Nous remercions Jos Burgert pour aider avec certains des chiffres. Nous sommes reconnaissants à Ingo Selbach (et le groupe &quot;Edelkrebsprojekt NRW») pour ses efforts pour fournir le laboratoire avec des animaux de laboratoire. Nous remercions Anna C. Schneider pour la relecture premières versions du manuscrit. Cette recherche a été financée par une subvention SM Emmy Noether DFG 206 / 3-1 et une subvention de démarrage de l&#39;Université de Cologne pour professeures.

Cette procédure de dissection est en conformité avec la directive Communautés européennes du 22 e Conseil Septembre 2010 (2010/63 / UE). 1. Préparation <ol><li> Obtenir écrevisses, Pacifastacus leniusculus (Dana), des deux sexes ≥8 cm en taille. Veiller à ce que les animaux sont vitales et les membres de l&#39;abdomen et de l&#39;abdomen sont intacts. </li><li> Prenez soin d&#39;inspecter la carapace et que cette cuticule est dur et rigide. Avant et animaux de postmue ont une carapace molle et ne sont pas adaptés pour les expériences parce que pendant le processus de mue de nombreux paramètres changent (par exemple, diminution de l&#39;activité locomotrice). </li><li> Assemblez tous les outils et les matériaux utilisés lors de la dissection, épinglage et dégainage de la corde nerveuse montre la figure 2 et figurant dans les suppléments fournis. </li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> Figure 2: <sTrong&gt; Matériaux et outils utilisés pour la dissection, épinglage et dégainage de la corde nerveuse. (1) grand seau rempli de glace; (2) une solution saline écrevisses; (3) distributeur de solution saline; (4) microscope de dissection; (5) plat de dissection; (6) de forts ciseaux; (7) forceps (8) ciseaux à ressort; (9) boîte de Pétri bordée de Sylgard clair; (10) broches de fixation; (11) source de lampe froide. 2. Dissection brut <ol><li> Anesthésier animaux sur la glace pendant 15 à 20 min. Effectuer la première partie de la dissection brut sur un banc près de l&#39;évier de laboratoire car il comprend une étape d&#39;exsanguination et l&#39;échantillon doit être rincé régulièrement avec une solution saline écrevisses pendant la procédure. </li><li> Tenez face ventrale animaux et utiliser des ciseaux pour couper les deux fortes griffes à leurs bases près du thorax (Figure 3-1). Retirer uropode gauche et à droite (figure 3-2). </li><li> Placez la face ventrale de l&#39;animal dans le plat de dissection Sylgard bordée de noir. Elevate céphalothorax en insérant de glace sous l&#39;abdomen et l&#39;épingler au telson (figure 4A). </li><li> Remplissez le distributeur de solution saline avec ~ 60 ml refroidi écrevisses saline. Perfuser écrevisses avec une solution saline froide à travers l&#39;ouverture de griffe (figure 4B). L&#39;excès de solution saline se écouler à travers les coupes à uropodes. Couvrir avec de la glace pendant écrevisses exsanguination </li><li> Décapiter l&#39;animal avec une seule coupe transversale à juste derrière les yeux de l&#39;animal à l&#39;aide de ciseaux forts (figure 5A). Retirez toutes les jambes qui marchent près des articulations de base comme indiqué sur la figure 5B. </li><li> Isoler l&#39;abdomen avec les derniers segments thoraciques en provenance du reste du céphalothorax. Faire une première découpe au niveau des seconds bras de marche (segment thoracique 3) par l&#39;insertion, la pointe des ciseaux dans l&#39;ouverture de la deuxième branche de marche et de coupe vers le côté opposé. (Figure 6A-1). </li><li> Étendre cette première coupe des deux côtés par til céphalothorax (figure 6A-2). </li><li> Retournez l&#39;animal ouverte pour faire partie des organes internes visible. Poussez la glande digestive importante (figure 6B-3) à la partie antérieure de l&#39;échantillon et utiliser une pince pour retirer les organes reproducteurs de la cavité abdominale. </li><li> Retirer la partie antérieure du céphalothorax (Figure 6C). Utilisation coupes latérales pour éliminer les parties latérales de la carapace, qui couvrent les branchies, des deux côtés du thorax restant (figure 6D-4). Retirez les branchies et rincer l&#39;échantillon avec une solution saline froide. </li><li> Poursuivre la dissection avec une coupe à travers toute la longueur de la plaque sternale, comme indiqué sur la figure 6E-5. Faire de cette coupe à positions latérales maximales entre pleuron et natatoires (Figure 6E marquages ​​rouges). Passez de l&#39;autre côté avec une même coupe. Rincer l&#39;échantillon avec une solution saline froide. </li><li> Effectuer la dissection restant sous une dissection microscope. Placez la face ventrale de l&#39;abdomen de l&#39;écrevisse dans le plat de dissection Sylgard bordée de noir et rempli de solution saline écrevisses de sorte qu&#39;il couvre l&#39;échantillon. REMARQUE: Les étapes (02/12 au 04/08) suivantes contiennent des instructions directionnelles qui se appliquent aux expérimentateurs droitiers. Dans les étapes suivantes (02/12 au 06/08), il est important de remplacer écrevisses solution saline à des intervalles réguliers, tous les 20 à 30 min avec une solution saline froide, pour maintenir la santé du système nerveux. </li><li> Fixer l&#39;éprouvette avec des épingles insectes arrière au telson et en avant les restes de la carapace. Placer l&#39;échantillon de manière que les points de Telson vers la gauche et est parallèle au bord de la table. </li><li> Utilisez une pince grossières dans la main gauche pour saisir à travers une ouverture de jambe de marche (figure 7A) et tirez le spécimen ouverte (Figure 7B flèche blanche). Identifier les grandes dorsales deux brins fléchisseur musculaires (Figure 7B-1 et C-1) et réduire leur ventralebase comme indiqué sur la figure 7B. </li><li> Identifier l&#39;artère sternale (Figure 7C-2), qui descend de dorsale (le cœur) pour ventrale, à la 4 e segment thoracique. Cette artère se trouve juste au-dessus du cordon nerveux (Figure 7C-3), avant qu&#39;il projette dans le cordon nerveux, formant l&#39;artère ventrale. </li><li> Transect l&#39;artère sternale. Comme le montre la figure 7C, soulever l&#39;artère abord, en utilisant une lame des ciseaux, couper et seulement lorsque le cordon nerveux ventral situé est visible. </li><li> Fixer les muscles fléchisseurs dorsale en avant (vers la droite). Cela devrait être fait en position maximale étiré avec des épingles pour ne pas bloquer la vision et le spécimen reste tendue. Lorsque les brins dorsale musculaires sont fixes (figure 8-1), la première ganglions abdominaux, A1 et A2, avec les nerfs associés N1, N2, N3 et sont visibles (figure 8). </li><li> Utilisez une pince dans la main gauche pour saisir la specImen à une ouverture des jambes de marche. Tout au long de la dissection suivant les étapes tirez doucement pour garder les échantillons ouverte. </li><li> Transect les nerfs N3 à la position la plus éloignée du cordon nerveux. (Figure 8-3). </li><li> Couper les muscles fléchisseurs proches de la apodeme ventrale comme le montre la Figure 8-4. Prenez soin de ne pas endommager le cordon d&#39;nerf ou les nerfs N2. </li><li> Répétez les étapes 2,18 et 2,19 pour la N3 nerfs et les muscles fléchisseurs des ganglions abdominale reste A2 à A5. </li><li> Lors de la dernière ganglion abdominal, A6, couper les muscles fléchisseurs dorsale de la apodeme ventrale et l&#39;échantillon devrait ressembler comme le montre la figure 9. </li><li> Coupez la plaque postérieure du sternum aux nerfs de A6 (figure 9-1) et de garder la partie ventrale (figure 9-2). Jeter la partie dorsale avec des muscles fléchisseurs (Figure 9-3). Fixer la plaque sternale avant avec broches à travers les ouvertures des jambes de marche,et en arrière à A6. </li></ol> 3. dissection fine <ol><li> Placer l&#39;échantillon sous le microscope à la partie antérieure et dirigée à l&#39;opposé de la partie postérieure vers le bord de la table. </li><li> Utilisez une pince comme le montre la figure 10A pour retirer les pièces les plus antérieures du Sterna céphalothoracique. NOTE: Le ganglions thoraciques et des nerfs associés sont en partie couverts par la musculature de la jambe et Sterna céphalothoracique. Le sterna céphalothoracique former un squelette qui sépare les cavités situées latéralement des pattes de marche de l&#39;autre et de la cavité interne dans laquelle le cordon nerveux ventral réside. </li><li> Couper les muscles entre les structures restantes exosquelette comme indiqué sur la Figure 10B -1 et B2. Utilisez une pince pour saisir et soulever l&#39;extrémité antérieure de la chaîne nerveuse ventrale (figure 10C). REMARQUE: Le cordon de nerf peut être endommagé dans le processus afin d&#39;éviter ramasser le NERVe cordon à plusieurs reprises. </li><li> Couper les nerfs thoraciques latéralement tout en soulevant le cordon nerveux (Figure 10C-3). Gardez ces nerfs à longueur appropriée pour épingler. Retirer la partie pressé de la chaîne de ganglions, qui a été repris avec une pince, en coupant tous les antérieure de tissu à T4 (Figure 10C-4). </li><li> Placer l&#39;échantillon avec la partie antérieure vers la gauche et se concentrer sur A1. Couper le nerfs N1 et N2 de A1 à une longueur appropriée (max. 1 cm) pour les épingler sur. </li><li> Focus sur A2 et identifier les nerfs N1, N2, N3 et de ce segment (figure 11). Les nerfs des ganglions abdominaux N1 A2-A5 résident entre deux replis cuticulaires sternale dans chaque segment (Figure 11A-1) et sont couverts par la musculature. Faire une coupe le long de la cuticule sternale invagination postérieure. Commencer à la bordure latérale de l&#39;abdomen et continuer en direction de la ligne médiane comme représenté sur la Figure 11A. </li><li> Si la N1 cible est encore Coverouge avec des tissus comme le montre la figure 11B (flèche rouge), couper à travers le faisceau musculaire, mais cette fois en avant de deux replis cuticulaires sternum et le nerf N1 (Figure 11B-2). </li><li> Couper nerf N1 distale que possible (Figure 11C-3). Nerve N1 est entièrement visible et la branche antérieure et postérieure peut être identifié (Figure 11C). </li><li> Procéder au nerf controlatéral N1 et couper d&#39;abord les muscles le long de la cuticule sternale invagination postérieure, à partir dedans, près du ganglion (Figure 11D). Si le nerf est encore couvert par le tissu, coupez à travers le faisceau musculaire, mais cette fois en avant de deux replis cuticulaires sternum et le nerf N1, similaire à la Figure 11B-2. Couper le N1 de nerf que distalement que possible. </li><li> Couper les nerfs N2 du ganglion ce sur une longueur suffisante (env. 0,5 cm) pour l&#39;épinglage. </li><li> Répétez les étapes 3.7 à 3.11 pour les nerfs de A3-A5. </li><li> Couper le TNSves de ganglion A6 distal que possible (Figure 12A). Utilisez une pince pour saisir plusieurs nerfs de A6 à lever ce ganglion et commencer à isoler la chaîne de ganglions de la plaque sternale. </li><li> Tout en soulevant le cordon nerveux, tirez-le doucement dans la direction antérieure comme le montre la figure 12B (flèche blanche). Comme les noyaux individuels sont levées, retirez l&#39;artère ventrale qui peut être attaché à la face ventrale de la corde nerveuse (Figure 12C). Continuer cette séquence (doucement) Tirez coupe jusqu&#39;à la corde nerveuse est complètement isolé. </li><li> Transférer la chaîne isolé de ganglions à une boîte de Pétri bordée de Sylgard clair et rempli de solution saline écrevisses (Figure 12D). </li></ol> 4. Épingler le cordon de nerf dans la boîte de Pétri REMARQUE: Utilisez de petites épingles coupées de fil d&#39;acier inoxydable (voir suppléments) à la broche le cordon nerveux. Ne toucher que le nerf se terminant avec la pince et ne pas Squeeze les connecteurs ou les ganglions. <ol><li> Epingler la chaîne de ganglions en ligne droite, tout en appliquant léger étirement. </li><li> Disposez le cordon nerveux dans la boîte de Pétri avec la face dorsale vers le haut (figure 13, ligne noire). La face ventrale des noyaux peut être identifié par sa convexité; la face dorsale est plat. Epingler les nerfs thoraciques sur les côtés. Continuer avec les nerfs de A6, qui se étend le cordon nerveux le long de son axe longitudinal. </li><li> Epingler les nerfs de A1 à un angle de 90 ° par rapport à la corde nerveuse. </li><li> Passez à A2 et épingler le nerfs N2 à un angle de 35 à 45 ° par rapport à la corde nerveuse (figure 1A). </li><li> Séparer les nerfs N1 dans leurs branches antérieures et postérieures avant épinglant comme le montre la figure 14. Utilisez deux paires de pinces fines pour ramasser avec une paire de pinces antérieur et de l&#39;autre la branche postérieure de la N1 nerveuse. Prenez soin de choisir seulement l&#39;extrémité la plus distales des branches nerveuses. Maintenant, tirez-les soigneusement à part. </li><li> Epingler la branche antérieure du nerf de N1 à un angle de 90 ° par rapport à la corde nerveuse (figure 1A). Epingler la branche postérieure du nerf N1 entre la branche antérieure N1 et le nerf N2. </li><li> Répétez les étapes 4.4 à 4.6 pour les nerfs des ganglions A3-A5. Alors que le tronçon fixateur nerf cordon dans longitudinale ainsi que les directions transverses. </li></ol> 5. dégainage les ganglions <ol><li> Placer la préparation d&#39;une manière telle que les mains de l&#39;expérimentateur sont toujours posés sur un plan stable pour éviter de secouer. Pour desheath les ganglions illuminent le cordon nerveux par le bas. </li><li> Focus sur toute ganglion A1 abdominale à A5. Utilisez des ciseaux fins de printemps pour faire une petite coupure latérale à travers la gaine de ganglion, postérieure au ganglion et entre les nerfs N2 et N3 (Figure 15A flèche rouge). </li><li> Ramassez la gaine de ganglion en utilisant très fPince ine et coupées transversalement à travers la gaine au-dessus des connecteurs, comme indiqué sur la figure 15A-1. Prenez soin de ne pas presser ou couper le cordon nerveux avec les ciseaux. </li><li> Tout en maintenant et en soulevant la gaine ganglionnaires avec une pince continuent à couper le long des bords latéraux du ganglion (Figure 15B-2 et -3). Retirer la gaine. En variante la broche à deux côtés des connecteurs de telle manière qu&#39;il est fixe, mais le cordon de nerf ne est pas pressé. </li><li> Répétez les étapes 5.2 à 5.4 pour tous les ganglions abdominaux A1 à A5. </li><li> Desheathe les ganglions thoraciques et le ganglion A6 d&#39;une manière similaire. Pour desheathe A6 début antérieure au ganglion et continuer en direction postérieure. Pin de la gaine de ganglion de A6 à l&#39;extrémité postérieure de la chaîne de ganglions. </li></ol> 6. extracellulaire enregistrements à partir de motoneurones <ol><li> Assemblez tous les outils et les matériaux utilisés pour les enregistrements extracellulaires indiqués in Figure 16B et figurant dans les suppléments. Un aperçu de la configuration d&#39;enregistrement est illustré à la figure 16A. Lancer tout l&#39;équipement électronique utilisé dans cette expérience (Figure 16C), de sorte que les amplificateurs peuvent se réchauffer pendant au moins 30 min avant l&#39;enregistrement. Allumez l&#39;ordinateur et lancez le logiciel d&#39;enregistrement. </li><li> Placer la chaîne de ganglions sur la table de microscope et éclairer par le bas. Insérez l&#39;électrode d&#39;enregistrement dans le Sylgard à proximité du nerf cible et l&#39;électrode de référence à une position à proximité mais en dehors de la noyaux (figure 17A et B). Pliez le nerf cible autour de l&#39;électrode d&#39;enregistrement (Figure 17C). </li><li> Étirer le nerf légèrement, pour assurer le contact entre l&#39;électrode et le nerf et l&#39;épingler sur le côté (F igure 17D). Fixer les câbles d&#39;électrodes à la table de microscope à l&#39;aide de pâte à modeler, afin qu&#39;ils restent dans la position souhaitée. </li><li> Utilisez unseringue remplie avec de la vaseline et une aiguille de calibre 20 (avec pointe arrondie) (Figure 17E-3) pour isoler le nerf cible de la solution de bain. Première mettez un peu de gelée de pétrole sur le Sylgard autour de l&#39;électrode d&#39;enregistrement. Le résultat est une couche de gelée de pétrole recouvrant le Sylgard à proximité de l&#39;électrode d&#39;enregistrement (figure 17E-4). Prenez soin de ne pas tamponner directement sur le nerf et éviter les bulles d&#39;air dans cette couche. </li><li> Sceller l&#39;électrode d&#39;enregistrement avec de la vaseline de tous côtés jusqu&#39;au niveau de la solution saline (figure 17F) de surface. </li><li> Répétez cette procédure pour tous les nerfs cibles dont l&#39;activité doit être surveillé. </li><li> Démarrez l&#39;enregistrement. Utiliser un mode d&#39;acquisition de droits continu ou écart et un taux de 5 kHz d&#39;échantillonnage. Réglez l&#39;amplificateur extracellulaire des paramètres suivants; gagner à 1000 (1000 amplifie le signal temps, prendre soin d&#39;inclure ce paramètre d&#39;amplification dans les paramètres du logiciel d&#39;acquisition) d&#39;uneda gamme de filtre passe-bande de 300 Hz (coupe-bas) à 2000 Hz (coupe-haut). </li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection.">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li><li>Altman, J. S., Tyrer, N. M., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Filling+Selected+Neurons+with+Cobalt+through+Cut+Axons.">Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons.</a> Neuroanatomical Techniques. , 373-402 (1980).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> L&#39;anatomie d&#39;écrevisses et de leur ganglions abdominaux a été décrit précédemment 5, 18, ​​19, 20 et il est recommandé de se familiariser avec eux avant la dissection afin d&#39;éviter la coupe des nerfs importants. Il est essentiel de garder la préparation à des températures inférieures à 23 ° C pour éviter la dégradation du nerf cordon isolé. Ceci peut être réalisé facilement par le remplacement de la solution de bain de 20 à 30 minutes cha...

Les natatoires d&#39;écrevisses ont une fonction dans le contrôle de la posture et battent rythmiquement lorsque les animaux nagent en avant, ventiler leurs terriers ou femelles aèrent leurs œufs 5, 6. Les pléopodes de l&#39;écrevisse signal, Pacifastacus leniusculus, se produisent par paires de la deuxième à la cinquième segment abdominal, avec une branche de chaque côté de l&#39;abdomen 7. Le système nerveux central produit de sa propre le crépitement du moteur rythmique qui entraîne le mouvement de swimmeret chez l&#39;animal intact ainsi que dans la préparation nerf cordon isolé. Quand il n&#39;y a pas de rétroaction sensorielle ou décroissant entrée présente le modèle de moteur rythmique produit est appelé la locomotion fictive 1, 2. Dans le système de swimmeret ce modèle de moteur ne diffère pas dans ne importe quel paramètre de l&#39;activité des pléopodes mesurées dans l&#39;animal intact. Le mouvement de chaque swimmeret est entraîné par un microcircuit qui est situé dans et limité à une corresponding hemiganglion 1 -. 3 Dans chaque microcircuit il ya un noyau de motif génération qui comprend cinq identifiés interneurones de dopage non. Ils peuvent être caractérisés comme étant soit fonctionnellement inhibiteur de Power Stroke (IPS) ou un inhibiteur de la course de retour (IRS) 8. Ces IPS et des interneurones IRS ne sont pas oscillateurs endogènes plutôt leur activité alternatif est entraîné par inhibition réciproque neuf. Parce que ces interneurones inhibent les motoneurones swimmeret directement, l&#39;alternance PS-RS mouvement est généré 10. Locomotion toutefois, ne exige pas seulement la génération de l&#39;activité, mais aussi la coordination des différents microcircuits indépendants. Dans le système de swimmeret telle coordination est établie par le microcircuit de coordination qui garantit que les branches sont actifs à des moments appropriés. Ce microcircuit est construit par trois neurones identifiés dans chaque segment 11-15. Ce protocole prévoit ee première fois un guide étape par étape la dissection d&#39;isoler la chaîne de ganglions (T4 à A6, Figure 1). Nous montrons comment la broche isolée abdominale cordon nerveux et desheathe chaque ganglion. Dans cette préparation du système nerveux isolé, les neurones responsables du mouvement de swimmeret sont prêts pour une utilisation dans des expériences électrophysiologiques et morphologiques. La deuxième partie de ce protocole montre les principales caractéristiques du modèle de moteur swimmeret. Cela comprend un guide étape par étape pour enregistrer l&#39;activité extracellulaire des neurones moteurs swimmeret. Les axones des neurones moteurs RS projet par la branche antérieure du nerf N1, tandis que les axones des neurones moteurs PS projettent à travers la branche postérieure de la même nerf (Figure 1) 4. Par conséquent, leur activité peut être enregistré à partir de ces branches avec des électrodes à broche différentielles. <img alt="Figure 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; Figure 1: système nerveux isolé à partir de ganglion thoracique 4 (T4) de ganglion abdominal 6 (A6) et un diagramme schématique de ce T4:. Ganglion thoracique 4; T5: ganglion thoracique 5; A1, A2 ... A6 du ganglion abdominal 1, ganglion abdominal 2 ... ganglion abdominal 6; N1: nerf N1; N2: nerf N2; N3: nerf N3; PS: puissance-temps; RS: retour-course. Abréviations directionnelles: A = antérieure; P = postérieure. Cette procédure de dissection et la technique électrophysiologique démontré sont pratiques pour les étudiants de premier cycle et peuvent compléter les cours pratiques des étudiants en physiologie. La chaîne isolé des ganglions a été utilisé dans un certain nombre d&#39;expériences pour étudier la fonction du système nerveux, la coordination, ou la modulation de microcircuits swimmeret 6 ainsi que le contrôle neuronal du comportement adaptatif dans la locomotion 16, 17. Le système écrevisses de swimmeret fournit ainsi une énorme quantité de l&#39;enseignement ou t intéressantepleuvoir possibilités qui commencent toutes par la dissection de la corde nerveuse ventrale des écrevisses et l&#39;enregistrement extracellulaire du schéma moteur fictive.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:131px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Type</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:103px;">Comments/&#160;&#160; Description</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">4-channel extracellular amplifier: MA 102&#160;</td>
			<td style="width:131px;">Amplifier</td>
			<td style="width:139px;">Elektroniklabor, Zoologie, Universit&#228;t zu K&#246;ln, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">air-table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;">Technical Manufacturing Corporation 
			(TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td>
			<td style="width:103px;">63-534</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">Axon Digidata 1440A</td>
			<td style="width:131px;">Digitizer</td>
			<td style="width:139px;">Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">DD1440A</td>
			<td style="width:103px;">digitizes recorded signals&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:131px;">big bucket&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">filled with ice</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Clampex &#38; Clampfit</td>
			<td style="width:131px;">pClamp 10, recording and analysis software</td>
			<td style="width:139px;">Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">pClamps 10 Standard</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">cold lamp source</td>
			<td style="width:131px;">with flexible light guide (fiber optic bundle)&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td>
			<td style="width:103px;">LE.5211 &#38; LE.5235</td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">computer and monitor</td>
			<td style="width:131px;">equipped with recording software</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">container and pipette for liquid waste&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">crayfish saline&#160;</td>
			<td style="width:131px;">contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&#160;</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">always keep at temperatures ~ 4&#176; C</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td>
			<td style="width:131px;">fluorescent dye, lysine fixable</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:103px;">D3328</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">differential pin electrodes</td>
			<td style="width:131px;">made from stainless steel &#632; 0.2 mm</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dissection dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used in the gross disection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">faraday cage</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">fixing pins</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning the specimen</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11252-20</td>
			<td style="width:103px;">fine forceps: used to pick nerves</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #55)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11255-20</td>
			<td style="width:103px;">extra fine forceps: used for desheathing</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">forceps (electronic, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11251-20</td>
			<td style="width:103px;">coarse forceps:&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; used to grab specimen and pins</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">intracellular electrode</td>
			<td style="width:131px;">Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td>
			<td style="width:139px;">Sutter Instruments, Novato, CA</td>
			<td style="width:103px;">BF100-50-10</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording and dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Leica S8 Apo StereoZoom</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 1x - 8x</td>
			<td style="width:139px;">Leica, Germany</td>
			<td style="width:103px;">10446298</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">microscope table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">mirror</td>
			<td style="width:131px;">to illuminate preparation from below</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">modeling clay</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Olympus SZ61</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 0.67x - 4.5x</td>
			<td style="width:139px;">Olympus, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for the dissection</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">petri dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">94 x 16 mm; lined with clear silicone</td>
			<td style="width:139px;">Greiner bio-one, Germany</td>
			<td style="width:103px;">633180</td>
			<td style="width:103px;">used to pin the isolated chain of ganglia</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">ring scissors</td>
			<td style="width:131px;">ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">14054-13</td>
			<td style="width:103px;">for gross dissection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.1 - 2.11)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">saline dispenser&#160; with a 16 gauge needle (outer &#632; 1.6mm) attached via a flexible tube.</td>
			<td style="width:131px;">Volume ~ 60ml,</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used for exsanguination</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">15024-10 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15000-08</td>
			<td style="width:103px;">for desheathing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">stainless steel wire &#632; 0.125 mm&#160;</td>
			<td style="width:131px;">to cut pins of 4-7 mm length</td>
			<td style="width:139px;">Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning of the nerve cord</td>
		</tr>
		<tr height="140">
			<td height="140" style="height:140px;width:131px;">student Vannas&#160; spring scissors or alternative:&#160; Moria Spring Scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">91500-09 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15396-00</td>
			<td style="width:103px;">for gross and fine disection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.11 - 3.14)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">sylgard</td>
			<td style="width:131px;">184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td>
			<td style="width:139px;">Dow Corning, Midland, MI, USA</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

Ici, nous démontrons la dissection de l&#39;écrevisse abdominale cordon nerveux. La préparation comprend les deux derniers ganglions thoraciques (T4, T5) et la chaîne de ganglions abdominaux (A1 à A6). Cette chaîne de ganglions comprend la partie du système nerveux central (SNC) qui entraîne la locomotion coordonnée des pléopodes (pattes natatoires): le système de swimmeret. Il est connu depuis plus de cinq décennies que, dans chaque écrevisses swimmeret est entraînée par son propre modèle générer noyau indépendant qui génère une activité alternative rythmique 1-3. Les neurones moteurs qui innervent les muscles de chaque swimmeret comprennent deux anatomiquement et fonctionnellement quatre populations distinctes. On est responsable de la rétraction (course de puissance, PS) de la swimmeret. L&#39;autre entraîne l&#39;allongement (de course de retour, RS) de la swimmeret. Les neurones moteurs du système swimmeret sont capables de produire spontanément une configuration de moteur fictif, qui est identique au motif enregistré in vivo </em&gt; 1. Le but de ce rapport est d&#39;introduire un système de modèle intéressant et pratique pour l&#39;étude des réseaux de production de rythme et la coordination des microcircuits indépendants pour les cours pratiques de laboratoire des élèves. Le protocole fourni comprend des instructions étape-par-étape pour la dissection des abdominale cordon nerveux de l&#39;écrevisse, l&#39;épinglage de la chaîne isolé de ganglions, dégainage les ganglions et l&#39;enregistrement du schéma moteur fictive de pléopodes extracellulaire du système nerveux isolé. En outre, nous pouvons surveiller l&#39;activité des neurones swimmeret enregistrées intracellulaire de dendrites. Ici, nous décrivons brièvement ces techniques et de fournir quelques exemples. En outre, la morphologie des neurones swimmeret peut être évaluée en utilisant diverses techniques de coloration. Ici, nous donnons des exemples de intracellulaire (par iontophorèse) neurones et remblais de piscines de neurones moteurs swimmeret colorant rempli. Dans notre laboratoirenous utilisons cette préparation pour étudier les fonctions de base de la locomotion fictive, l&#39;effet de rétroaction sensorielle sur l&#39;activité du système nerveux central, et la coordination entre les microcircuits à un niveau cellulaire.

Avec les enregistrements extracellulaires simultanées de RS et PS, les neurones moteurs d&#39;un ganglion, l&#39;activité alternatif de ces groupes de neurones moteurs, peut être contrôlé (figure 18), représentant le motif de la locomotion fictive. <img alt="Figure 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> Figure 18: Représentation schématique d&#39;un ganglion différentiel et le placement de l&#39;électrode à broche enregist...

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The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

Le système swimmeret des écrevisses: Un guide pratique pour la dissection de la corde nerveuse et extracellulaires enregistrements du schéma moteur

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.9K vues.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

Vidéo: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Enregistrements tableau multiélectrodes de l&#39;épithélium Vomeronasal

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

Recherche

Neurosciences

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

Enregistrements physiologiques des NMJs rendement élevé et faible sur le muscle extenseur écrevisses jambe

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

La moelle épinière électrophysiologie II: fabrication des électrodes extracellulaires d&#39;aspiration

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Préparation Mont entiers de l&#39;Adulte Drosophile Chaîne nerveuse ventrale pour injection fibre Dye Géant

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

Préparation des tissus et des fibres Immunocoloration souris nerveuses sensitives innervant la peau et les os du membre

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

Une seule étape simple protocole Dissection pour Whole-mount Préparation des adultes<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons extend growth cones to navigate along specific pathways by responding to a large number of axon guidance cues that emanate from the surrounding extracellular environment. Growth cone target recognition also plays a critical role in neuromuscular specificity. This work presents a standard immunohistochemistry protocol to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. This protocol includes a few key steps, including a genotyping procedure, to sort the desired mutant embryos; an immunostaining procedure, to tag embryos with fasciclin II (FasII) antibody; and a dissection procedure, to generate filleted preparations from fixed embryos. Motor axon projections and muscle patterns in the periphery are much better visualized in flat preparations of filleted embryos than in whole-mount embryos. Therefore, the filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition, and it can also be applied to both loss-of-function and gain-of-function genetic screens.

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

This work details a standard immunohistochemistry method to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. The filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition during neural development.

Visualisation du modèle de projection axonale des neurones du moteur embryonnaire dans<em&gt; Drosophila</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Enregistrement de la plasticité synaptique dans des tranches d’hippocampe aiguës maintenues dans un petit volume recyclage - Perfusion- et système de chambre de Submersion-type

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.

In Vivo Simple-molécule suivi du terminal de nerf moteur présynaptique Drosophila

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. ...

Where You Cut Matters: A Dissection and Analysis Guide for the Spatial Orientation of the Mouse Retina from Ocular Landmarks

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the analysis of density and size gradients of retinal cell types, the direction tuning of direction-selective ganglion cells, and the examination of topographic degeneration patterns in some retinal diseases. However, there are many different ocular dissection methods reported in the literature that are used to identify and label retinal orientation in the mouse retina. While the method of orientation used in such studies is often overlooked, not reporting how retinal orientation is determined can cause discrepancies in the literature and confusion when attempting to compare data between studies. Superficial ocular landmarks such as corneal burns are commonly used but have recently been shown to be less reliable than deeper landmarks such as the rectus muscles, the choroid fissure, or the s-opsin gradient. Here, we provide a comprehensive guide for the use of deep ocular landmarks to accurately dissect and document the spatial orientation of an isolated mouse retina. We have also compared the effectiveness of two s-opsin antibodies and included a protocol for s-opsin immunohistochemistry. Because orientation of the retina according to the s-opsin gradient requires retinal reconstruction with Retistruct software and rotation with custom code, we have presented the important steps required to use both of these programs. Overall, the goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable set of methods for accurate retinal orientation that is adaptable to most experimental protocols. An overarching goal of this work is to standardize retinal orientation methods for future studies.

This protocol provides a comprehensive dissection and analysis guide for the use of deep ocular landmarks, s-opsin immunohistochemistry, Retistruct, and custom code to accurately and reliably orient the isolated mouse retina in anatomical space.

Lorsque vous coupez des questions : Une Dissection et Guide de l’analyse de l’Orientation spatiale de la rétine de souris de repères oculaires

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the ...