;oeil humain à partir de l&#39;exposition de lumière laser. Boîtiers peuvent être facilement construire à partir de carton noir, qui peut être acheté dans les magasins de fournitures d&#39;arts. Pour déterminer la fluidité de la reprise SLB fluorescence après Photobleaching (FRAP) 12 mesures sont effectuées. Pour FRAP l&#39;existence de deux chemins de faisceau d&#39;excitation est conseillé (voir Figure 3). Le premier trajet de faisceau est conçu pour l&#39;image de la fluorescence de la bicouche. Cela peut être fait dans la configuration de la FRBR et avec une faible intensité lumineuse. Le second trajet de faisceau devrait permettre une impulsion de blanchiment courte mais intense et doit être configuré dans le mode non-TIRF, de sorte qu&#39;il quitte l&#39;objectif le long de l&#39;axe optique. Une ouverture ronde peut être placé dans le trajet du faisceau d&#39;excitation (voir la Figure 8) pour projeter un profil de blanchiment parfaitement rond avec des bords définis. Pour l&#39;image de cette ouverture sur le plan de l&#39;objet, sa position optimale serait dans le plan focal de l&#39;objectif 3 (voir Figure 3). Toutefois, en raison de la longue distance focale de cette lentille, une image d&#39;ouverture d&#39;une qualité suffisante peut également être générée, lorsque l&#39;ouverture est placée au niveau de positions décalées légèrement. Après avoir effectué til imagerie expérience, les données brutes doivent être analysés de manière appropriée. Plusieurs protocoles étape-par-étape sont offerts, qui couvrent le réglage des paramètres principaux (par exemple de puissance d&#39;éclairage et de temps, angle FRBR), l&#39;acquisition et l&#39;analyse des données.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#1.5 glass slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>631-0853</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250ml round bottom flask</td>
			<td>VWR</td>
			<td>201-1357</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50:50 beam splitter cubes</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>BS013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acousto-opitcal modulator C1205-2</td>
			<td>Isomet</td>
			<td>-</td>
			<td>only necessary if CW lasers, which cannot be modulated, are used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 555-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647-NHS</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>A-20006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>autoclave tape</td>
			<td>VWR</td>
			<td>489-1312</td>
			<td>or any other heat-stable sticky tabe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avanti Mini-Extruder</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>610000</td>
			<td>alternative to the bath sonicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bath sonicator QSONICA Q700</td>
			<td>QSONICA</td>
			<td>Q700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>beam splitter</td>
			<td>Cairn</td>
			<td>P280/210/MLS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B&#252;chi rotary evaporator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>531-0837</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon Ultra 897</td>
			<td>see manuscript text for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>concentarted hydrogenperoxide</td>
			<td>Roth</td>
			<td>9683.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>concentrated sulfuric acid</td>
			<td>Roth</td>
			<td>X944.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>epoxy glue</td>
			<td>Uhu</td>
			<td>45705</td>
			<td>Uhu plus sofortfest 2min</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filter wheel</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>Lambda 10-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabTek chambers</td>
			<td>VWR</td>
			<td>734-2062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>laser&#160;</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>-</td>
			<td>different variants (wavelengths 375 - 785 nm) are available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lens</td>
			<td>Thorlabs, Newport</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DGS NTA-Ni (lipid)</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>790404C</td>
			<td>already in Choroform-solved delivered version of the nicekl salt variant is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POPC (lipid)</td>
			<td>Avanti Lipids</td>
			<td>850457C</td>
			<td>already in Choroform-solved delivered version is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope Zeiss Axiovert 200</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mirrors</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>BB1-E02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical filters</td>
			<td>AHF, Chroma, Semrock</td>
			<td>-</td>
			<td>filter sets are available for many different combinations of dyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>oscilloscope</td>
			<td>BK Precision&#160;</td>
			<td>2120C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>14190-136</td>
			<td>degas before usage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>periscope</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>RS99/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>picodent twinsil 22</td>
			<td>Picodent</td>
			<td>13001000</td>
			<td>alternative to the epoxy glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>power meter Lasermate-Q</td>
			<td>Coherent</td>
			<td>-</td>
			<td>any powermeter sensitive in the used spectral range will do</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pulse generator</td>
			<td>Stanford Research Systems</td>
			<td>SRS DG535&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spatial filter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>KT310/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe filter 0.2&#181;m</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>GVWP04700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TIRF-capable apochromat objective 100x, NA 1.46</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>440782-9800-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trichloromethane/chloroform</td>
			<td>Roth</td>
			<td>3313.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubes forultracentrifugation polycarbonate 1.00 mm, 11 mm x 32 mm&#160;</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>45237</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall ultracentrifuge&#160;</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>RC M150GX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultracentrifuge rotor</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>S120-AT2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV spectrophotometer Nanodrop 2000c</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vacuum pump</td>
			<td>VWR</td>
			<td>181-0248</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single molecule fluorescence microscopy on planar supported bilayers

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background in optics and laser physics to a discipline that is now enjoying vivid attention by life-scientists of all venues 1. This is because single molecule imaging has the unique potential to reveal protein behavior in situ in living cells and uncover cellular organization with unprecedented resolution below the diffraction limit of visible light 2. Glass-supported planar lipid bilayers (SLBs) are a powerful tool to bring cells otherwise growing in suspension in close enough proximity to the glass slide so that they can be readily imaged in noise-reduced Total Internal Reflection illumination mode 3,4. They are very useful to study the protein dynamics in plasma membrane-associated events as diverse as cell-cell contact formation, endocytosis, exocytosis and immune recognition. Simple procedures are presented how to generate highly mobile protein-functionalized SLBs in a reproducible manner, how to determine protein mobility within and how to measure protein densities with the use of single molecule detection. It is shown how to construct a cost-efficient single molecule microscopy system with TIRF illumination capabilities and how to operate it in the experiment.

L&#39;architecture du système de microscopie à fluorescence molécule unique est décrit en détail sur la figure 2. Éléments individuels tels que des composants optiques et autres composants matériels sont décrits dans l&#39;introduction. Les chemins de faisceau d&#39;excitation optiques, qui donnent lieu à une manière définie à la FRBR et non FRBR-éclairage, sont présentés et expliqués dans les figures 3 à 5. Notez l&#39;emplacement du répartiteur 50:50 faisceau devant le premier miroir de périscope positionné sur un étage de translation micrométrique (figure 5). Ce séparateur de faisceau se superpose le faisceau TIRF utilisés pour l&#39;imagerie (indiqué en vert) et le faisceau non TIRF (indiqué en rouge) utilisée pour le blanchiment ou l&#39;activation locale de l&#39;ouverture définie par l&#39;échantillon de lumière à médiation (comme indiqué sur la figure 3). Les chemins combinés légers (Figure 5, indiquées en orange) sont reflétées par le second miroir de périscope dans le port arrière du MICR inverséoscope. Comme cela est expliqué dans la Figure 4 et présenté sur la figure 2, la mise en place de deux ou trois lentilles convexes élargit les profils de faisceau laser et focalise les faisceaux laser sur le plan focal arrière de l&#39;objectif de donner naissance à deux faisceaux collimatés éclairer l&#39;échantillon dans TIRF et , respectivement, en non-FRBR. Un exemple de valeurs d&#39;intensité mesurées nécessaires pour le calcul de la densité de puissance sur l&#39;échantillon est représentée sur la Figure 6. Le signal d&#39;arrière-plan moyenne à être déduit des intensités mesurées dans la zone éclairée et central (utilisé pour l&#39;imagerie), est déterminée dans une région à l&#39;intérieur de la champ de vision, qui ne sont pas éclairé par le faisceau laser (ici 7089 des chiffres). Les intensités de fond corrigée moyenne des illuminés (1684) et les chiffres de la zone centrale (4830) des chiffres sont ensuite multipliés par les tailles de région correspondant à donner lieu à des intensités intégrées (1.47110 x 8 chiffres pour la zone éclairée et 3.424 x 10 7 chiffres pour la zone centrale). Le rapport des intensités intégrées dans les régions centrales et illuminés donne la fraction de la puissance globale éclairer la zone centrale (0,23 ou 23%). Comme le montre le film, la puissance globale doit être déterminé à l&#39;objectif avec l&#39;utilisation d&#39;un compteur d&#39;énergie en mode d&#39;éclairage non-FRBR. Dans notre exemple elle est ajustée à 5 mW, ce qui donne lieu à une puissance de 5 mW x 0,23 = 1,15 mW à l&#39;intérieur de la zone centrale. Depuis 41.5 pixels quantité dans notre exemple à 1 pm 2, la zone centrale a une taille de 7089 pixels /41.5 pixels x 2 = 170,8 pm pm 2. Divisant la puissance de la lumière éclairant la zone centrale (1,15 mW) par ce domaine (170,8 um 2) donne une puissance moyennela densité de 0,7 kW / cm 2 dans la zone centrale. Figure 7 présente des images et des résultats d&#39;intensité correspondantes de fluorophores simples acquises en succession rapide (100 images par seconde, soit avec un laps de temps de 10 ms). Pour la quantification de l&#39;intensité moyenne du signal d&#39;une zone rectangulaire de sept par sept (= 49), qui couvre pixels du signal de fluorescence, est déterminée. En outre, le signal de moyenne de l&#39;arrière-plan est déterminée à l&#39;intérieur d&#39;une zone rectangulaire de sept par sept pixels situés à proximité du signal de la molécule unique. Le signal de fond moyen corrigé est multiplié par le nombre de pixels dans la région (= 49) pour donner lieu à une molécule signal unique (indiqué en gras). Une expérience FRAP représentant conçu pour évaluer la mobilité des protéines marquées par fluorescence SLB-associés est représenté dans la figure 8. Remarque sur la figure 8A l&#39;repetitive utilisation d&#39;une faible intensité faisceau d&#39;imagerie élargi et l&#39;utilisation unique d&#39;une seconde plus étroite et l&#39;ouverture définie faisceau de haute intensité pour l&#39;ablation de fluorochrome rapide en deuxième point de temps zéro. Fond soustrait intensités moyennes dans le cercle jaune, qui a été normalisée par la valeur d&#39;intensité initiale moyenne avant l&#39;impulsion de blanchiment, sont tracées sur la figure 8B contre le temps pour enregistrer la vitesse et l&#39;ampleur de la fluorescence a récupéré. Comme le montre, plus de 90% (indiqué par la ligne verte) de l&#39;intensité de bicouche initiale a récupéré dans les 75 secondes suivant l&#39;ablation fluorochrome. En conséquence, moins de 10% des protéines noyées dans la SLB indiqués sont immobiles. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig1.jpg" /> Figure 1. Plan schématique d&#39;un système SLB. (A) sont constitués de SLBS POPC (90-99%) et le lipide synthétique DGS N-NTAi (1-10%). Ils se forment spontanément lorsque les surfaces de verre propres sont chargés de VUS comprenant des lipides correspondant. (B) Une fois formés, ces SLBS peuvent être facilement décorées avec des protéines solubles étendues soit avec un C- ou une étiquette N-terminale contenant douze histidines (12H, pour Exemple Les molécules de co-stimulation B7-1 et la molécule d&#39;adhésion dimères de ICAM-1) ou de protéines étendus avec deux étiquettes contenant six histidines chaque (2x6H, par exemple un dimère αβMHC classe II). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig2.jpg" /> Figure 2. Vue d&#39;ensemble des chemins d&#39;excitation et de faisceau d&#39;émission. Lasers à ions de gaz (par exemple Ar + ou Kr +) peut être actionné pour fermeture rapide avec l&#39;utilisation de mo optique acousto<html> dulators. Lasers diodes sont aujourd&#39;hui disponibles dans de nombreuses longueurs d&#39;onde et représentent une excellente alternative, car ils peuvent être modulés par voie électronique dans la microseconde-rage. Notez que les faisceaux laser peuvent être facilement ajustées par deux miroirs (dichroïques) et divisé et combiné avec l&#39;utilisation de simples diviseurs de faisceau pour donner naissance à deux ou plusieurs trajets de faisceau. Dans cet exemple, un faisceau d&#39;imagerie de la FRBR (pour surveiller les événements) et un faisceau d&#39;eau de Javel (soit à des fluorophores de blanchiment ou photo-activer molécules en cage dans une manière d&#39;ouverture défini) sont utilisés. Les deux chemins d&#39;excitation peuvent être actionnés indépendamment l&#39;un de l&#39;autre grâce à l&#39;utilisation de volets supplémentaires. Le périscope permet de traduire les faisceaux laser focalisés dans le plan focal arrière de l&#39;objectif de générer un éclairage FRBR de l&#39;échantillon. L&#39;image de fluorescence peut être divisée spectralement à l&#39;aide d&#39;un diviseur de faisceau d&#39;émission avant l&#39;acquisition à l&#39;aide d&#39;une caméra ultra-sensible (par exemple, EM-CCD ou une caméra CMOS scientifique)..com / files / ftp_upload / 53158 / 53158fig2large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig3.jpg" /> Figure 3. Réglage de l&#39;éclairage de la FRBR en traduisant le faisceau focalisé dans le plan focal arrière de l&#39;objectif. Comme le montre le point de focalisation du faisceau laser est déplacé dans le plan focal arrière de l&#39;objectif du centre vers la périphérie par la translocation de la poutre (en utilisant un miroir agencement de périscope). En conséquence, un faisceau parallèle dans l&#39;objectif laisse un éclairage incliné jusqu&#39;à un angle critique est atteinte au cours de laquelle se produit une réflexion interne totale. Le champ évanescent est généré à l&#39;interface verre-média où la réflexion totale se produit. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette fi</a><html> figure. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig4.jpg" /> Figure 4. systèmes optiques simples pour focaliser le faisceau laser dans le plan focal arrière de l&#39;objectif. Soit trois ou deux lentilles sont nécessaires pour élargir le faisceau laser et de se concentrer sur le plan focal arrière de l&#39;objectif de la FRBR. Deux systèmes de lentilles contiennent moins d&#39;erreurs de lentilles associées que des systèmes à trois lentilles et peut-être mieux adapté pour générer le faisceau d&#39;imagerie de la FRBR. Trois lentilles pourraient être préférable lorsque l&#39;on vise pour l&#39;élargissement du faisceau défini et un spot d&#39;éclairage avec des arêtes vives, comme cela serait nécessaire pour les études utilisant la photo-activation ou -bleaching. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig4large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> /53158fig5.jpg &quot;/&gt; Figure 5. annoté photographie de la trajectoire du faisceau à l&#39;arrière du microscope à fluorescence. Comme cela est déjà indiqué dans la figure 2 une canne mettre en oeuvre facilement deux faisceaux d&#39;excitation, l&#39;un à TIRF (indiqué en vert), l&#39;autre en mode non TIRF (indiqué en rouge). Ceux-ci deviennent superposées à l&#39;aide d&#39;un diviseur de faisceau 50/50 (BS). Lentilles convexes (L1 et L2) sont positionnés dans les poutres respectives pour les focaliser sur le plan focal arrière de l&#39;objectif (non représenté). Un périscope constitué de deux miroirs (M1 et M2) guide les deux faisceaux à travers l&#39;orifice d&#39;entrée dans le microscope. Le premier miroir (M1) peut être déplacé à l&#39;aide d&#39;un étage de translation (TS) (en tournant une vis micrométrique comme indiqué) pour déplacer une de faisceaux en position TIRF. Une fois la FRBR a été établi, le second faisceau (utilisé pour la photo-blanchiment ou -Activation, indiquée ici en rouge) peut être réglé indépendamment de la poutre de la FRBR à quitter le but dans la non-FRBRMode. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig5large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig6.jpg" /> Figure 6. Mesure de la puissance dans la zone centrale de la tache d&#39;éclairage. Comme il est indiqué choisi régions appropriées d&#39;intérêt, qui reflètent fond, l&#39;ensemble de la zone éclairée (IA) et la zone centrale (CA), où les événements seront ensuite enregistrées. Soustraire les valeurs de fond de ceux enregistrés pour IA et CA et intégrer les intensités en multipliant intensités moyennes corrigées avec le nombre de pixels présents dans chaque zone (= des intensités intégrées). Diviser l&#39;intensité intégrée de CA par celle de IA pour arriver à la proportion de la puissance du faisceau d&#39;éclairage du CA (dans cet exemple: 23%). Déterminer la puissance de la lumière d&#39;éclairage le CA en multipliant la puissance du faisceau global (ici: 5 mW) avec la proportion éclairant le CA (ici: 0,23). Pour déterminer la taille de la zone centrale de multiplier la zone (ici: 7089 pixels) avec un facteur pixel à zone conversion de taille (ici: 1 / 41,5 um 2 pixel -1). Pour arriver à la densité de puissance moyenne de l&#39;excitation lumineuse éclairant le CA, diviser la puissance (ici: 1,15 mW) par la taille de la Californie. (Ici: 170,8 um 2) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig6large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig7.jpg" /> Figure 7. La quantification des signaux de molécules uniques. (A) Cours Temps de fluorophores simples sur une SLB. Une région de taille 7 x 7 pixels d&#39;intérêt (ROI, jaune) est placé autour du signal pour la quantification. Arrière-plan est déterminée à partir de l&#39;un 7 x 7 pixels voisinsROI (vert). (B) quantifiée intensités moyennes de pixels sont répertoriées. Pour déterminer le signal de la molécule unique, des valeurs de fond (ROI vert) sont soustraites des valeurs de signal (ROI jaune) et multipliées par 49. (C) seule molécule intensités d&#39;un fluorophore sont en fonction du temps. Notez que le ms point de temps 90 est omis que le fluorophore est dans le processus de blanchiment. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig7large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/53158/53158fig8.jpg" /> Figure 8. Récupération de fluorescence après photoblanchiment (FRAP) analyse pour déterminer l&#39;intégrité du SLB. (A) FRAP a été effectuée sur une double couche de transport IEk / CMC-Alexa Fluor 647. Chaque image 10 de l&#39;expérience est représenté. (B) FRAP quantification de l&#39;expérience représentée sur (A). Les valeurs indiquent la moyenne des intensités (I) à l&#39;intérieur de la ROI jaune représenté en (A) divisé par l&#39;intensité initiale (I o) avant le blanchiment. Points de données rouges sont affichés dans (A), la ligne verte représente 0,9 récupération des intensités originales. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53158/53158fig8large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

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Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers

Preparation of protein-functionalized planar glass-supported lipid bilayers, determination of protein mobility within and measurement of protein densities is shown here. A roadmap to building a noise-reduced Total Internal Reflection microscope is outlined, which allows visualizing single bilayer-resident fluorochromes with high spatiotemporal resolution.

Bilayers seule molécule microscopie à fluorescence sur Planar pris en charge

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background ...

single-molecule-fluorescence-microscopy-on-planar-supported-bilayers

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.8K vues.  Vienna University of Technology. Preparation of protein-functionalized planar glass-supported lipid bilayers, determination of protein mobility within and measurement of protein densities is shown here. A roadmap to building a noise-reduced Total Internal Reflection microscope is outlined, which allows visualizing single bilayer-resident fluorochromes with high spatiotemporal resolution. 

Vidéo: Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers

Multiplexed Single-molecule Force Proteolysis Measurements Using Magnetic Tweezers

The generation and detection of mechanical forces is a ubiquitous aspect of cell physiology, with direct relevance to cancer metastasis1, atherogenesis2 and wound healing3. In each of these examples, cells both exert force on their surroundings and simultaneously enzymatically remodel the extracellular matrix (ECM). The effect of forces on ECM has thus become an area of considerable interest due to its likely biological and medical importance4-7.
	Single molecule techniques such as optical trapping8, atomic force microscopy9, and magnetic tweezers10,11 allow researchers to probe the function of enzymes at a molecular level by exerting forces on individual proteins. Of these techniques, magnetic tweezers (MT) are notable for their low cost and high throughput. MT exert forces in the range of ~1-100 pN and can provide millisecond temporal resolution, qualities that are well matched to the study of enzyme mechanism at the single-molecule level12. Here we report a highly parallelizable MT assay to study the effect of force on the proteolysis of single protein molecules. We present the specific example of the proteolysis of a trimeric collagen peptide by matrix metalloproteinase 1 (MMP-1); however, this assay can be easily adapted to study other substrates and proteases.

In this article we describe the use of magnetic tweezers to study the effect of force on enzymatic proteolysis at the single molecule level in a highly parallelizable manner.

Multiplexée unique molécule mesures Protéolyse forcer l&#39;utilisation de pinces magnétiques

The  generation and detection of mechanical forces is a ubiquitous aspect of cell physiology,  with direct relevance to cancer metastasis1, atherogenesis2 ...

Recherche

Bio-ingénierie

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

Haute résolution spatio-temporelle d&#39;analyse de la dynamique des récepteurs par simple molécule microscopie de fluorescence

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

Suivi 3D orbital dans un microscope à deux photons à jour: Une application au suivi des vésicules intracellulaires

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

De Fluorescence Imaging rapide à moléculaire loi Diffusion sur les membranes cellulaires en direct dans un microscope commercial

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction with other compounds, such as drugs or peptides. However SLB characteristics differ depending on the support used. 
Commonly used techniques for SLB imaging and measurements are single molecule fluorescence microscopy, FCS and atomic force microscopy (AFM). Because most optical imaging studies are carried out on a glass support, while AFM requires an extremely flat surface (generally mica), results from these techniques cannot be compared directly, since the charge and smoothness properties of these materials strongly influence diffusion. Unfortunately, the high level of manual dexterity required for the cutting and gluing thin slices of mica to the glass slide presents a hurdle to routine use of mica for SLB preparation. Although this would be the method of choice, such prepared mica surfaces often end up being uneven (wavy) and difficult to image, especially with small working distance, high numerical aperture lenses. Here we present a simple and reproducible method for preparing thin, flat mica surfaces for lipid vesicle deposition and SLB preparation. Additionally, our custom made chamber requires only very small volumes of vesicles for SLB formation. The overall procedure results in the efficient, simple and inexpensive production of high quality lipid bilayer surfaces that are directly comparable to those used in AFM studies.

We present a method of preparing mica supported lipid bilayers for high resolution microscopy. Mica is transparent and flat on an atomic scale, but rarely used in imaging because of handling difficulties; our preparation results in even deposition of the mica sheet, and reduces the material used in bilayer preparation.

Préparation de Mica charge bicouches lipidiques pour haute résolution microscopie optique d&#39;imagerie

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

Microscopie à force atomique imagerie et spectroscopie de force de bicouches lipidiques supportées

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

Fluorescence Biomembrane Force Probe: Concurrent Quantitation of Receptor-ligand Kinetics and Binding-induced Intracellular Signaling on a Single Cell

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions are likely affected by the mechanical environment in which binding and signaling take place. A recent study demonstrated that mechanical force can regulate antigen recognition by and triggering of the T-cell receptor (TCR). This was made possible by a new technology we developed and termed fluorescence biomembrane force probe (fBFP), which combines single-molecule force spectroscopy with fluorescence microscopy. Using an ultra-soft human red blood cell as the sensitive force sensor, a high-speed camera and real-time imaging tracking techniques, the fBFP is of ~1 pN (10-12 N), ~3 nm and ~0.5 msec in force, spatial and temporal resolution. With the fBFP, one can precisely measure single receptor-ligand binding kinetics under force regulation and simultaneously image binding-triggered intracellular calcium signaling on a single live cell. This new technology can be used to study other membrane receptor-ligand interaction and signaling in other cells under mechanical regulation.

We describe a technique for concurrently measuring force-regulated single receptor-ligand binding kinetics and real-time imaging of calcium signaling in a single T lymphocyte.

Fluorescence Biomembrane la Force Probe: quantification simultanée de Kinetics récepteur-ligand et induits Reliure-signalisation intracellulaire sur une cellule unique

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions ...

Label-free Single Molecule Detection Using Microtoroid Optical Resonators

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental studies on the behavior of molecules. Single molecule detection techniques commonly utilize labels such as fluorescent tags or quantum dots, however, labels are not always available, increase cost and complexity, and can perturb the events being studied. Optical resonators have emerged as a promising means to detect single molecules without the use of labels. Currently the smallest particle detected by a non-plasmonically-enhanced bare optical resonator system in solution is a 25 nm polystyrene sphere1. We have developed a technique known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that can surpass this limit and achieve label-free single molecule detection in aqueous solution2. As signal strength scales with particle volume, our work represents a &#62; 100x improvement in the signal to noise ratio (SNR) over the current state of the art. Here the procedures behind FLOWER are presented in an effort to increase its usage in the field.

We have developed a label-free biosensing system based on optical resonator technology known as Frequency Locking Optical Whispering Evanescent Resonator (FLOWER) that is capable of detecting single molecules in solution. Here the procedures behind this work are described and presented.

Simple détection de molécule libre Label-Utilisation Microtoroid optiques résonateurs

Detecting small concentrations of molecules down to the single molecule limit has impact on areas such as early detection of disease, and fundamental ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to visualize these highly dynamic events, two complementary light microscopy techniques that allow fast imaging of live samples were combined: spinning disk microscopy (SD) for fast and high-resolution volume recording and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy for precise localization and visualization of the plasma membrane. A comprehensive and complete imaging protocol will be shown for guiding through sample preparation, microscope calibration, image formation and acquisition, resulting in multi-color SD-TIRF live imaging series with high spatio-temporal resolution. All necessary image post-processing steps to generate multi-dimensional live imaging datasets, i.e. registration and combination of the individual channels, are provided in a self-written macro for the open source software ImageJ. The imaging of fluorescent proteins during initiation and maturation of adhesion complexes, as well as the formation of the actin cytoskeletal network, was used as a proof of principle for this novel approach. The combination of high resolution 3D microscopy and TIRF provided a detailed description of these complex processes within the cellular environment and, at the same time, precise localization of the membrane-associated molecules detected with a high signal-to-background ratio.

An advanced microscope that permit fast and high-resolution imaging of both, the isolated plasma membrane and the surrounding intracellular volume, will be presented. The integration of spinning disk and total internal reflection fluorescence microscopy in one setup allows live imaging experiments at high acquisition rates up to 3.5 s per image stack.

Visualiser la Formation d’adhérences dans les cellules par le biais de pointe tourne disque-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

A Quantitative Fluorescence Microscopy-based Single Liposome Assay for Detecting the Compositional Inhomogeneity Between Individual Liposomes

Most research employing liposomes as membrane model systems or drug delivery carriers relies on bulk read-out techniques and thus intrinsically assumes all liposomes of the ensemble to be identical. However, new experimental platforms able to observe liposomes at the single-particle level have made it possible to perform highly sophisticated and quantitative studies on protein-membrane interactions or drug carrier properties on individual liposomes, thus avoiding errors from ensemble averaging. Here we present a protocol for preparing, detecting, and analyzing single liposomes using a fluorescence-based microscopy assay, facilitating such single-particle measurements. The setup allows for imaging individual liposomes in a massive parallel manner and is employed to reveal intra-sample size and compositional inhomogeneities. Additionally, the protocol describes the advantages of studying liposomes at the single liposome level, the limitations of the assay, and the important features to be considered when modifying it to study other research questions.

This protocol describes the fabrication of liposomes and how these can be immobilized on a surface and imaged individually in a massive parallel manner using fluorescence microscopy. This allows for the quantification of the size and compositional inhomogeneity between single liposomes of the population.

Most research employing liposomes as membrane model systems or drug delivery carriers relies on bulk read-out techniques and thus intrinsically assumes ...