Cette recherche a été financée en partie par une subvention de grande part du Conseil consultatif de la recherche de l’Université du Connecticut à M. Rubega. K. Burgio a été soutenu par la national science Foundation NRT-IGE #1545458 à M. Rubega. Le manuscrit a été considérablement amélioré par les commentaires réfléchis de deux examinateurs anonymes.

Ce travail n’impliquait aucun travail avec des animaux vivants et était donc exempté de l’examen des soins aux animaux.
1. Configuration et matériaux (Figure 1)
<ol><li>Si les peaux plates des espèces d’intérêt ne sont pas disponibles, utilisez le protocole29 de Spaw pour créer des peaux à partir de spécimens frais ou congelés. Préparez les plumes dans une position soignée, naturelle et sèche pour obtenir un poids constant avant de procéder aux mesures.</li>
	<li>Installez un bain d’eau chaude à température constante. REMARQUE: Cette configuration est assez haute, il est donc plus facile de placer le bain d’eau chaude sur le sol.</li>
	<li>Placez une feuille de verre acrylique transparent (Table des matériaux) sur la surface du bain d’eau chaude à température constante. Le verre permet la transmission de la chaleur vers le dessous de la peau sans mouiller l’échantillon. NOTE : Cette étude pilote a utilisé une feuille de verre acrylique (0,125 po d’épaisseur). L’épaisseur du verre n’affectera pas l’émissivité30 du matériau (elle sera toujours de 0,86), mais elle affectera la température absolue à la surface du verre (c’est-à-dire qu’un verre plus épais entraînera une température plus basse). Ainsi, toutes les mesures doivent être prises à l’aide d’une feuille de verre acrylique de la même épaisseur.</li>
	<li>Placez un morceau de panneau de noyau en mousse (1 po d’épaisseur) avec un trou circulaire (0,5 de diamètre) sur le verre acrylique. REMARQUE: La taille de l’oiseau doit guider la taille du trou et donc la taille des plumes ininterrompues recevant de la chaleur de la source. Ici, un trou de 0,5 de diamètre est utilisé, car cette taille est suffisamment grande pour obtenir une transmission de chaleur suffisante au spécimen tout en étant suffisamment petite pour centrer la chaleur sous les plumes de poitrine (de tous les oiseaux sauf les plus petits). Quelle que soit la taille de l’ouverture thermique, pour obtenir une valeur comparable et reproductible pour chaque oiseau, assurez-vous d’effectuer des mesures avec des trous de même taille.</li>
	<li>Fixez une caméra thermique à un trépied directement au-dessus de la configuration à la distance de mise au point minimale de la caméra. REMARQUE: Ici, une caméra thermique FLIR SC655 est utilisée (résolution 680 px x 480 px, précision de lecture de ±2 °C ou ±2%, distance de mise au point minimale de 40 cm). D’autres caméras peuvent différer en degré de résolution.</li>
	<li>Calibrez la caméra en entrant ce qui suit dans le logiciel de la caméra thermique :<ol>
<li>Trouvez la température réfléchie en plaçant du papier d’aluminium (côté brillant vers le haut) sur la mousse avec la valeur d’émissivité réglée sur 1,0 dans le logiciel d’étalonnage de la caméra. Prenez une image thermique. La température à la surface de la feuille d’aluminium est la température réfléchie, qui doit être similaire à la température ambiante de la pièce.</li>
		<li>Définissez la valeur d’émissivité31 sur 0,95. REMARQUE: 1) L’émissivité est la quantité relative de chaleur qu’un objet émet32 et varie de 0 à 1. Un objet avec une valeur d’émissivité élevée émet une grande quantité de chaleur, tandis qu’un objet avec une faible valeur d’émissivité rayonne peu de chaleur32. Cette valeur représente l’émissivité des plumes. 2) Cette valeur (0,95) est contestée. Cossins et Bowler ont affirmé que les plumes ont une valeur d’émissivité comprise entre 0,90 et 0,95, mais n’ont inclus aucune preuve31. Hammel a rapporté une valeur de 0,98, mais il a obtenu cette valeur à partir d’un spécimen congelé, de sorte qu’elle peut ne pas être exacte33. Malgré le manque de preuves, l’émissivité de 0,95 est la valeur la plus souvent utilisée dans la littérature sur les caméras thermiques (comme en témoignent Cossins et Bowler31).</li>
		<li>Assurez-vous que la température ambiante et l’humidité dans la pièce sont constantes. Ces valeurs doivent être mesurées avant chaque mesure et mises à jour dans le logiciel d’étalonnage de la caméra. La température et l’humidité de toutes les pièces intérieures fluctuent quelque peu, de sorte que l’enregistrement de ces valeurs et leur mise à jour dans le logiciel réduisent les erreurs de mesure. REMARQUE: Ici, le logiciel FLIR ResearchIR Max est utilisé. Ce logiciel n’enregistre pas les données pour toutes les images, il est donc crucial d’enregistrer toutes ces valeurs pour chaque image.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Exécution des mesures
<ol><li>Réglez le bain d’eau chaude à température constante à une température cible (40 °C est un indicateur de la température centrale interne moyenne de la plupart des passereaux)34. REMARQUE: Si vous travaillez avec une espèce dont la température centrale au repos est plus élevée (p. ex., colibris34) ou inférieure (p. ex., pingouins34 ou ratites34,35), il peut être approprié d’ajuster le bain d’eau chaude en conséquence. La figure 3 montre la relation entre la température du bain d’eau chaude et la température à la surface du verre acrylique (par exemple, la température réelle de la source de chaleur à laquelle la peau plate est exposée).<ol>
<li>Les résultats obtenus à partir de ce protocole (voir la figure 5)suggèrent que l’obtention de mesures sur une plage de températures est également informative sur les différences de performance thermique. Pour ce faire, suivez le protocole en utilisant des incréments de 5 °C de 30 à 55 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Dans le logiciel de la caméra thermique, dessinez un cercle / ellipse sur le trou dans la mousse où la chaleur s’échappe. Cela permet de visualiser cette zone lors du placement de la peau sur la mousse pour s’assurer que la bonne zone sur la peau plate est mesurée.</li>
	<li>Placez l’échantillon de peau plate sur la mousse avec la zone d’intérêt au-dessus du trou. REMARQUE: Ici, la région du ventre de chaque oiseau est mesurée, car elle n’est pas obstruée par d’autres parties du corps telles que l’aile et est suffisamment centrale pour ne pas être soumise à des effets de bord. Le placement de la peau au-dessus du trou de chaleur variera en fonction de la question expérimentale. En général, il est recommandé de placer directement sur une plume et aussi loin que possible du bord de la peau. Assurez-vous de ne pas aplatir ou troubler les plumes lors de la mise en place de la peau. Si nécessaire, entraitez-les dans une position naturelle une fois la peau placée.</li>
	<li>Attendez 15 min pour permettre à la peau de s’acclimater à la source de chaleur. Si les mesures sont effectuées trop tôt, la valeur de température à la surface du manteau de plume sera trop basse. Ici, la transmission de la température à travers la peau et les plumes s’est stabilisée à 15 min, donc attendre plus de 15 min ne donnera pas un résultat artificiellement élevé.</li>
	<li>Prendre une image thermique de la peau plate.<ol>
<li>Réglez la valeur d’émissivité31 sur 0,95 avant de prendre l’image thermique.</li>
	</ol></li>
	<li>Retirez la peau de la mousse et prenez immédiatement une image thermique de la configuration sans la peau plate sur la mousse. Cela quantifie la température à la surface du verre acrylique et calibre la zone de la source de chaleur avec la zone de mesure sur la peau plate.<ol>
<li>Ici, l’émissivité du verre acrylique utilisé30 est de 0,86. Assurez-vous de l’enregistrer dans le logiciel de la caméra thermique avant de prendre la photo sans la peau. REMARQUE: La température affichée par le bain d’eau chaude n’est pas nécessairement la température à la surface du verre acrylique (Figure 3), car sa conductance thermique n’est pas parfaite. L’utilisation de la température du verre réduit les erreurs dans l’estimation de la chaleur de la face inférieure de la peau et constitue donc une estimation combinée de la quantité de chaleur perdue par la peau et les plumes.</li>
	</ol></li>
	<li>Replacez la peau sur la mousse dans la même position. Répétez les étapes 2.5 à 2.6 pour un total de cinq essais.<ol>
<li>Pour placer correctement la peau de l’échantillon, touchez doucement les plumes dans la zone de mesure cible du bout des doigts, puis retirez le doigt et visualisez l’image thermique. La chaleur résiduelle du doigt restera brièvement visible sur l’image thermique. Vérifiez que la zone d’échantillonnage se trouve dans le cercle visible dessiné dans le logiciel, qui représente la zone de chaleur rayonnant à travers la peau du bain d’eau chaude. Si ce n’est pas le cas, déplacez la peau jusqu’à ce qu’elle le soit. Ce processus est illustré à la figure 2. REMARQUE: Bien que les peaux fraîches (lorsqu’elles sont disponibles) puissent représenter de plus près la performance thermique naturelle de la peau d’un oiseau vivant, l’utilisation de peaux sèches pour ces mesures permet des résultats comparables et reproductibles sur un bassin beaucoup plus important de spécimens. Par conséquent, toutes les mesures doivent être prises soit à l’aide de peaux séchées à poids constant, soit sur la peau fraîche et séchée des spécimens.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Collecte de données à partir d’images thermiques
<ol><li>Chaque mesure se compose de deux images thermiques : l’une de la peau plate et l’autre du verre acrylique. Tout d’abord, ouvrez l’image du verre acrylique. Alignez le cercle dessiné dans le logiciel avec le trou dans la mousse visible sur l’image. Enregistrez la valeur de température au centre du cercle. REMARQUE : Pour plus de détails sur l’extraction de données à partir d’images thermiques, voir Senior et al.36.<ol>
<li>Assurez-vous de calibrer l’appareil photo avec les valeurs appropriées. Réglez l’émissivité30 sur 0,86 et réglez la température et l’humidité ambiantes en fonction des conditions actuelles en laboratoire, avant d’enregistrer la valeur de température.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ouvrez l’image thermique de la peau plate. Sans déplacer le cercle, enregistrez la valeur de température au centre du cercle. REMARQUE: Étant donné que le cercle n’est pas enregistré dans l’image, il est important de calibrer l’emplacement du cercle avec l’image du verre acrylique prise à la section 2.6.<ol>
<li>Assurez-vous de calibrer l’appareil photo avec les valeurs appropriées. Réglez l’émissivité31 sur 0,95 et assurez-vous de régler la température et l’humidité ambiantes aux conditions actuelles en laboratoire, avant d’enregistrer la valeur de température.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Répétez les étapes 3.1 à 3.2 pour toutes les mesures de tous les échantillons.</li>
</ol>4. Calcul des performances thermiques
<ol><li>Soustrayez la température de la surface de la couche de plumes de la température du verre acrylique. Cette valeur représente la chaleur retenue par le pelage des plumes.</li>
</ol>

<ol>
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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cet article fournit un protocole pour des mesures d’imagerie thermique reproductibles et normalisées d’échantillons de peau plate aviaire. Cette méthode permet de comparer les performances thermiques du pelage entre les espèces, au sein des espèces, entre individus comparables, et à différents endroits sur le corps des individus, le tout sans destruction du spécimen.
La disponibilité du matériel et de l’équipement nécessaires peut être une limitation de cette méthode. Bien ...

Les plumes sont la caractéristique déterminante des oiseaux et remplissent de nombreuses fonctions, l’une des plus cruciales étant l’isolation1. Les oiseaux ont les températures centrales moyennes les plus élevées de tous les groupes de vertébrés, et les plumes qui les isolent des changements de température ambiante sont une partie vitale de l’équilibre énergétique, en particulier dans les environnements froids2. Malgré l’importance des plumes, la majorité de la littérature sur les changements de l’état thermique chez les oiseaux s’est concentrée sur les réponses métaboliques à la variation de température plutôt que sur la fonction des plumes comme isolant3,4,5,6,7,8,9,10 (pour plus de détails, se référer à Ward et al.) 11,12,13. Cependant, les plumes elles-mêmes peuvent varier selon le temps, les individus et les espèces.
La méthode présentée ici est utile pour quantifier la valeur thermique globale du manteau de plume seul. Il élimine les facteurs de confusion chez les oiseaux vivants, tels que la thermorégulation comportementale1 et les quantités variables de graisse isolante. Une mesure plus large de la performance thermique des manteaux de plumes est nécessaire pour mieux comprendre comment les plumes contribuent à l’isolation et comment cela varie entre les espèces et au sein de celles-ci tout au long de l’histoire de la vie et du cycle annuel d’un oiseau.
Les plumes isolent les oiseaux en piégeant l’air à la fois entre la peau et les plumes ainsi qu’à l’intérieur des plumes, et elles créent une barrière physique contre la perte de chaleur14. Les plumes sont constituées d’un arbre de plume central, appelé rachis, avec des projections appelées barbes14. Les barbules sont de petites projections secondaires sur des barbes qui s’imbriquent avec les barbes adjacentes pour « zipper » la plume et lui donner une structure. De plus, les plumes de duvet n’ont pas de rachis central et ont peu de barbules, formant ainsi une masse lâche et isolante de barbes sur la peau14. Les manteaux de plumes varient selon les espèces15,16, au sein des espèces17,18, et au sein d’individus comparables2,19,20,21,22,23,24. Cependant, il existe peu d’informations quantitatives sur la façon dont les variations du nombre de plumes, l’abondance relative des différents types de plumes sur un oiseau ou les changements dans le nombre de barbes / barbules affectent la performance thermique globale d’un manteau de plumes. Des études antérieures se sont concentrées sur la détermination d’une valeur moyenne unique d’isolation et de conductivité thermique pour une espèce donnée11,12,13.
Le pelage des plumes est connu pour varier d’une espèce à l’autre. Par exemple, la plupart des oiseaux ont des zones de peau distinctes à partir desquelles les plumes poussent, ou non, appelées ptériles et apteria, respectivement14. Le placement des ptériles (parfois appelés « étendues de plumes ») varie d’une espèce à l’autre et a une certaine valeur en tant que caractère taxonomique14. Cependant, certains oiseaux (c’est-à-dire les ratites et les pingouins) ont perdu cette ptérilose et ont une distribution uniforme des plumes dans tout le corps14. De plus, différentes espèces, en particulier celles qui habitent différents environnements, ont des proportions différentes de types de plumes15. Par exemple, les oiseaux habitant des climats plus froids ont plus de plumes de duvet15 et de plumes de contour avec une plus grande portion de plumulacées16 que les espèces habitant des environnements plus chauds.
La microstructure de certains types de plumes peut également avoir un effet sur l’isolation des espèces25,26. Lei et al. ont comparé la microstructure des plumes de contour de nombreux moineaux passereaux chinois et ont constaté que les espèces habitant des environnements plus froids ont une proportion plus élevée de barbes plumulacées dans chaque plume de contour, des barbules plus longues, une densité de nœuds plus élevée et des nœuds plus grands que les espèces habitant des environnements plus chauds25. D’alba et al. ont comparé la microstructure des plumes de duvet des eiders communs (Somateria mollissima) et des oies cendrées (Anser anser) et ont décrit comment ces différences affectent à la fois la capacité cohésive des plumes et la capacité des plumes à piéger l’air26. Les données comparatives quantitatives sur la façon dont ces variations de plumage affectent la performance thermique globale du pelage des plumes entre les espèces sont limitées (pour plus de détails, voir Taylor et Ward et al.) 11,13.
Au sein d’une espèce, les performances thermiques du pelage peuvent varier. Certaines espèces, comme la perruche moine (Myiopsitta monachus)17, habitent des aires géographiques très vastes et diverses. Les différentes contraintes thermiques posées par ces différents environnements peuvent affecter les manteaux de plumes des oiseaux au sein d’une espèce régionale, mais il n’existe actuellement aucune donnée disponible à ce sujet. De plus, Broggi et al. ont comparé deux populations de mésanges (Parus major L.) dans l’hémisphère nord. Ils ont démontré que les plumes de contour de la population plus septentrionale étaient plus denses mais plus courtes et moins proportionnellement plumulacées que celles de la population plus méridionale. Cependant, ces différences ont disparu lorsque des oiseaux des deux populations ont été élevés au même endroit18.
De plus, Broggi et al. ont expliqué ces résultats comme une réponse plastique à différentes conditions thermiques, mais ils n’ont pas mesuré les valeurs d’isolation de ces différentes couches de plumes18. Les résultats suggèrent également que la densité des plumes de contour est plus importante pour l’isolation que la proportion de barbes plumulacées dans les plumes de contour, mais Broggi et al. ont suggéré que les populations nordiques pourraient être incapables de produire des plumes optimales en raison d’un manque de nutriments adéquats18. Des mesures quantitatives de la performance thermique globale de ces couches de plumes feraient mieux comprendre l’importance des différences de plumage.
Au fil du temps, les manteaux de plumes des oiseaux individuels varient. Au moins une fois par an, tous les oiseaux muent (remplacent toutes leurs plumes)19. Au fil de l’année, les plumes s’usent2,20 et moins nombreuses18,21,22,23. Certains oiseaux muent plus d’une fois par an, ce qui leur donne plusieurs manteaux de plumes distincts chaque année19. Middleton a montré que les chardonnerets d’Amérique (Spinus tristis), qui muent deux fois par an, ont un plus grand nombre de plumes et une proportion plus élevée de plumes duveteuses dans leur plumage de base pendant les mois d’hiver que dans leur plumage alternatif pendant les mois d’été24. Ces différences annuelles dans le pelage des plumes peuvent permettre aux oiseaux de conserver plus de chaleur pendant les périodes plus froides passivement ou de perdre plus de chaleur passivement pendant les saisons chaudes, mais aucune étude n’a testé cela de manière concluante.
Bien que les oiseaux thermorégulent comportementalement1,27 et puissent s’acclimater métaboliquement à différentes conditions thermiques3,4,5,6,7,8,9,10,26, les plumes jouent un rôle important dans la thermorégulation en fournissant une couche constante d’isolation. La méthode décrite ici est conçue pour répondre aux questions sur le pelage seul et son rôle dans la thermorégulation passive (c’est-à-dire quelle quantité de chaleur un oiseau vivant retient-il sans modifier son comportement ou son métabolisme?) en isolant les plumes. Bien que la thermorégulation active et physiologique soit importante sur le plan écologique, il est également important de comprendre comment les plumes seules aident à l’isolation et comment elles influencent la nécessité d’une thermorégulation comportementale et physiologique active.
Des études antérieures ont établi des méthodes pour quantifier la conductivité thermique et l’isolation thermique des peaux animales11,12,13,28. La méthode présentée ici est une extension de la méthode « plaque chauffante gardée »11,12,13,28. Cependant, la méthode décrite ici mesure la température à la limite extérieure de la couche de plumes à l’aide d’une caméra thermique, plutôt que de thermocouples. La méthode de la plaque chauffante protégée donne des estimations très précises du flux d’énergie à travers une peau, mais elle nécessite la construction d’une plaque chauffante multi-matériaux, une certaine familiarité avec l’utilisation de thermocouples et de thermopiles, et l’utilisation destructrice d’une peau qui doit être coupée en petits morceaux. Ces pièces sont ensuite graissées pour éliminer l’air entre l’échantillon et l’appareil à plaque chauffante. À l’exception des quelques oiseaux qui manquent d’apteria (p. ex., les pingouins), couper de petits carrés dans des peaux d’oiseaux est problématique à des fins de comparaison, car l’emplacement de la coupe a de grands effets sur le nombre de plumes réellement attachées à la peau (et la surdisant). Ce problème est exacerbé par la variation entre les taxons dans la présence, la taille et le placement des ptyerlae14.
De plus, bien que les spécimens de musée puissent être une ressource potentiellement riche pour évaluer la variation de l’isolation entre les oiseaux, en général, la permission de couper et de graisser les spécimens de peau dans les collections scientifiques est inaccessible. De plus, les spécimens prélevés dans la nature pour des mesures de plaques chauffantes gardées ne peuvent pas être utilisés ultérieurement comme spécimens de musée. La méthode présentée ici diffère de la méthode de la plaque chauffante gardée en ce qu’elle peut être utilisée avec des peaux d’oiseaux entièrement séchées, sans 1) nécessiter la destruction de l’échantillon et 2) graisser le dessous de la peau. Il utilise des caméras thermiques, qui sont de plus en plus abordables (bien que relativement chères), précises et utilisées pour les mesures d’oiseaux vivants des relations thermiques.
Cette méthode ne mesure pas le flux d’énergie (et donc la conductivité thermique ou la valeur d’isolation) à travers la peau et les plumes directement comme le fait la méthode de la plaque chauffante protégée. Au lieu de cela, il mesure la température à la limite extérieure d’un manteau de plumes à l’aide d’une caméra thermique. Les valeurs résultantes représentent une mesure intégrée de la chaleur perdue passivement à travers la peau, les plumes et l’air emprisonné entre elles (par rapport à une source de chaleur en dessous). Les spécimens préparés sous forme de peaux plates et mesurés à l’aide de la technique décrite peuvent être stockés dans des collections et fournir indéfiniment de la valeur pour les recherches futures. Cette méthode fournit un moyen standardisé, comparable et relativement simple de mesurer la performance thermique du pelage de plumes dans n’importe quel spécimen à peau plate, ce qui est particulièrement utile dans les comparaisons inter- et intra-spécifiques.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Aluminum Foil</td>
			<td>Reynolds Wrap</td>
			<td>109000831</td>
			<td>30 square ft.; this exact model need not be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foam Core Board</td>
			<td>Foamular</td>
			<td>20WE</td>
			<td>1 in. x 4 ft. x 8 ft; this exact model need no be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General Purpose Water Bath</td>
			<td>PolyScience</td>
			<td>WB02</td>
			<td>Ambiet +5 &#176;C to 100 &#176;C; &#177;.01 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDF Data logger</td>
			<td>Elitech</td>
			<td>RC-51H</td>
			<td>Built in temperature and humidity sensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plexiglass</td>
			<td>AdirOffice</td>
			<td>1212-3-C</td>
			<td>Acrylic glass; 12 in. x 12 in. x 1/8 in.; this exact model need not be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal Image Analysis Software</td>
			<td>FLIR</td>
			<td>ResearchIR Max v4.40.7.26 (64-bit)</td>
			<td>Allows collection of precise, quantitative thermal data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal Imaging Camera</td>
			<td>FLIR</td>
			<td>SC655</td>
			<td>680x480-pixel resolution, &#177;2 &#176;C or &#177;2% accuracy, 40 cm minimum focusing distance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tripod</td>
			<td>The Audubon Shop</td>
			<td>The Birder Tripod with Manfrotto 700RC2 Rapid Release Head</td>
			<td>65&#34; maximum height; this exact model need not be used.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using a thermal camera to measure heat loss through bird feather coats

Les plumes sont essentielles à l’isolation, et donc au coût de la thermorégulation, chez les oiseaux. Il existe une littérature solide sur le coût énergétique de la thermorégulation chez les oiseaux dans diverses circonstances écologiques. Cependant, peu d’études caractérisent la contribution des plumes seules à la thermorégulation. Plusieurs études antérieures ont établi des méthodes pour mesurer la valeur d’isolation des peaux animales, mais elles nécessitent des méthodes d’échantillonnage destructrices qui sont problématiques pour les oiseaux, dont les plumes ne sont pas réparties uniformément sur la peau. Plus d’informations sont nécessaires sur 1) comment la contribution des plumes à la thermorégulation varie à la fois entre et au sein des espèces et 2) comment les manteaux de plumes peuvent changer dans l’espace et le temps. Il est rapporté ici une méthode pour mesurer rapidement et directement la performance thermique des couches de plumes et de la peau à l’aide d’échantillons de peau entière séchés, sans qu’il soit nécessaire de détruire l’échantillon de peau. Cette méthode isole et mesure le gradient thermique à travers un manteau de plumes d’une manière que les mesures de la perte de chaleur et du coût métabolique chez les oiseaux vivants, qui utilisent des stratégies comportementales et physiologiques pour thermoréguler, ne peuvent pas. La méthode utilise une caméra thermique, qui permet la collecte rapide de données thermiques quantitatives pour mesurer la perte de chaleur d’une source stable à travers la peau. Ce protocole peut facilement être appliqué à diverses questions de recherche, est applicable à tous les taxons aviaires et ne nécessite pas la destruction du spécimen de peau. Enfin, il permettra de mieux comprendre l’importance de la thermorégulation passive chez les oiseaux en simplifiant et en accélérant la collecte de données quantitatives.

Les résultats représentatifs d’une série d’un individu de chacune des cinq espèces, mesurés à six températures, sont présentés à la figure 4 et à la figure 5. Ceux-ci montrent que de petites variations dans l’emplacement de la peau peuvent entraîner des variations dans les lectures allant jusqu’à 1,7 ° C. La figure 4 montre comment la formation d’un investigateur augmente la répétabilité des mesures. Par e...

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Using a Thermal Camera to Measure Heat Loss Through Bird Feather Coats

Ce protocole décrit la quantification de la transmission de chaleur à travers un spécimen aviaire à peau plate à l’aide d’une caméra thermique et d’un bain d’eau chaude. La méthode permet d’obtenir des données quantitatives et comparatives sur la performance thermique des manteaux de plumes entre les espèces à l’aide de spécimens de peau plate séchée.

Utilisation d’une caméra thermique pour mesurer la perte de chaleur à travers les manteaux de plumes d’oiseaux

Feathers are essential to insulation, and therefore to the cost of thermoregulation,&#160;in birds. There is robust literature on the energetic cost of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

3.4K vues.  University of Connecticut. Ce protocole décrit la quantification de la transmission de chaleur à travers un spécimen aviaire à peau plate à l’aide d’une caméra thermique et d’un bain d’eau chaude. La méthode permet d’obtenir des données quantitatives et comparatives sur la performance thermique des manteaux de plumes entre les espèces à l’aide de spécimens de peau plate séchée.

Vidéo: Using a Thermal Camera to Measure Heat Loss Through Bird Feather Coats

Transformation of Plasmid DNA into E. coli Using the Heat Shock Method

Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method is a basic technique of molecular biology. It consists of inserting a foreign plasmid or ligation product into bacteria. This video protocol describes the traditional method of transformation using commercially available chemically competent bacteria from Genlantis. After a short incubation in ice, a mixture of chemically competent bacteria and DNA is placed at 42&deg;C for 45 seconds (heat shock) and then placed back in ice. SOC media is added and the transformed cells are incubated at 37&deg;C for 30 min with agitation. To be assured of isolating colonies irrespective of transformation efficiency, two quantities of transformed bacteria are plated. This traditional protocol can be used successfully to transform most commercially available competent bacteria. The turbocells from Genlantis can also be used in a novel 3-minute transformation protocol, described in the instruction manual.

Transformation d&#39;ADN plasmidique dans E. coli en utilisant la méthode du choc thermique

Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method is a basic technique of molecular biology. It consists of inserting a foreign ...

Recherche

Biologie

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

Un test pour mesurer la réactivité comportementale du poisson-zèbre à l&#39;évolution des intensités de lumière

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

Rapid PCR Thermocycling using Microscale Thermal Convection

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable concentration level. But the design of conventional PCR thermocycling hardware, predominantly based on massive metal heating blocks whose temperature is regulated by thermoelectric heaters, severely limits the achievable reaction speed1. Considerable electrical power is also required to repeatedly heat and cool the reagent mixture, limiting the ability to deploy these instruments in a portable format.
Thermal convection has emerged as a promising alternative thermocycling approach that has the potential to overcome these limitations2-9. Convective flows are an everyday occurrence in a diverse array of settings ranging from the Earth's atmosphere, oceans, and interior, to decorative and colorful lava lamps. Fluid motion is initiated in the same way in each case: a buoyancy driven instability arises when a confined volume of fluid is subjected to a spatial temperature gradient. These same phenomena offer an attractive way to perform PCR thermocycling. By applying a static temperature gradient across an appropriately designed reactor geometry, a continuous circulatory flow can be established that will repeatedly transport PCR reagents through temperature zones associated with the denaturing, annealing, and extension stages of the reaction (Figure 1). Thermocycling can therefore be actuated in a pseudo-isothermal manner by simply holding two opposing surfaces at fixed temperatures, completely eliminating the need to repeatedly heat and cool the instrument.
One of the main challenges facing design of convective thermocyclers is the need to precisely control the spatial velocity and temperature distributions within the reactor to ensure that the reagents sequentially occupy the correct temperature zones for a sufficient period of time10,11. Here we describe results of our efforts to probe the full 3-D velocity and temperature distributions in microscale convective thermocyclers12. Unexpectedly, we have discovered a subset of complex flow trajectories that are highly favorable for PCR due to a synergistic combination of (1) continuous exchange among flow paths that provides an enhanced opportunity for reagents to sample the full range of optimal temperature profiles, and (2) increased time spent within the extension temperature zone the rate limiting step of PCR. Extremely rapid DNA amplification times (under 10 min) are achievable in reactors designed to generate these flows.

We describe a novel method to perform DNA replication via the polymerase chain reaction (PCR). Thermal convection is harnessed to continuously shuttle reagents between denaturing, annealing, and extension conditions by maintaining opposing surfaces of the reactor at constant temperature. This inherently simple design promises to make rapid PCR more accessible.

Rapide par PCR en utilisant thermocyclage Microscale convection thermique

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable ...

Preparation of Quality Inositol Pyrophosphates

Myo-inositol is present in nature either unmodified or in more complex phosphorylated derivates. Of the latest, the two most abundant in eukaryotic cells are inositol pentakisphosphate (IP5) and inositol hexakisphosphate (phytic acid or IP6). IP5 and IP6 are the precursors of inositol pyrophosphate molecules that contain one or more pyrophosphate bonds1. Phosphorylation of IP6 generates diphoshoinositolpentakisphosphate (IP7 or PP-IP5) and bisdiphoshoinositoltetrakisphosphate (IP8 or (PP)2-IP4). Inositol pyrophosphates have been isolated from all eukaryotic organisms so far studied. In addition, the two distinct classes of enzymes responsible for inositol pyrophosphate synthesis are highly conserved throughout evolution2-4.
The IP6 kinases (IP6Ks) posses an enormous catalytic flexibility, converting IP5 and IP6 to PP-IP4 and IP7 respectively and subsequently, by using these products as substrates, promote the generation of more complex molecules5,6. Recently, a second class of pyrophosphate generating enzymes was identified in the form of the yeast protein VIP1 (also referred as PP-IP5K), which is able to convert IP6 to IP7 and IP87,8.
Inositol pyrophosphates regulate many disparate cellular processes such as insulin secretion9, telomere length10,11, chemotaxis12, vesicular trafficking13, phosphate homeostasis14 and HIV-1 gag release15. Two mechanisms of actions have been proposed for this class of molecules. They can affect cellular function by allosterically interacting with specific proteins like AKT16. Alternatively, the pyrophosphate group can donate a phosphate to pre-phosphorylated proteins17. The enormous potential of this research field is hampered by the absence of a commercial source of inositol pyrophosphates, which is preventing many scientists from studying these molecules and this new post-translational modification. The methods currently available to isolate inositol pyrophosphates require sophisticated chromatographic apparatus18,19. These procedures use acidic conditions that might lead to inositol pyrophosphate degradation20 and thus to poor recovery. Furthermore, the cumbersome post-column desalting procedures restrict their use to specialized laboratories.
In this study we describe an undemanding method for the generation, isolation and purification of the products of the IP6-kinase and PP-IP5-kinases reactions. This method was possible by the ability of polyacrylamide gel electrophoresis (PAGE) to resolve highly phosphorylated inositol polyphosphates20. Following IP6K1 and PP-IP5K enzymatic reactions using IP6 as the substrate, PAGE was used to separate the generated inositol pyrophosphates that were subsequently eluted in water.

Inositol pyrophosphates play an important role in human pathologies such cancer, diabetes and obesity; however, the exact mechanism of action is a matter of dispute. The lack of commercially available inositol pyrophosphates renders detailed studies problematic. Here we describe a simple protocol to produce and isolate milligrams of inositol pyrophosphates.

Préparation de la qualité de pyrophosphates inositol

Myo-inositol is present in nature either unmodified or in more complex phosphorylated derivates. Of the latest, the two most abundant in eukaryotic cells ...

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well when a small number of genes are targeted for knockdown, large scale feeding screens show variable knockdown efficiencies, which limits their utility. We have deconstructed previously published RNAi knockdown protocols and found that the primary source of the reduced knockdown can be attributed to the loss of dsRNA-encoding plasmids from the bacteria fed to the animals. Based on these observations, we have developed a dsRNA feeding protocol that greatly reduces or eliminates plasmid loss to achieve efficient, high throughput knockdown. We demonstrate that this protocol will produce robust, reproducible knock down of C. elegans genes in multiple tissue types, including neurons, and will permit efficient knockdown in large scale screens. This protocol uses a commercially available dsRNA feeding library and describes all steps needed to duplicate the library and perform dsRNA screens. The protocol does not require the use of any sophisticated equipment, and can therefore be performed by any C. elegans lab.

Large-scale Gene Knockdown in C. elegans Using dsRNA Feeding Libraries to Generate Robust Loss-of-function Phenotypes

While dsRNA feeding in C. elegans is a powerful tool to assess gene function, current protocols for large scale feeding screens result in variable knockdown efficiencies. We describe an improved protocol for performing large scale RNAi feeding screens that results in highly efficacious and reproducible knockdown of gene expression.

À grande échelle Gene Knockdown dans<em&gt; C. elegans</em&gt; Utilisation ARNdb alimentation bibliothèques pour générer des phénotypes robustes perte de fonction

RNA interference by feeding worms bacteria expressing dsRNAs has been a useful tool to assess gene function in C. elegans. While this strategy works well ...

Quantitative Immunofluorescence Assay to Measure the Variation in Protein Levels at Centrosomes

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to facilitate sensory functions in cells. The level of a protein may be regulated differently at centrosomes than at other .cellular locations, and the variation in the centrosomal level of several proteins at different points of the cell cycle appears to be crucial for the proper regulation of centriole assembly. We developed a quantitative fluorescence microscopy assay that measures relative changes in the level of a protein at centrosomes in fixed cells from different samples, such as at different phases of the cell cycle or after treatment with various reagents. The principle of this assay lies in measuring the background corrected fluorescent intensity corresponding to a protein at a small region, and normalize that measurement against the same for another protein that does not vary under the chosen experimental condition. Utilizing this assay in combination with BrdU pulse and chase strategy to study unperturbed cell cycles, we have quantitatively validated our recent observation that the centrosomal pool of VDAC3 is regulated at centrosomes during the cell cycle, likely by proteasome-mediated degradation specifically at centrosomes.

Here, a novel quantitative fluorescence assay is developed to measure changes in the level of a protein specifically at centrosomes by normalizing that protein&#8217;s fluorescence intensity to that of an appropriate internal standard.

Immunofluorescence quantitative pour mesurer la variation des taux de protéines au centrosomes

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to ...

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

Microtubule (MT) plus-end-tracking proteins (+TIPs) localize to the growing plus-ends of MTs and regulate MT dynamics1,2. One of the most well-known and widely-utilized +TIPs for analyzing MT dynamics is the End-Binding protein, EB1, which binds all growing MT plus-ends, and thus, is a marker for MT polymerization1. Many studies of EB1 behavior within growth cones have used time-consuming and biased computer-assisted, hand-tracking methods to analyze individual MTs1-3. Our approach is to quantify global parameters of MT dynamics using the software package, plusTipTracker4, following the acquisition of high-resolution, live images of tagged EB1 in cultured embryonic growth cones5. This software is a MATLAB-based, open-source, user-friendly package that combines automated detection, tracking, visualization, and analysis for movies of fluorescently-labeled +TIPs. Here, we present the protocol for using plusTipTracker for the analysis of fluorescently-labeled +TIP comets in cultured Xenopus laevis growth cones. However, this software can also be used to characterize MT dynamics in various cell types6-8.

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

The MATLAB-based, open source software package, plusTipTracker, can be used to analyze image series of fluorescently-labeled +TIPs to quantify microtubule dynamics.

Utilisation plusTipTracker Software mesurer microtubules Dynamics<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Cônes de croissance

Microtubule (MT) plus-end-tracking proteins (+TIPs) localize to the growing plus-ends of MTs and regulate MT dynamics1,2. One of the most well-known and ...

A New Technique for Quantitative Analysis of Hair Loss in Mice Using Grayscale Analysis

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including male-pattern hair loss, polycystic ovarian syndrome, and alopecia areata. Alopecia can also occur as a side effect of chemotherapy in cancer patients. In this study, our goal was to develop a consistent and reliable method to quantify hair loss in mice, which will allow investigators to accurately assess and compare new therapeutic approaches for these various forms of alopecia. The method utilizes a standard gel imager to obtain and process images of mice, measuring the light absorption, which occurs in rough proportion to the amount of black (or gray) hair on the mouse. Data that has been quantified in this fashion can then be analyzed using standard statistical techniques (i.e., ANOVA, T-test). This methodology was tested in mouse models of chemotherapy-induced alopecia, alopecia areata and alopecia from waxing. In this report, the detailed protocol is presented for performing these measurements, including validation data from C57BL/6 and C3H/HeJ strains of mice. This new technique offers a number of advantages, including relative simplicity of application, reliance on equipment which is readily available in most research laboratories, and applying an objective, quantitative assessment which is more robust than subjective evaluations. Improvements in quantification of hair growth in mice will improve study of alopecia models and facilitate evaluation of promising new therapies in preclinical studies.

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including as a side-effect of chemotherapy. We have developed a method to quantify hair loss in mice, utilizing a standard gel imager to perform a grayscale analysis, to facilitate study of promising new alopecia therapies.

Une nouvelle technique pour l&#39;analyse quantitative de la perte de cheveux chez la souris Utilisation de l&#39;analyse des niveaux de gris

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including male-pattern hair loss, polycystic ovarian syndrome, and ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

L&#39;utilisation des dispositifs microfluidiques pour mesurer et cellulaire Lifespan dans Phenotypes simples cellules de levure de bourgeonnement

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...

Tethered Bilayer Lipid Membranes to Monitor Heat Transfer between Gold Nanoparticles and Lipid Membranes

Here we report a protocol to investigate the heat transfer between irradiated gold nanoparticles (GNPs) and bilayer lipid membranes by electrochemistry using tethered bilayer lipid membranes (tBLMs) assembled on gold electrodes. Irradiated modified GNPs, such as streptavidin-conjugated GNPs, are embedded in tBLMs containing target molecules, such as biotin. By using this approach, the heat transfer processes between irradiated GNPs and model bilayer lipid membrane with entities of interest are mediated by a horizontally focused laser beam. The thermal predictive computational model is used to confirm the electrochemically induced conductance changes in the tBLMs. Under the specific conditions used, detecting heat pulses required specific attachment of the gold nanoparticles to the membrane surface, while unbound gold nanoparticles failed to elicit a measurable response. This technique serves as a powerful detection biosensor which can be directly utilized for the design and development of strategies for thermal therapies that permits optimization of the laser parameters, particle size, particle coatings and composition.

This work outlines a protocol to achieve dynamic, non-invasive monitoring of heat transfer from laser-irradiated gold nanoparticles to tBLMs. The system combines impedance spectroscopy for the real-time measurement of conductance changes across the tBLMs, with a horizontally focused laser beam that drives gold nanoparticle illumination, for heat production.

Membranes lipidiques bicouches attachées pour surveiller le transfert de chaleur entre les nanoparticules d’or et les membranes lipidiques

Here we report a protocol to investigate the heat transfer between irradiated gold nanoparticles (GNPs) and bilayer lipid membranes by electrochemistry ...