Cette méthode peut être utilisée pour reproduire les événements inflammatoires qui se produisent dans la pancréatite biliaire aiguë. Il est possible d’étudier les changements dans le tissu pancréatique à ses débuts, ce qui n’est généralement pas possible en clinique. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est rapide et facile à reproduire pour un chercheur qualifié, et qu’elle offre des résultats similaires à la pancréatite aiguë chez l’homme.
La méthode peut être utilisée pour étudier les réponses immunitaires pharmacologiques des molécules de médicaments et d’autres interventions thérapeutiques, car elle permet l’étude des cellules à médiation inflammatoire dans le pancréas et les organes adjacents. Lors de la tentative de ce protocole, la localisation des organes et l’établissement de la région de canulation sont cruciaux. Mémorisez l’emplacement des organes et exercez d’abord l’application d’injection à l’aide d’une solution colorée telle que le bleu de méthylène.
Après avoir vérifié la profondeur de l’anesthésie avec un pincement des orteils, nettoyez la région abdominale d’une souris anesthésiée avec une solution d’iode à 5% de povidone. À l’aide d’une tondeuse, enlevez les poils entre la poitrine et le bas-ventre et nettoyez une zone chirurgicale d’environ deux centimètres carrés avec 70% d’alcool. Immobilisez l’animal sur la planche chirurgicale et utilisez des ciseaux pour couper cinq millimètres de la peau horizontalement sur la partie supérieure de l’abdomen et un centimètre en dessous du processus xiphoïde.
Répétez la coupure sur le péritoine pour effectuer la laparotomie avec une exposition minimale de la cavité. À l’aide d’un rétracteur, tirez le foie vers la tête à environ un centimètre de l’intestin et localisez la région du pancréas et du duodénum. À l’aide d’une pince, soulevez le foie vers la tête de l’animal.
En tirant doucement la partie de l’intestin grêle, fixez les deux extrémités latérales avec une suture en polypropylène 6-0 pour une meilleure vue de la partie distale du canal biliaire commun. À l’aide d’un clip de micro-vaisseau, obstruer temporairement le canal biliaire commun proximal. Exposez l’organe hors de la cavité abdominale.
Ensuite, faites une occlusion temporaire du canal biliaire commun distal avec un 8-0 suture. Pour accéder au canal biliaire commun, perforez la région périampullaire, qui apparaît comme une partie blanchâtre de la paroi de l’intestin grêle. Avec une aiguille de 0,4 millimètre reliée à un tube en polyéthylène de 0,54 millimètre, démarrez la pompe à perfusion pour une perfusion de solution de taurocholate de sodium à 2,5% à une vitesse constante de 10 microlitres pour 10 grammes de poids corporel pendant trois minutes.
Après la perfusion, retirez le clip du micro-vaisseau, le 8-0 temporaire suture, et l’aiguille d’injection du canal biliaire pancréatique. Suturez l’abdomen avec une suture en polypropylène monofilament non absorbant 6-0. Le temps entre la laparotomie et la suture terminale ne doit pas dépasser 30 minutes.
Après la chirurgie, hébergez les animaux dans des boîtes en polyéthylène bordées de copeaux de bois et d’eau et de nourriture ad libitum. Tenez doucement l’animal avec la peau tirée vers l’arrière, favorisant une légère saillie du globe oculaire, et positionnez l’animal avec l’œil tourné vers le haut. Instillez une goutte de pommade pour les yeux contenant un anesthésique local dans l’œil de l’animal.
Placez l’extrémité d’un tube capillaire dans le coin médian de l’œil et insérez-la doucement sous le globe oculaire à un angle d’environ 30 à 45 degrés. Faites pivoter le tube capillaire jusqu’à ce que le flux sanguin commence. Une fois la collecte terminée, assurez-vous de l’homéostasie en gardant les paupières fermées avec une légère compression.
Plus tard, à l’aide d’une aiguille de calibre 27, injectez quatre millilitres de PBS glacé dans la cavité péritonéale de la souris. Après l’injection, massez doucement le péritoine pendant 10 secondes pour éliminer les cellules adhérentes. À l’aide de ciseaux et de pinces à épiler, faites une petite coupe de 0,5 centimètre sur l’intérieur de la peau et la musculature pour exposer la cavité abdominale.
Insérez une pipette à bulbe dans le péritoine et collectez autant de liquide que possible, en prenant soin de ne pas aspirer le tissu adipeux. Collectez une partie du pancréas de la région de la tête pour un traitement ultérieur. Déposez le liquide collecté dans des tubes conservés sur de la glace.
Ensuite, centrifugez le liquide péritonéal à 250 fois G pendant cinq minutes et stockez le surnageant pour le dosage de l’interleukine-6. Pour obtenir du sérum, centrifuger les échantillons de sang prélevés à 700 fois G pendant 15 minutes et stocker le surnageant pour le dosage de l’amylase et de l’interleukine-6. L’analyse du tissu pancréatique 12 heures après l’induction de la pancréatite aiguë a montré une inflammation intense dans l’organe affecté par rapport aux échantillons de tissus du groupe simulé.
Des résultats similaires ont été représentés par un examen histologique après coloration à l’hématoxyline éosine d’échantillons de tissus provenant de simulacre et d’APTA. L’analyse du sérum sanguin a présenté une augmentation significative de la concentration sérique d’amylase et d’interleukine-6 dans le groupe AP par rapport au groupe simulé. Dans le même temps, la concentration d’interleukine-6 était significativement plus élevée dans le liquide de la cavité péritonéale dans le groupe AP.
La gravité de la pancréatite dans ce modèle dépend proportionnellement de la concentration, du volume et de la pression de la perfusion et du moment de l’induction de la pancréatite aiguë. Avec l’aide de cette technique, les effets du lavage péritonéal continu sur la pancréatite aiguë sévère peuvent être étudiés.
