Bien que le don après la mort cérébrale du donneur soit la principale source de transplantation d’organes solides, la perte irréversible de la fonction cérébrale induit des changements pathophysiologiques qui mènent à une réponse inflammatoire systémique. Ce modèle murin d’induction cerveau-mort permet l’utilisation d’une grande variété d’outils analytiques et de modèles knock-out pour étudier les voies de régulation cerveau-mort. Pour le cathétérisme artélial après avoir confirmé un manque de réponse au réflexe de pédale et en enlevant les poils abdominaux supérieurs, désinfectez la peau exposée avec 70% d’éthanol et utilisez des ciseaux disséquants pour faire une incision de midline dans la peau.
À l’aide de forceps, émoussé disséquer les glandes submandibulaires et le tissu musculaire du cou et séparer les tissus pour exposer l’artère carotide commune. Placez trois 8-0 ligatures de soie sous l’artère carotide commune droite et placez une pince sur la ligature proximale. Apportez la tension dans l’artère de sorte que le flux soit suspendu et fermez la ligature la plus distale.
Insérez un cathéter artéial de calibre 26 à travers un petit trou de peau préformé sur l’aspect crânien de l’incision. Presser le cathéter avec les forceps si le lumen est trop grand pour réduire le flux arrière et fixer le cathéter avec les trois sutures, puis utiliser un seul monofilament 5-0 nonabsorbable pour fixer le cathéter à la peau près du trou préformé de la peau. Pour effectuer une trachéostomie, utilisez des forceps pour émousser la musculature prétracheal et placez deux 8-0 ligatures de soie sous la trachée.
Insérez le tube de ventilation entre deux cartilages trachéaux pour éviter une ventilation unilatérale et fixer le tube avec les deux ligatures préparées, puis fermez la peau avec une suture de fonctionnement nonabsorbable monofilament 6-0 et ventilez la souris avec une fréquence de 150 par minute et un volume de marée de 200 microlitres. Pour induire la mort cérébrale chez l’animal expérimental, arrangez la souris à la position couchée et, tenant la peau avec des forceps, utilisez des ciseaux chirurgicaux pour enlever la peau du crâne. Percer un trou de forage d’un millimètre au-dessus du cortex pariétal gauche et utiliser des forceps contondants pour pénétrer le pont tissulaire final du crâne.
Après avoir enlevé les bords tranchants, insérez un cathéter ballon prérefaité avec de la solution saline avec tout l’air évacué. Lorsque le cathéter se trouve entièrement dans la cavité crânienne, utilisez une pompe à seringues pour commencer à gonfler le cathéter à environ 0,1 millimètre par minute sur une période de 10 à 15 minutes. Lorsque la mort cérébrale survient, arrêter l’inflation du cathéter ballon et placer une couverture chauffante sur la souris pour éviter l’hypothermie.
Après la mort cérébrale a été confirmée, surveiller et documenter la pression artérielle régulièrement, infusant 100 microlitres de solution saline toutes les 30 minutes pour stabiliser la pression artérielle de l’animal. Après quatre heures de mort cérébrale, exclure tout animal sans battre les cœurs et récolter les organes de la souris et les tissus d’intérêt selon les protocoles standard. Après l’induction de cerveau-mort, la tension artérielle montre un pic hypertensif initial suivi d’une phase hypotensive prolongée.
Une autre observation bien établie est que l’induction de cerveau-mort mène à l’activation du système immunitaire. En effet, après quatre heures de mort cérébrale dans ce modèle, une upregulation spécifique aux organes des marqueurs immunitaires est observée au niveau de l’ARNm. Après une période prédéfinie de mort cérébrale, les organes peuvent être récoltés pour leur analyse directe ou pour la transplantation ultérieure d’organes.
Ce modèle permettra des études approfondies sur l’influence des lésions induites par la mort cérébrale et a déjà révélé de nouvelles perspectives sur l’activation complète et la migration des leucocytes.
