Ce projet a reçu un financement du programme Horizon 2020 de l’Union européenne (H2020) dans le cadre de la convention de subvention n° 720952 (ACEnano). Les auteurs tiennent à remercier Sigrid Benemann pour les mesures SEM, Markus Schneider pour les mesures ToF-SIMS et PCA, et Philipp Reichardt pour l’aide au tournage.

ATTENTION : Les propriétés toxicologiques des nanoparticules sont toujours à l’étude; en raison de leur taille, ils peuvent présenter des dangers uniques chez l’homme ainsi que dans l’environnement, même lorsqu’ils sont constitués de matières intrinsèquement non dangereuses. Avant d’entreprendre tout travail avec des nanoparticules, une évaluation appropriée des risques doit être effectuée et des contrôles techniques appropriés, des procédures de laboratoire et des EPI (équipements de protection individuelle) doivent être mis en place, en fonction du niveau de danger des matériaux à étudier29,30,31,32.
1. Préparation des plaquettes de Si
REMARQUE: Ces étapes sont nécessaires pour éliminer la contamination indésirable (organique) et augmenter la mouillabilité de la surface. Tous les solvants utilisés doivent être au moins de qualité ACS. Un bain de sonication standard (35 kH et 120 Watts) convient.
<ol><li>Nettoyage chimique humide des plaquettes de Si<ol>
<li>Mettez la plaquette de Si dans un bécher avec de l’isopropanol et de l’ultrasonate pendant 5 min.</li>
		<li>Transférer la plaquette de Si dans un bécher avec une solution de nettoyage de verre alcalin et ultrasoner pendant 10 min.</li>
		<li>Mettez la plaquette dans un bécher avec de l’eau ultrapure. Changez l’eau 10 fois en versant l’eau et en remplissant le bécher; les plaquettes de Si resteront au fond en raison de l’effet capillaire.</li>
		<li>Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre. REMARQUE: Le séchage avec du N2 empêche la formation de « grains de café » et d’autres artefacts dus au séchage à l’eau.</li>
		<li>Mettez la plaquette dans un deuxième bécher avec de l’isopropanol et des ultrasons pendant 10 min.</li>
		<li>Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre.</li>
		<li>Mettez la plaquette dans un bécher avec de l’éthanol et des ultrasons pendant 10 min.</li>
		<li>Sécher la plaquette avec du gaz N2 propre. Le protocole peut être mis en pause ici.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nettoyage au plasma ou UV/ozone des plaquettes de silicium<ol>
<li>Introduisez la plaquette de Si dans le plasma ou le nettoyant UV/ozone et allumez-la pendant 30 min. REMARQUE: Les plaquettes doivent être nettoyées au plasma ou aux UV / ozone immédiatement avant utilisation.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Dépôt de nanoparticules de la suspension
REMARQUE: La voie d’exposition la plus courante pour les nanoparticules est par inhalation. Travailler avec des suspensions peut minimiser les risques d’exposition.
<ol><li>Préparation de suspension de nanoparticules à partir de poudre REMARQUE: Toutes les quantités décrites ici sont des exemples. La méthode doit être optimisée pour les nanoparticules particulières utilisées dans chaque cas.<ol>
<li>Peser avec précision 15 mg de poudre de nanoparticules (± 10%) dans un tube de 10 mL.</li>
		<li>Peser avec précision dans environ 8 mL d’eau ultrapure.</li>
		<li>Fermez le tube, emballez dans un tube de centrifugeuse de 50 mL avec une serviette en papier et placez-le dans le vortexeur à 3 000 tr/min pendant 15 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coulée goutte à goutte de nanoparticules électriquement conductrices à partir d’une suspension aqueuse<ol>
<li>Placez la plaquette dans le nettoyant UV/ozone pendant 30 min.</li>
		<li>Placez la plaquette dans la moitié du porte-plaquette et placez une goutte de 3 μL de suspension de nanoparticules au centre de l’anneau.</li>
		<li>Montez un joint torique Viton de 6,07 mm de diamètre sur la plaquette autour de la gouttelette. Veillez à ce que l’anneau ne touche pas la gouttelette.</li>
		<li>Placez la plaquette dans un dessiccateur sous vide sous un vide de 4 mbar pendant 15 min pour sécher la plaquette.</li>
		<li>Retirez la plaquette du dessiccateur et examinez à l’aide de la microscopie optique et de XPS pour déterminer que la couche de particules est homogène et fermée. Répétez les étapes 2.2.1 et 2.2.2 jusqu’à ce que l’analyse montre une couche fermée et homogène. Le protocole peut être mis en pause ici.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Spin-coating de nanoparticules électriquement non conductrices à partir d’une suspension aqueuse<ol>
<li>Placez la plaquette dans le nettoyant UV/ozone pendant 30 min. REMARQUE: En enfonçant des suspensions de différentes concentrations en utilisant le même protocole, différents niveaux de couverture de surface peuvent être atteints.</li>
		<li>Programmez le spin-coater. Un exemple de programme approprié est le suivant : étape 1 : rampe de 500 tr/min/s à 1 000 tr/min (5 s) ; étape 2 : rampe de 1 000 tr/min à 2 000 tr/min (3 min) ; étape 3 : décélération à 2 000 tr/min à 0 tr/min.</li>
		<li>Insérez la plaquette dans le spin-coater et allumez le vide pour la fixation.</li>
		<li>Déposez 80 μL de la suspension sur la plaquette et démarrez le programme.</li>
		<li>Retirez la plaquette du spin-coater.</li>
		<li>Conservez l’échantillon dans un nouveau bac à plaquettes propre. Le protocole peut être mis en pause ici.</li>
		<li>Analysez l’échantillon à l’aide du MEB pour confirmer la couverture sans espace du substrat.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Dépôt de nanoparticules à partir de poudre
<ol><li>Dépôt de nanoparticules sur des rubans adhésifs double face (« stick and go »)<ol>
<li>Fixez l’adhésif double face au porte-échantillon et retirez la doublure.</li>
		<li>Prenez une pointe de spatule de la poudre de nanoparticules et trempez-la sur l’adhésif.</li>
		<li>Étalez l’échantillon sur l’adhésif et appuyez sur l’adhésif avec la spatule, jusqu’à ce que la plus grande partie possible de la poudre soit collée.</li>
		<li>Vérifiez que la poudre est fixée sur le robinet en inversant et en tapotant le porte-échantillon et en soufflant un jet de gaz (p. ex. azote) à travers celui-ci. Le protocole peut être mis en pause ici. REMARQUE: Alternativement, une petite quantité de poudre peut être placée sur une surface nettoyée (feuille d’alu ou lame de verre) et pressée par le haut avec l’adhésif et le porte-échantillon double face.</li>
		<li>Placez une pointe de spatule de la poudre sur la surface nettoyée. Appuyez sur le porte-échantillon avec l’adhésif sur la poudre par le haut.</li>
		<li>Vérifiez que la poudre est fixée sur le robinet en inversant et en tapotant le porte-échantillon et en soufflant un jet de gaz (p. ex. azote) à travers celui-ci. Le protocole peut être mis en pause ici.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation de granulés de poudre pressée
	<ol>
<li>Nettoyez soigneusement toutes les parties de la matrice à granulés, en prenant soin de ne pas rayer la surface polie.</li>
		<li>Inverser la matrice à granulés et reposer sur une petite entretoise.</li>
		<li>Insérez le piston et une pastille d’acier inoxydable, avec le côté poli vers le haut, et tirez le piston jusqu’à ce qu’il y ait suffisamment d’espace pour remplir avec l’échantillon en poudre.</li>
		<li>Remplissez la matrice avec une petite quantité d’échantillon (1 grande pointe de spatule), puis insérez la deuxième pastille d’acier inoxydable avec le côté poli face à l’échantillon.</li>
		<li>Placez la base sur le corps et inversez soigneusement. Si un vide est souhaité et disponible, fixez la pompe à vide à la base de la matrice à granulés.</li>
		<li>Placez le dé dans une presse, en vous assurant qu’il est centré.</li>
		<li>Appliquez une charge légère (2 kN) pendant environ 20 s et relâchez.</li>
		<li>Appliquez une charge plus lourde (6 kN) pendant 2 min et relâchez.</li>
		<li>Une fois la charge libérée, relâchez la pompe à vide. REMARQUE: En raison des différentes propriétés matérielles de diverses nanoparticules, il peut être avantageux de préparer une série de granulés avec des charges et des temps de chargement différents pour déterminer les conditions optimales de pressage des granulés.</li>
		<li>Inversez la matrice, placez l’anneau d’extraction en position et placez une charge légère (jusqu’à 1 kN) entre le piston et l’anneau d’extraction.</li>
		<li>Retirez les pièces de la matrice de la presse et extrayez soigneusement la pastille d’échantillon avec une pince à épiler.</li>
		<li>Montez doucement l’échantillon sur une plaquette de Si nettoyée à l’aide d’un adhésif double face. Le protocole peut être mis en pause ici.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Cryofixation de suspensions de nanoparticules
<ol><li>Remplissez la chambre principale de l’appareil de congélation rapide avec de l’azote liquide.</li>
	<li>Remplissez la chambre de congélation rapide refroidie avec le cryogène (propane).</li>
	<li>Laissez l’appareil de congélation rapide refroidir à sa température de fonctionnement. REMARQUE: Le dispositif de congélation rapide nécessite un certain temps pour atteindre la température de fonctionnement avant la préparation de l’échantillon, donc un délai raisonnable (quelques heures) est nécessaire pour cryofixer les échantillons.</li>
	<li>Déposer 10–20 μL de suspension NP sur une plaquette de Si nettoyée avec une pipette.</li>
	<li>En tenant la plaquette Si avec une pince à épiler fixe, placez-la à l’intérieur du dispositif de congélation à piston.</li>
	<li>Déplacez la pince à épiler de fixation en position de plongée.</li>
	<li>Appuyez sur le bouton pour déposer l’échantillon à l’intérieur du cryogène.</li>
	<li>Attendez plusieurs secondes jusqu’à ce que l’échantillon soit complètement congelé.</li>
	<li>Transférez les échantillons congelés le plus rapidement possible dans un environnement refroidi.</li>
	<li>Placez l’échantillon cryofixé (plaquette Si) dans le porte-échantillon et transférez-le à l’intérieur de l’instrument. REMARQUE: Pour le transport, la glace carbonique est recommandée et le stockage d’échantillons à court terme est possible. Les échantillons peuvent être mesurés à l’état congelé avec un instrument refroidi ou avec les paramètres ToF-SIMS conventionnels après stabilisation par lyophilisation de l’échantillon.</li>
</ol>

Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents à divulguer.

Un certain nombre de méthodes ont été présentées pour la préparation de nanoparticules pour l’analyse de surface à l’aide de XPS et ToF-SIMS. Nous avons résumé les avantages et les inconvénients de ces méthodes, ainsi que les sources possibles d’erreur et d’adéquation pour différents matériaux, dans le tableau 2. Comme le montrent les résultats représentatifs, la préparation de nanoparticules peut fortement influencer le succès de l’analyse de surface résultante. En outre, toutes les méthodes ne conviennent pas à tous les types de particules en raison de facteurs tels que l’interférence du signal avec le substrat ou les matériaux de montage, les effets de charge dans les films épais non conducteurs, l’état des nanoparticules sous forme de poudre ou de suspension, les dommages potentiels aux couches externes sensibles, la destruction des structures biologiques et des informations sur l’agrégation et les interfaces, ou la vulnérabilité des instruments sensibles à vide ultra-poussé aux nanoparticules libres.
Étant donné que les mesures XPS et ToF-SIMS font la moyenne sur une zone plutôt que de mesurer des particules individuelles, il n’est possible d’obtenir des résultats reproductibles qu’à partir de couches homogènes; l’agrégation ou l’agglomération des particules sur le substrat doit donc être évitée. De plus, des couches trop épaisses de matériaux non conducteurs provoquent des effets de charge pendant l’analyse, ce qui peut entraîner des artefacts indésirables dans les spectres, en particulier une charge partielle qui ne peut pas être compensée par un pistolet à inondation. D’autre part, les films incomplets montrent des signaux forts provenant du substrat ou des matériaux de montage (par exemple, les adhésifs), qui peuvent interférer avec les pics sensibles de la surface des particules. L’épaisseur idéale du film dépend du matériau et doit être déterminée expérimentalement par l’analyse de films de différentes épaisseurs. En particulier, les échantillons préparés à l’aide d’un revêtement de spin doivent être analysés avec sem pour assurer l’exhaustivité du revêtement.
Travailler avec des suspensions de NP présente moins de risques d’exposition et d’exigences de sécurité que de travailler avec des poudres de NP. La coulée par goutte est une méthode relativement simple avec de faibles exigences d’équipement et est particulièrement adaptée aux nanoparticules conductrices en suspension où l’épaisseur du film n’est pas un problème. Alors que les échantillons peuvent facilement être séchés dans des conditions atmosphériques, le dessiccateur sous vide sert à réduire le temps de séchage des gouttelettes et à protéger les plaquettes de la contamination. L’anneau Viton est utilisé pour modifier les schémas d’évaporation de la gouttelette et ainsi minimiser la formation d’anneaux de café. Les schémas d’évaporation peuvent également être influencés par la variation de l’hydrophilie du substrat à l’aide de protocoles de nettoyage ou par l’application de revêtements alternatifs51,52, par évaporation dans des atmosphères de solvants53, ou même par le chauffage du substrat54. Le spin-coating est recommandé pour les suspensions de nanoparticules non conductrices en suspension car il est capable de générer une couche de particules homogène suffisamment fine pour éviter les effets de charge, mais suffisamment épaisse pour empêcher le substrat Si de contribuer aux spectres XPS et ToF-SIMS. Pour chaque système NP et concentration individuels, les paramètres de la centrifugeuse et du spin-coating doivent être optimisés, mais peuvent ensuite être reproduits de manière très fiable, même sur différents instruments. Étant donné que la goutte enduite de spin se trouve toujours au milieu de la plaquette, le rayon de rotation n’est pas pertinent et l’unité « tours par minute » (tr/min) peut être utilisée. La suspension pourrait également être déposée sur la plaquette après le démarrage du programme; cependant, cela nécessiterait des paramètres de spin-coating différents et une plus grande quantité de suspension pour obtenir un revêtement plus épais.
En raison de leur taille extrêmement petite, les nanoparticules peuvent se détacher du substrat et se déplacer librement à l’intérieur de la chambre à ultravide lorsqu’elles sont impactées par un faisceau d’ions ou de rayons X. C’est un problème particulier pour les échantillons préparés avec de la poudre. Dans certains cas, les nanoparticules peuvent pénétrer dans les composants sensibles de l’instrument nécessitant une maintenance coûteuse et longue. En raison de la tension d’accélération appliquée, le risque d’endommager les pièces sensibles est plus grand avec ToF-SIMS qu’avec XPS. Les échantillons en poudre, en particulier ceux préparés à l’aide de la méthode « stick and go », doivent être soigneusement vérifiés pour s’assurer que les poudres sont fixées de manière suffisamment sûre, en particulier pour l’analyse ToF-SIMS. Cela peut être confirmé, par exemple, en tenant l’échantillon à l’envers et en soufflant un flux de gaz (par exemple, N2) à travers lui. Avant l’analyse, les échantillons peuvent également être laissés pendant la nuit dans le sas ou une autre chambre d’entrée initiale de l’instrument, où un vide stable peut indiquer qu’il n’y a pas de particules lâches de l’échantillon. Cependant, les nanoparticules préparées sous forme de pastilles peuvent même être pulvérisées (à de faibles tensions d’accélération) sans endommager l’instrument; cette méthode permet d’éliminer les contaminants, en particulier les hydrocarbures, introduits par la presse et peut également permettre l’analyse en vrac des particules.
La préparation des poudres np dans le talon du porte-échantillon permet la préparation d’échantillons avec une géométrie définie et une surface macroscopiquement plane. Les points critiques sont la propreté de l’outil pour presser l’échantillon et l’utilisation d’une basse pression pour éviter les changements dans la surface des nanoparticules dus à cette procédure. Il présente les inconvénients d’avoir besoin d’une quantité relativement élevée de matériau et de problèmes potentiels de perte de matériau dans les instruments à vide poussé. Nous ne recommandons pas cette méthode pour l’analyse ToF-SIMS, car les particules ne sont pas comprimées ou sécurisées de quelque manière que ce soit.
En ce qui concerne le matériau NP, la première considération pour la préparation des échantillons est l’élimination ou la minimisation des interférences entre les NP et les substrats de matériaux similaires; par exemple, les plaquettes de Si sont un substrat inapproprié pour l’analyse des NP de SiO2 à l’aide de XPS et de ToF-SIMS, même avec une couverture d’échantillon suffisante. Les nanoparticules métalliques ou inorganiques peuvent être facilement analysées sous forme de poudre sur un adhésif (en supposant qu’elles ne contiennent pas de couches organiques ou de revêtements) en raison de l’absence d’interférence de signal entre les nanoparticules et l’adhésif double face, une méthode de préparation qui ne serait pas adaptée aux NP polymères. Les nanoparticules métalliques ont plus de flexibilité en termes d’épaisseur de film possible utilisée en raison de l’absence d’effets de charge, et peut être coulé avec relativement peu d’équipement; cependant, ils sont susceptibles de contenir de grandes quantités d’impuretés et de stabilisants de leur synthèse, qui doivent être soigneusement éliminés sans endommager les particules. Les nanoparticules polymères peuvent être plus facilement endommagées par le pressage de la matrice, mais peuvent également se maintenir plus facilement ensemble dans la pastille, en fonction des pressions utilisées. Les granulés ou les revêtements organiques souples sur la surface du NP peuvent également être sensibles aux dommages. Le dépôt direct de la solution peut endommager les revêtements sensibles par la suspension ou le processus de séchage, mais il est avantageux pour l’analyse des NP déjà présents en suspension. La cryofixation est une méthode appropriée pour l’analyse de structures chimiques, de surfaces ou d’interfaces en suspension qui seraient endommagées ou détruites par diverses autres techniques de préparation d’échantillons, mais nécessite un cryoéquipement spécialisé pour XPS et ToF-SIMS46'47.
Bien que cet article décrive plusieurs méthodes exemplaires qui peuvent être utilisées pour la préparation des échantillons, dans tous les cas, la méthode doit être optimisée et validée à l’aide de méthodes analytiques alternatives. Un aperçu détaillé de l’influence des différents facteurs a récemment été publié22. Outre le développement et la validation de méthodes de préparation appropriées, la documentation de ces étapes est également d’une importance capitale40. Cette publication présente quelques méthodes faciles à manipuler et constitue un guide pour modifier ou développer de nouvelles méthodes en fonction des exigences de la tâche spécifique.

Les nanomatériaux sont définis comme des matériaux ayant une dimension externe comprise entre 1 nm et 100 nm ou ayant une structure interne ou de surface à cette échelle1. En raison des propriétés uniques découlant de leur petite échelle et de leur grande surface correspondante (entre autres facteurs), ils trouvent une utilisation croissante dans une grande variété de domaines, notamment l’agriculture, la chimie, la construction automobile, les cosmétiques, l’environnement, la médecine, l’impression, l’énergie et les textiles. Cette utilisation accrue signifie que l’homme et l’environnement seront exposés, à une échelle jusqu’ici inconnue, à ces matériaux dont les propriétés toxicologiques ne sont pas encore entièrement connues et dont la taille permet leur intégration facile dans les systèmes biologiques ou environnementaux2.
Après les propriétés fondamentales de la surface et de la distribution taille/taille des particules, la chimie de surface et les revêtements ont été identifiés comme la propriété la plus cruciale des nanomatériaux3; les particules plus petites ont une surface plus élevée par unité de masse, et donc un rapport plus élevé entre la surface et les atomes en vrac. En effet, pour les nanoparticules de taille 1 nm, plus de 70% des atomes peuvent être trouvés aux coins ou aux bords; cela influence fortement les propriétés de surface telles que la chimisorption qui dépend fortement de la morphologie de surface à l’échelle atomique4. La réglementation relative aux nanomatériaux exige des données précises sur les propriétés physicochimiques et des estimations fiables des propriétés toxicologiques de ces matériaux. Afin d’estimer efficacement les propriétés toxicologiques à partir des propriétés physiques et chimiques des nanomatériaux, la communauté des nanomatériaux a besoin de procédures analytiques fiables, normalisées et vérifiées. Des projets tels que ACEnano5 visent à collecter et à corréler des données physiques précises et vérifiables à partir de nanoparticules dans un cadre permettant une meilleure réglementation et caractérisation des nanomatériaux. Cette tendance vers des procédures analytiques standardisées a également été soutenue par les éditeurs d’ACS Nano, désireux de « consolider et de convenir de méthodes de caractérisation et de niveaux minimaux d’analyse des matériaux6 ». En outre, XPS et ToF-SIMS offrent de nouvelles possibilités pour élucider l’architecture des particules des nanoparticules noyau-enveloppe7,8.
La spectroscopie photoélectronique à rayons X (XPS) et la spectrométrie de masse ionique secondaire à temps de vol (ToF-SIMS), comparées dans le tableau 1, sont des méthodes bien établies pour l’étude des atomes de surface. Dans XPS, l’échantillon est irradié avec des rayons X ayant une énergie comprise entre 1 et 2 keV, provoquant l’émission d’électrons en raison de l’effet photoélectrique. Ces électrons émis, ayant une énergie cinétique dans la même gamme, sont corrélés à l’énergie de liaison des électrons dans le solide; l’apparition de photoélectrons à ces énergies de liaison définies et à ces intensités mesurables permet donc une analyse quantitative de la composition. Étant donné que la voie libre moyenne de ces photoélectrons est inférieure à 10 nm, XPS est une technique très sensible à la surface pour l’analyse quantitative. De plus, l’analyse détaillée des énergies de liaison dans les spectres hautement résolus permet la détermination quantitative des états de valence de ces électrons.
Dans ToF-SIMS, la surface est pulvérisée avec un faisceau d’ions focalisés (ions primaires), les ions éjectés du matériau (ions secondaires) étant collectés et analysés dans un spectromètre de masse à temps de vol. Le motif masse/charge obtenu permet de déterminer la composition élémentaire, isotopique ou moléculaire. En raison de la voie libre moyenne des ions secondaires, cette technique est également très sensible à la surface et a une profondeur d’information de 1–2 nm mais est au mieux semi-quantitative, en raison de l’effet de matrice par lequel la probabilité d’ionisation (et donc le rendement) des ions secondaires est fortement influencée par leur matrice environnante. ToF-SIMS peut être utilisé en mode statique ou dynamique; la différence entre les deux est le flux ionique primaire qui affecte la surface. Le SIMS statique maintient le flux d’ions primaires à un niveau qui a un impact (c.-à-d. des fragments) sur un maximum de 1 % à 10 % de la surface; la surface reste relativement intacte, ce qui permet d’analyser les couches atomiques supérieures de matériau. Étant donné que même les SIMS statiques causent une certaine destruction à la surface, ils sont considérés comme moins « non destructifs » des deux méthodes.
Ces techniques sensibles à la surface permettent d’analyser les premiers nanomètres du matériau, y compris les revêtements intentionnels ou non intentionnels, qui, pour les nanomatériaux, peuvent influencer de manière significative les propriétés du matériau. Des exemples de revêtements intentionnels sont les couches de recouvrement sur les points quantiques pour améliorer les rendements quantiques de photoluminescence et réduire la réactivité environnementale9, les revêtements d’alumine ou de silice pour la prévention de l’activité photocatalytique des nanoparticules de titane dans les écrans solaires10, la fonctionnalisation de surface pour permettre la bioconjugation et l’activité biologique ultérieure11, les revêtements pour les applications de diagnostic et d’administration de médicaments12 , et des revêtements fluorocarbonés sur des particules magnétiques pour les ferrofluides et les systèmes métalliques noyau-enveloppe afin d’améliorer les propriétés du catalyseur13. Les revêtements non intentionnels, tels que l’oxydation, la contamination de surface ou les couronnes protéiques dans les systèmes biologiques, ont une influence tout aussi forte sur les propriétés des nanoparticules et il est crucial que les procédures de préparation expérimentales garantissent que le revêtement et plus généralement la chimie de surface du nanomatériau ne sont pas détruits ou transformés. Il est également crucial d’évaluer les propriétés des nanoparticules car elles sont in situ, car leurs propriétés peuvent être radicalement modifiées par le changement2,14,15. En outre, la concentration de stabilisants dans la suspension de nanoparticules peut influencer considérablement l’analyse et l’intégrité structurelle des nanoparticules; la présence d’un stabilisateur peut entraîner de grands signaux indésirables (par exemple, C, H, O et Na) dans l’analyse, tandis que son élimination peut entraîner des dommages ou une agglomération des nanoparticules.
En raison de leur taille et de leur surface, les conditions de stockage des nanoparticules affectent également leur comportement, à la fois en tant que poudres / suspensions stockées et en tant qu’échantillons préparés. Divers essais ont montré l’effet de conditions de stockage sous-optimales, en particulier le stockage à température ambiante et l’exposition à la lumière, pour provoquer une dégradation des nanoparticules qui modifie les propriétés physiques, chimiques et/ou toxicologiques des particules14,15,16,17,18 . Il a été démontré que les nanoparticules plus petites s’oxydent plus rapidement que les nanoparticules plus grosses, les taux d’oxydation/dégradation dépendant des conditions de stockage15 ainsi que de la chimie de surface14. Il a été démontré que les effets de la dégradation des nanoparticules pendant le stockage affectent de manière significative les propriétés physicochimiques, y compris la toxicité14, tandis que la croissance oxydative peut se poursuivre vers l’intérieur au détriment du noyau15.
Le stockage et la préparation soigneux des nanomatériaux sont donc essentiels pour une analyse de surface précise, et tous les facteurs susceptibles d’influencer la surface de l’échantillon et/ou la qualité des mesures doivent être soigneusement pris en compte. Il convient de noter qu’en raison de la résolution spatiale relativement faible de XPS (dans la gamme μm) et ToF-SIMS (quelques centaines de nm), seul un petit sous-ensemble des nanoparticules peut être étudié; ces méthodes font la moyenne sur une zone et n’ont pas la capacité d’imager des particules individuelles comme c’est possible avec des techniques telles que la microscopie électronique. Pour cette raison, toute analyse nécessite le dépôt des nanoparticules dans une couche continue pour assurer l’absence d’interférence du substrat. La microscopie électronique et XPS/ToF-SIMS sont donc souvent utilisées ensemble comme méthodes complémentaires pour l’analyse des nanomatériaux.
Outre les changements dans la chimie de surface, les principaux défis pour la préparation d’échantillons de nanoparticules pour l’analyse XPS et ToF-SIMS sont de préparer une couche qui est: homogène, pour augmenter la reproductibilité; gapless, pour minimiser la contribution du substrat aux spectres; suffisamment mince pour éviter les effets de charge (pour les échantillons non conducteurs); et solidement fixé au substrat, pour éviter que des nanoparticules libres ne pénètrent et n’endommagent les instruments à vide ultra-poussé
Les nanoparticules peuvent être déposées sur le substrat à partir d’une suspension ou sous forme de poudre. Tout d’abord, nous discuterons des différentes méthodes de dépôt de nanoparticules à partir de la suspension. Les plaquettes de silicium sont un substrat couramment utilisé pour le dépôt en suspension, car elles sont relativement bon marché, facilement disponibles en tant que produit très pur composé de silicium pur ou dopé (le dopage évite les effets de charge), et pour la plupart des nanoparticules, les pics spectraux ne se chevauchent pas avec les pics typiques des nanoparticules. Ce dernier point est important; avant l’analyse, il convient de s’assurer que les pics du substrat sont bien séparés des pics attendus des nanoparticules, sinon l’interprétation des spectres est compliquée ou impossible et la couverture continue du substrat par les nanoparticules ne peut être vérifiée. Avant d’utiliser des plaquettes de silicium, une procédure de nettoyage approfondie (décrite dans cette publication) est nécessaire pour éliminer les contaminants (organiques) et augmenter la mouillabilité de la surface. D’autres substrats appropriés tels que des films d’or, du graphite pyrolytique hautement ordonné (HOPG) ou des feuilles d’indium ont été utilisés avec succès, mais une discussion sur leur préparation dépasse le cadre de ce travail19,20,21,22.
Deuxièmement, nous présentons des méthodes de dépôt de poudres de nanoparticules sur un substrat pour l’analyse XPS et ToF-SIMS et présentons les avantages et les inconvénients de chaque méthode, permettant aux chercheurs novices dans les techniques de trouver la méthode de préparation optimale pour leurs besoins. Troisièmement, nous discutons de la cryofixation, qui est une méthode de préparation appropriée pour conserver des caractéristiques telles que le comportement d’agglomération, la couronne organique, l’interface solide/aqueuse23,24 ou la distribution en milieu biologique25 des NP. La cryofixation, généralement la congélation rapide du matériau dans un cryogène refroidi à l’azote liquide et l’analyse à l’état congelé-hydraté, permet l’analyse et la visualisation de nanoparticules directement dans des matrices complexes. Cette procédure ne provoque pas la formation de cristaux de glace, mais forme de la glace amorphe qui maintient les membranes et les structures cellulaires et tissulaires dans leur état biologique natif, évitant les dommages causés par les processus de cristallisation de l’eau et permettant de maintenir la distribution chimique exacte de tous les métabolites cellulaires et composés membranaires cellulaires26,27,28 . Cette méthode de préparation peut être particulièrement intéressante pour présenter une carte chimique exacte de l’agglomérat ou de l’hétéroagglomrat de NP réel, visualiser l’espace chimique exact à proximité de la nanoparticule directement en suspension ou corréler soit les caractéristiques spécifiques du tissu cellulaire, soit les compartiments intracellulaires dans les agglomérats ou les hétéroagglomérats de NP.
Comme le montrent les résultats présentés dans ce travail, la procédure la plus appropriée dans un cas particulier dépend d’une variété de paramètres tels que l’hydrophilie, la stabilité, la conductivité, l’état (par exemple, la poudre ou la suspension) des nanoparticules et la question analytique en question (par exemple, la taille, les propriétés en vrac ou les revêtements de surface). Une variété de méthodes sont présentées ici qui peuvent être utilisées pour la préparation des NP pour l’analyse de surface, ainsi qu’une comparaison de leurs avantages et inconvénients.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>4-figure Laboratory balance</td>
			<td>Kern &#38; Sohn GmbH</td>
			<td>ADB200-4A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mm Pellet die</td>
			<td>Specac</td>
			<td>GS03060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alkali glass cleaning solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Hellmanex&#8482; III Z805939</td>
			<td>Special cleaning solution for cuvettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon adhesive tabs</td>
			<td>Plano</td>
			<td>&#34;Leit-Tabs&#34; G3347</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clean laboratory beakers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>e.g. 300 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryo-freezer</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>EMS-002 Cryo Workstation</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dialysis tube with fasteners</td>
			<td>Medicell Membranees Ltd</td>
			<td>DTV12000.06.30</td>
			<td>Molecular weight cut-off (MWCO) 12-14 kDa</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Die press</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>Capable of 2 kN force</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable syringe, 1 mL, Luer-slip</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7657545</td>
			<td>Any appropriate volume can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double-sided adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>Removable Repositionable Tape 665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry ice</td>
			<td>Linde AG</td>
			<td>ICEBITZZZ&#174;</td>
			<td>For short term storage/cooling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf transfer pipette and tips</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>various</td>
			<td>Check correct size for planned pipetting volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, ACS grade</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>1009832500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FFP2 or FFP3 mask</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>For working with nanoparticles from non-hazardous materials, when not in a fume hood or glove box</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol, ACS grade</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>1096342500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat, gloves and goggles</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>Centrifuge 5430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory fume hood</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>necessary for working with nanoparticles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory stirrer &#38; stirrer bar</td>
			<td>NeoLab</td>
			<td>D-6010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lint-free wipes</td>
			<td>Kimberley Clark Professional</td>
			<td>Kimtech Science Precision wipes</td>
			<td>Recommended for working with Si wafers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid Nitrogen</td>
			<td>Linde AG</td>
			<td>Stickstoff fl&#252;ssig 5.0</td>
			<td>Only for cooling of the cryogen.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtube/centrifuge tube 1,5 mL</td>
			<td>T.H. Geyer GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>Labsolute 7696751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen 5.0</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>99.999% purity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7 691 203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7 691 203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder sample holder</td>
			<td>BAM workshop</td>
			<td></td>
			<td>&#34;Home-made&#34; sample holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>769037</td>
			<td>The cryogen should be of highest possible purity.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sample vial or centrifuge tube 1 mL</td>
			<td>Greiner Bio-One GmbH</td>
			<td>Cellstar 188 261</td>
			<td>Should be capable of being fixed in the Vortexer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon wafers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>ideally 1cm2 pre-cut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin-coater</td>
			<td>SPS Europe</td>
			<td>SPIN150i-NPP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter 0,45 &#181;m</td>
			<td>Th Geyer</td>
			<td>Labsolute 7699803</td>
			<td>For smaller samples; larger versions exist for larger sample volumes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ToF-SIMS</td>
			<td>IONTOF GmbH</td>
			<td>ToF-SIMS IV or V, equipped with Bi LMIG and flood gun</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers for handling Si wafers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultrapure water</td>
			<td>TKA</td>
			<td>MicroPure 08.1202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonicator</td>
			<td>Bandelin</td>
			<td>Sonorex Super</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV/Ozone cleaner</td>
			<td>NanoBioAnalytics</td>
			<td>UVC-1014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum dessicator</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum pump (membrane/diaphragm)</td>
			<td>Vacuubrand GmbH</td>
			<td>Type MD-4T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viton O-ring 6.07 x 1.78 mm</td>
			<td>Betech GmbH</td>
			<td>2-010, FKM 80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortexer</td>
			<td>Heathrow Scientific</td>
			<td>Vortexer HS120212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Holder 25mm coin style</td>
			<td>Semiconductor Production Systems Europe</td>
			<td>eWB0091-ASSY-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XPS</td>
			<td>Kratos</td>
			<td>Kratos Axis Ultra DLD</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of nanoparticles for tof-sims and xps analysis

Les nanoparticules ont attiré de plus en plus d’attention ces dernières années en raison de leur potentiel et de leur application dans différents domaines, notamment la médecine, les cosmétiques, la chimie et leur potentiel à permettre des matériaux avancés. Pour comprendre et réguler efficacement les propriétés physico-chimiques et les effets indésirables potentiels des nanoparticules, des procédures de mesure validées pour les différentes propriétés des nanoparticules doivent être développées. Bien que des procédures de mesure de la taille et de la distribution granulométrique des nanoparticules soient déjà établies, des méthodes normalisées d’analyse de leur chimie de surface ne sont pas encore en place, bien que l’influence de la chimie de surface sur les propriétés des nanoparticules soit incontestée. En particulier, le stockage et la préparation des nanoparticules pour l’analyse de surface influencent fortement les résultats analytiques de diverses méthodes, et afin d’obtenir des résultats cohérents, la préparation des échantillons doit être à la fois optimisée et normalisée. Dans cette contribution, nous présentons, en détail, quelques procédures standard pour la préparation de nanoparticules pour l’analyse de surface. En principe, les nanoparticules peuvent être déposées sur un substrat approprié à partir d’une suspension ou d’une poudre. Les plaquettes de silicium (Si) sont couramment utilisées comme substrat, mais leur nettoyage est essentiel au processus. Pour la préparation des échantillons à partir de la suspension, nous discuterons de la coulée sous forme de goutte et du revêtement par essorage, où non seulement la propreté du substrat et la pureté de la suspension, mais aussi sa concentration jouent un rôle important dans le succès de la méthodologie de préparation. Pour les nanoparticules avec des coquilles ou des revêtements de ligand sensibles, le dépôt sous forme de poudres est plus approprié, bien que cette méthode nécessite un soin particulier dans la fixation de l’échantillon.

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Preparation of Nanoparticles for ToF-SIMS and XPS Analysis

Un certain nombre de procédures différentes pour la préparation des nanoparticules pour l’analyse de surface sont présentées (coulée de goutte, revêtement de spin, dépôt de poudres et cryofixation). Nous discutons des défis, des opportunités et des applications possibles de chaque méthode, en particulier en ce qui concerne les changements dans les propriétés de surface causés par les différentes méthodes de préparation.

Préparation de nanoparticules pour l’analyse ToF-SIMS et XPS

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, ...

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Research

JoVE Journal

Chemistry

7.7K vues.  Federal Institute for Material Research and Testing (BAM). Un certain nombre de procédures différentes pour la préparation des nanoparticules pour l’analyse de surface sont présentées (coulée de goutte, revêtement de spin, dépôt de poudres et cryofixation). Nous discutons des défis, des opportunités et des applications possibles de chaque méthode, en particulier en ce qui concerne les changements dans les propriétés de surface causés par les différentes méthodes de préparation.

Vidéo: Preparation of Nanoparticles for ToF-SIMS and XPS Analysis

Preparation of Silica Nanoparticles Through Microwave-assisted Acid-catalysis

Microwave-assisted synthetic techniques were used to quickly and reproducibly produce silica nanoparticle sols using an acid catalyst with nanoparticle diameters ranging from 30-250 nm by varying the reaction conditions. Through the selection of a microwave compatible solvent, silicic acid precursor, catalyst, and microwave irradiation time, these microwave-assisted methods were capable of overcoming the previously reported shortcomings associated with synthesis of silica nanoparticles using microwave reactors. The siloxane precursor was hydrolyzed using the acid catalyst, HCl. Acetone, a low-tan &#948; solvent, mediates the condensation reactions and has minimal interaction with the electromagnetic field. Condensation reactions begin when the silicic acid precursor couples with the microwave radiation, leading to silica nanoparticle sol formation. The silica nanoparticles were characterized by dynamic light scattering data and scanning electron microscopy, which show the materials&#39; morphology and size to be dependent on the reaction conditions. Microwave-assisted reactions produce silica nanoparticles with roughened textured surfaces that are atypical for silica sols produced by St&#246;ber&#39;s methods, which have smooth surfaces.

Silica nanoparticles were prepared using acid-catalysis of a siloxane precursor and microwave-assisted synthetic techniques resulting in the controlled growth of nanomaterials ranging from 30-250 nm in diameter. The growth dynamics can be controlled by varying the initial silicic acid concentration, time of the reaction, and temperature of reaction.

Préparation de nanoparticules de silice Grâce assistée par micro-ondes acide catalyse

Microwave-assisted synthetic techniques were used to quickly and reproducibly produce silica nanoparticle sols using an acid catalyst with nanoparticle ...

Recherche

Chimie

Isolation and Preparation of Bacterial Cell Walls for Compositional Analysis by Ultra Performance Liquid Chromatography

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the face of turgor pressures several atmospheres in magnitude. Across the diverse shapes and sizes of the bacterial kingdom, the cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by short peptides. Peptidoglycan&#8217;s central importance to bacterial physiology underlies its use as an antibiotic target and has motivated genetic, structural, and cell biological studies of how it is robustly assembled during growth and division. Nonetheless, extensive investigations are still required to fully characterize the key enzymatic activities in peptidoglycan synthesis and the chemical composition of bacterial cell walls. High Performance Liquid Chromatography (HPLC) is a powerful analytical method for quantifying differences in the chemical composition of the walls of bacteria grown under a variety of environmental and genetic conditions, but its throughput is often limited. Here, we present a straightforward procedure for the isolation and preparation of bacterial cell walls for biological analyses of peptidoglycan via HPLC and Ultra Performance Liquid Chromatography (UPLC), an extension of HPLC that utilizes pumps to deliver ultra-high pressures of up to 15,000 psi, compared with 6,000 psi for HPLC. In combination with the preparation of bacterial cell walls presented here, the low-volume sample injectors, detectors with high sampling rates, smaller sample volumes, and shorter run times of UPLC will enable high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition and fundamental bacterial cell biology in most biological laboratories with access to an ultracentrifuge and UPLC.

The bacterial cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by peptides. Ultra Performance Liquid Chromatography provides high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition. We present a procedure for the isolation of cell walls (sacculi) and their subsequent preparation for analysis via UPLC.

Isolement et préparation de parois cellulaires bactériennes pour l’analyse de composition par chromatographie liquide ultra-performante

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the ...

Preparation and Characterization of SDF-1&#945;-Chitosan-Dextran Sulfate Nanoparticles

Chitosan (CS) and dextran sulfate (DS) are charged polysaccharides (glycans), which form polyelectrolyte complex-based nanoparticles when mixed under appropriate conditions. The glycan nanoparticles are useful carriers for protein factors, which facilitate the in vivo delivery of the proteins and sustain their retention in the targeted tissue. The glycan polyelectrolyte complexes are also ideal for protein delivery, as the incorporation is carried out in aqueous solution, which reduces the likelihood of inactivation of the proteins. Proteins with a heparin-binding site adhere to dextran sulfate readily, and are, in turn, stabilized by the binding. These particles are also less inflammatory and toxic when delivered in vivo. In the protocol described below, SDF-1&#945; (Stromal cell-derived factor-1&#945;), a stem cell homing factor, is first mixed and incubated with dextran sulfate. Chitosan is added to the mixture to form polyelectrolyte complexes, followed by zinc sulfate to stabilize the complexes with zinc bridges. The resultant SDF-1&#945;-DS-CS particles are measured for size (diameter) and surface charge (zeta potential). The amount of the incorporated SDF-1&#945; is determined, followed by measurements of its in vitro release rate and its chemotactic activity in a particle-bound form.

Preparation and Characterization of SDF-1&amp;#945;-Chitosan-Dextran Sulfate Nanoparticles

The objective of this protocol is to incorporate SDF-1&#945;, a stem cell homing factor, into dextran sulfate-chitosan nanoparticles. The resultant particles are measured for their size and zeta potential, as well as the content, activity, and in vitro release rate of SDF-1&#945; from the nanoparticles.

Préparation et caractérisation des SDF-1α-chitosane-Sulfate de Dextran nanoparticules

Chitosan (CS) and dextran sulfate (DS) are charged polysaccharides (glycans), which form polyelectrolyte complex-based nanoparticles when mixed under ...

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Préparation de Mica et Silicon substrats pour l&#39;ADN Origami Analyse et Expérimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

In Situ Characterization of Hydrated Proteins in Water by SALVI and ToF-SIMS

This work demonstrates in situ characterization of protein biomolecules in the aqueous solution using the System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI) and time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS). The fibronectin protein film was immobilized on the silicon nitride (SiN) membrane that forms the SALVI detection area. During ToF-SIMS analysis, three modes of analysis were conducted including high spatial resolution mass spectrometry, two-dimensional (2D) imaging, and depth profiling. Mass spectra were acquired in both positive and negative modes. Deionized water was also analyzed as a reference sample. Our results show that the fibronectin film in water has more distinct and stronger water cluster peaks compared to water alone. Characteristic peaks of amino acid fragments are also observable in the hydrated protein ToF-SIMS spectra. These results illustrate that protein molecule adsorption on a surface can be studied dynamically using SALVI and ToF-SIMS in the liquid environment for the first time.

In Situ Characterization of Hydrated Proteins in Water by SALVI and ToF-SIMS

This work presents a protocol for liquid handling and sample introduction to a microchannel for in situ time-of-flight secondary ion mass spectrometry analysis of protein biomolecules in an aqueous solution.

La caractérisation in situ des protéines hydratés dans l&#39;eau par Salvi TOF-SIMS

This work demonstrates in situ characterization of protein biomolecules in the aqueous solution using the System for Analysis at the Liquid Vacuum ...

In Situ Detection and Single Cell Quantification of Metal Oxide Nanoparticles Using Nuclear Microprobe Analysis

Micro-analytical techniques based on chemical element imaging enable the localization and quantification of chemical composition at the cellular level. They offer new possibilities for the characterization of living systems and are particularly appropriate for detecting, localizing and quantifying the presence of metal oxide nanoparticles both in biological specimens and the environment. Indeed, these techniques all meet relevant requirements in terms of (i) sensitivity (from 1 up to 10 &#181;g.g-1 of dry mass), (ii) micrometer range spatial resolution, and (iii) multi-element detection. Given these characteristics, microbeam chemical element imaging can powerfully complement routine imaging techniques such as optical and fluorescence microscopy. This protocol describes how to perform a nuclear microprobe analysis on cultured cells (U2OS) exposed to titanium dioxide nanoparticles. Cells must grow on and be exposed directly in a specially designed sample holder used on the optical microscope and in the nuclear microprobe analysis stages. Plunge-freeze cryogenic fixation of the samples preserves both the cellular organization and the chemical element distribution. Simultaneous nuclear microprobe analysis (scanning transmission ion microscopy, Rutherford backscattering spectrometry and particle induced X-ray emission) performed on the sample provides information about the cellular density, the local distribution of the chemical elements, as well as the cellular content of nanoparticles. There is a growing need for such analytical tools within biology, especially in the emerging context of Nanotoxicology and Nanomedicine for which our comprehension of the interactions between nanoparticles and biological samples must be deepened. In particular, as nuclear microprobe analysis does not require nanoparticles to be labelled, nanoparticle abundances are quantifiable down to the individual cell level in a cell population, independently of their surface state.

In Situ Detection and Single Cell Quantification of Metal Oxide Nanoparticles Using Nuclear Microprobe Analysis

We describe a procedure for the detection of chemical elements present in situ in human cells as well as their in vitro quantification. The method is well-suited to any cell type and is particularly useful for quantitative chemical analyses in single cells following in vitro metal oxide nanoparticles exposure.

In Situ Détection et Quantification de la cellule unique de nanoparticules d’oxyde métallique à l’aide de l’analyse par microsonde nucléaire

Micro-analytical techniques based on chemical element imaging enable the localization and quantification of chemical composition at the cellular level. ...

Determining the Chemical Composition of Corrosion Inhibitor/Metal Interfaces with XPS: Minimizing Post Immersion Oxidation

An approach for acquiring more reliable X-ray photoelectron spectroscopy data from corrosion inhibitor/metal interfaces is described. More specifically, the focus is on metallic substrates immersed in acidic solutions containing organic corrosion inhibitors, as these systems can be particularly sensitive to oxidation following removal from solution. To minimize the likelihood of such degradation, samples are removed from solution within a glove box purged with inert gas, either N2 or Ar. The glove box is directly attached to the load-lock of the ultra-high vacuum X-ray photoelectron spectroscopy instrument, avoiding any exposure to the ambient laboratory atmosphere, and thus reducing the possibility of post immersion substrate oxidation. On this basis, one can be more certain that the X-ray photoelectron spectroscopy features observed are likely to be representative of the in situ submerged scenario, e.g. the oxidation state of the metal is not modified.

A protocol to avoid the oxidation of metallic substrates during sample transfer from an inhibited acidic solution to an X-ray photoelectron spectrometer is presented.

Détermination de la composition chimique de corrosion Inhibiteur Interfaces / métal avec XPS: Minimiser Poster Immersion Oxydation

An approach for acquiring more reliable X-ray photoelectron spectroscopy data from corrosion inhibitor/metal interfaces is described. More specifically, ...

In Situ Characterization of Shewanella oneidensis MR1 Biofilms by SALVI and ToF-SIMS

Bacterial biofilms are surface-associated communities that are vastly studied to understand their self-produced extracellular polymeric substances (EPS) and their roles in environmental microbiology. This study outlines a method to cultivate biofilm attachment to the System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI) and achieve in situ chemical mapping of a living biofilm by time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS). This is done through the culturing of bacteria both outside and within the SALVI channel with our specialized setup, as well as through optical imaging techniques to detect the biofilm presence and thickness before ToF-SIMS analysis. Our results show the characteristic peaks of the Shewanella biofilm in its natural hydrated state, highlighting upon its localized water cluster environment, as well as EPS fragments, which are drastically different from the same biofilm's dehydrated state. These results demonstrate the breakthrough capability of SALVI that allows for in situ biofilm imaging with a vacuum-based chemical imaging instrument.

In Situ Characterization of Shewanella oneidensis MR1 Biofilms by SALVI and ToF-SIMS

This article presents a method for growing a biofilm for in situ time-of-flight secondary ion mass spectrometry for chemical mapping in its hydrated state, enabled by a microfluidic reactor, System for Analysis at the liquid Vacuum Interface. The Shewanella oneidensis MR-1 with green fluorescence protein was used as a model.

In Situ Caractérisation des Biofilms MR1 Shewanella oneidensis par SALVI et ToF-SIMS

Bacterial biofilms are surface-associated communities that are vastly studied to understand their self-produced extracellular polymeric substances (EPS) ...

Ligand-Mediated Nucleation and Growth of Palladium Metal Nanoparticles

The size, size distribution and stability of colloidal nanoparticles are greatly affected by the presence of capping ligands. Despite the key contribution of capping ligands during the synthesis reaction, their role in regulating the nucleation and growth rates of colloidal nanoparticles is not well understood. In this work, we demonstrate a mechanistic investigation of the role of trioctylphosphine (TOP) in Pd nanoparticles in different solvents (toluene and pyridine) using in situ SAXS and ligand-based kinetic modeling. Our results under different synthetic conditions reveal the overlap of nucleation and growth of Pd nanoparticles during the reaction, which contradicts the LaMer-type nucleation and growth model. The model accounts for the kinetics of Pd-TOP binding for both, the precursor and the particle surface, which is essential to capture the size evolution as well as the concentration of particles in situ. In addition, we illustrate the predictive power of our ligand-based model through designing the synthetic conditions to obtain nanoparticles with desired sizes. The proposed methodology can be applied to other synthesis systems and therefore serves as an effective strategy for predictive synthesis of colloidal nanoparticles.

The main goal of this work is to elucidate the role of capping agents in regulating the size of palladium nanoparticles by combining in situ small angle x-ray scattering (SAXS) and ligand-based kinetic modeling.

Induite par le ligand de nucléation et croissance de nanoparticules métalliques de Palladium

The size, size distribution and stability of colloidal nanoparticles are greatly affected by the presence of capping ligands. Despite the key contribution ...

Synthesis and Characterization of Amphiphilic Gold Nanoparticles

Gold nanoparticles covered with a mixture of 1-octanethiol (OT) and 11-mercapto-1-undecane sulfonic acid (MUS) have been extensively studied because of their interactions with cell membranes, lipid bilayers, and viruses. The hydrophilic ligands make these particles colloidally stable in aqueous solutions and the combination with hydrophobic ligands creates an amphiphilic particle that can be loaded with hydrophobic drugs, fuse with the lipid membranes, and resist nonspecific protein adsorption. Many of these properties depend on nanoparticle size and the composition of the ligand shell. It is, therefore, crucial to have a reproducible synthetic method and reliable characterization techniques that allow the determination of nanoparticle properties and the ligand shell composition. Here, a one-phase chemical reduction, followed by a thorough purification to synthesize these nanoparticles with diameters below 5 nm, is presented. The ratio between the two ligands on the surface of the nanoparticle can be tuned through their stoichiometric ratio used during synthesis. We demonstrate how various routine techniques, such as transmission electron microscopy (TEM), nuclear magnetic resonance (NMR), thermogravimetric analysis (TGA), and ultraviolet-visible (UV-Vis) spectrometry, are combined to comprehensively characterize the physicochemical parameters of the nanoparticles.

Amphiphilic gold nanoparticles can be used in many biological applications. A protocol to synthesize gold nanoparticles coated by a binary mixture of ligands and a detailed characterization of these particles is presented.

Synthèse et caractérisation des nanoparticules d'or amphiphiles

Gold nanoparticles covered with a mixture of 1-octanethiol (OT) and 11-mercapto-1-undecane sulfonic acid (MUS) have been extensively studied because of ...