Este projeto recebeu financiamento do Programa Horizonte 2020 da União Europeia (H2020) sob o acordo de subvenção nº 720952 (ACEnano). Os autores gostariam de agradecer a Sigrid Benemann pelas medições sem, Markus Schneider por medições do ToF-SIMS e PCA, e Philipp Reichardt por assistência nas filmagens.

ATENÇÃO: As propriedades toxicológicas das nanopartículas ainda estão sob investigação; devido ao seu tamanho, eles podem apresentar perigos únicos em humanos, bem como no ambiente, mesmo quando consistem em materiais intrinsecamente não perigosos. Antes de realizar qualquer trabalho com nanopartículas, uma avaliação adequada de risco deve ser concluída, e controles de engenharia adequados, procedimentos de laboratório e EPI (equipamento de proteção individual) são colocados em prática, dependendo do nível de risco dos materiais a serem estudados29,30,31,32.
1. Preparação de wafers Si
NOTA: Estas etapas são necessárias para remover a contaminação indesejada (orgânica) e aumentar a capacidade de veracidade da superfície. Todos os solventes utilizados devem ser pelo menos grau ACS. Um banho de sônica padrão (35 kH e 120 Watts) é adequado.
<ol><li>Limpeza química molhada de wafers Si<ol>
<li>Coloque o wafer Si em um béquer com isopropanol e ultrassônico por 5 minutos.</li>
		<li>Transfira o wafer Si para um béquer com uma solução de limpeza de vidro alcalino e ultrassônico por 10 minutos.</li>
		<li>Coloque o wafer em um béquer com água ultrapurada. Troque a água 10 vezes derramando a água e reabastecendo o béquer; os wafers Si permanecerão na parte inferior devido ao efeito capilar.</li>
		<li>Seque o wafer com gás N2 limpo. NOTA: A secagem com N2 impede a formação de "anéis de café" e outros artefatos da secagem da água.</li>
		<li>Coloque o wafer em um segundo béquer com isopropanol e ultrassônico por 10 minutos.</li>
		<li>Seque o wafer com gás N2 limpo.</li>
		<li>Coloque o wafer em um béquer com etanol e ultrassonário por 10 minutos.</li>
		<li>Seque o wafer com gás N2 limpo. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Limpeza de plasma ou UV/ozônio de bolachas de silício<ol>
<li>Introduza o wafer Si no plasma ou o limpador de UV/ozônio e ligue por 30 minutos. NOTA: Os wafers devem ser limpos imediatamente antes do uso.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Deposição de nanopartículas de suspensão
NOTA: A rota de exposição mais comum para nanopartículas é por inalação. Trabalhar com suspensões pode minimizar os riscos de exposição.
<ol><li>Preparação da suspensão de nanopartículas a partir do pó NOTA: Todas as quantidades descritas aqui são exemplos. O método deve ser otimizado para as nanopartículas específicas utilizadas em cada caso.<ol>
<li>Pesar com precisão 15 mg de pó de nanopartícula (± 10%) em um tubo de 10 mL.</li>
		<li>Pese com precisão aproximadamente 8 mL de água ultrapura.</li>
		<li>Feche o tubo, embale em um tubo de centrífuga de 50 mL com papel toalha e coloque no vórtice a 3.000 rpm por 15 minutos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lançamento de nanopartículas eletricamente condutoras de suspensão aquosa<ol>
<li>Coloque o wafer no limpador de UV/ozônio por 30 minutos.</li>
		<li>Coloque o wafer em metade do porta-wafer e coloque uma gota de 3 μL de suspensão de nanopartículas no centro do anel.</li>
		<li>Monte um viton o-anel viton de 6,07 mm de diâmetro no wafer ao redor da gotícula. Tome cuidado para que o anel não toque na gota.</li>
		<li>Coloque o wafer em um desiccador de vácuo sob um vácuo de 4 mbar por 15 minutos para secar o wafer.</li>
		<li>Remova o wafer do dessecator e examine usando microscopia leve e XPS para determinar que a camada de partículas é homogênea e fechada. Repetição de passos 2.2.1 e 2.2.2 até que a análise mostre uma camada fechada e homogênea. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Spin-coating de nanopartículas eletricamente não condutoras de suspensão aquosa<ol>
<li>Coloque o wafer no limpador de UV/ozônio por 30 minutos. NOTA: Por meio de suspensões de revestimento de spin de diferentes concentrações usando o mesmo protocolo, diferentes níveis de cobertura superficial podem ser alcançados.</li>
		<li>Programe o spin-coater. Um programa de amostra adequado é: etapa 1: rampa de 500 rpm/s a 1.000 rpm (5 s); passo 2: rampa de 1.000 rpm/s a 2.000 rpm (3 min); passo 3: desaceleração a 2.000 rpm/s a 0 rpm.</li>
		<li>Insira o wafer no spin-coater e ligue o vácuo para fixação.</li>
		<li>Deposite 80 μL da suspensão no wafer e inicie o programa.</li>
		<li>Remova o wafer do spin-coater.</li>
		<li>Armazene a amostra em uma nova e limpa wafertray. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
		<li>Analise a amostra utilizando SEM para confirmar a cobertura sem lacunas do substrato.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Deposição de nanopartículas de pó
<ol><li>Deposição de nanopartículas em fitas adesivas de dois lados ("pau e ir")<ol>
<li>Fixar o adesivo de dupla lateral no suporte da amostra e remover o forro.</li>
		<li>Pegue uma ponta espátula do pó de nanopartícula e mergulhe-a no adesivo.</li>
		<li>Espalhe a amostra sobre o adesivo e pressione no adesivo com a espátula, até que o máximo possível do pó seja aderido.</li>
		<li>Verifique se o pó está fixado na torneira invertendo e tocando no suporte da amostra, e soprando um fluxo de gás (por exemplo, nitrogênio) através dele. O protocolo pode ser pausado aqui. NOTA: Alternativamente, uma pequena quantidade de pó pode ser colocada em uma superfície limpa (papel alumínio Alu ou lâmina de vidro) e pressionada de cima com o suporte de amostra adesivo e de dupla laterais.</li>
		<li>Coloque uma ponta de espátula do pó sobre a superfície limpa. Pressione o suporte da amostra com o adesivo sobre o pó de cima.</li>
		<li>Verifique se o pó está fixado na torneira invertendo e tocando no suporte da amostra, e soprando um fluxo de gás (por exemplo, nitrogênio) através dele. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparação de pelotas de pó prensadas
	<ol>
<li>Limpe completamente todas as partes da pelota morra, tomando cuidado para não arranhar a superfície polida.</li>
		<li>Inverta a bala e descanse em um pequeno espaçador.</li>
		<li>Insira o êmbolo e uma pelota de aço inoxidável, com o lado polido para cima, e puxe o êmbolo até que haja espaço suficiente para encher com a amostra em pó.</li>
		<li>Encha o dado com uma pequena quantidade de amostra (1 ponta de espátula grande) e, em seguida, insira a segunda pelota de aço inoxidável com o lado polido voltado para a amostra.</li>
		<li>Coloque a base sobre o corpo e inverta cuidadosamente. Se um vácuo for desejado e disponível, conecte a bomba de vácuo à base da pelota.</li>
		<li>Coloque o dado em uma prensa, certificando-se de que está centrado.</li>
		<li>Aplique uma carga leve (2 kN) para aproximadamente 20 s e solte.</li>
		<li>Aplique uma carga mais pesada (6 kN) por 2 min e solte.</li>
		<li>Depois que a carga for liberada, solte a bomba de vácuo. NOTA: Devido às diferentes propriedades materiais de várias nanopartículas, pode ser vantajoso preparar uma série de pelotas com cargas diferentes e tempos de carga para determinar as condições ideais de pressão da pelota.</li>
		<li>Inverta o dado, coloque o anel extrator em posição e coloque uma carga leve (até 1 kN) entre o êmbolo e o anel extrator.</li>
		<li>Remova as partes de dado da prensa e extraia cuidadosamente a pelota da amostra com pinças.</li>
		<li>Monte suavemente a amostra em um wafer Si limpo usando adesivo de dois lados. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Criofixação de suspensões de nanopartículas
<ol><li>Encha a câmara principal do dispositivo de congelamento rápido com nitrogênio líquido.</li>
	<li>Encha a câmara de congelamento rápido resfriado com o criogen (propano).</li>
	<li>Deixe o dispositivo de congelamento rápido esfriar à temperatura de funcionamento. NOTA: O dispositivo de congelamento rápido requer algum tempo para atingir a temperatura de operação antes da preparação da amostra, portanto é necessário um prazo razoável (algumas horas) para criofixar as amostras.</li>
	<li>Drop-cast 10-20 μL de suspensão NP em um wafer Si limpo com uma pipeta.</li>
	<li>Segurando o wafer Si com pinças de fixação, coloque-o dentro do dispositivo de congelamento de mergulho.</li>
	<li>Mova a pinça de fixação para a posição de mergulho.</li>
	<li>Pressione o botão para soltar a amostra dentro do criogen.</li>
	<li>Espere vários segundos até que a amostra esteja completamente congelada.</li>
	<li>Transfira as amostras congeladas o mais rápido possível para um ambiente refrigerado.</li>
	<li>Coloque a amostra criofixada (Wafer Si) no porta-amostras e transfira-a para dentro do instrumento. NOTA: Para o transporte, recomenda-se o armazenamento de amostras de gelo seco e de curto prazo. As amostras podem ser medidas em um estado congelado com um instrumento resfriado ou com configurações convencionais de ToF-SIMS após a estabilização, secando a amostra.</li>
</ol>

Os autores não têm interesses concorrentes para divulgar.

Uma série de métodos foram apresentados para a preparação de nanopartículas para análise superficial utilizando XPS e ToF-SIMS. Resumimos as vantagens e desvantagens desses métodos, bem como possíveis fontes de erro e adequação para diferentes materiais, na Tabela 2. Como mostrado nos resultados representativos, a preparação de nanopartículas pode influenciar fortemente o sucesso da análise superficial resultante. Além disso, nem todos os métodos são adequados para todos os tipos de partículas devido a fatores como interferência de sinal com o substrato ou materiais de montagem, efeitos de carregamento em filmes grossos não condutores, estado das nanopartículas como pó ou suspensão, danos potenciais a camadas externas sensíveis, destruição de estruturas biológicas e informações sobre agregação e interfaces, ou vulnerabilidade de instrumentos sensíveis de ultra-vácuo para liberar nanopartículas.
Como as medições xps e tof-SIMS são médias sobre uma área em vez de medir partículas únicas, só é possível obter resultados reprodutíveis a partir de camadas homogêneas; a agregação ou aglomeração das partículas no substrato devem, portanto, ser evitadas. Além disso, camadas muito grossas de materiais não condutores causam efeitos de carregamento durante a análise, o que pode levar a artefatos indesejados nos espectros, especialmente carga parcial que não pode ser compensada com uma arma de inundação. Por outro lado, filmes incompletos mostram sinais fortes do substrato ou materiais de montagem (por exemplo, adesivos), que podem interferir com picos sensíveis da superfície das partículas. A espessura ideal do filme é dependente do material e deve ser determinada experimentalmente pela análise de filmes de diferentes espessuras. Em particular, as amostras preparadas com revestimento de spin devem ser analisadas com SEM para garantir a comnitude do revestimento.
Trabalhar com suspensões de PN apresenta menos riscos de exposição e requisitos de segurança em comparação com o trabalho com pós NP. Drop-casting é um método relativamente simples com baixos requisitos de equipamento e é particularmente adequado para nanopartículas condutoras em suspensão onde a espessura do filme não é uma preocupação. Embora as amostras possam ser facilmente secas em condições atmosféricas, o desiccador de vácuo serve para reduzir o tempo de secagem para as gotículas, bem como proteger os wafers da contaminação. O anel Viton é usado para modificar os padrões de evaporação da gotícula e, assim, minimizar a formação de anéis de café. Os padrões de evaporação também podem ser influenciados pela variação da hidrofilidade do substrato usando protocolos de limpeza ou por aplicação de revestimentos alternativos51,52, evaporando em atmosferas solventes53, ou mesmo aquecendo o substrato54. O spin-coating é recomendado para suspensões de nanopartículas não condutoras em suspensão, pois é capaz de gerar uma camada de partícula homogênea que é fina o suficiente para evitar efeitos de carregamento, mas ainda espessa o suficiente para evitar que o substrato Si contribua para os espectros XPS e ToF-SIMS. Para cada sistema np individual e concentração, tanto os parâmetros de centrífuga quanto de revestimento de spin devem ser otimizados, mas podem ser reproduzidos de forma muito confiável mesmo em diferentes instrumentos. Como a gota revestida de spin está sempre no meio do wafer, o raio de rotação é irrelevante e a unidade "revoluções por minuto" (rpm) pode ser usada. A suspensão poderia ser depositada no wafer após o início do programa; no entanto, isso exigiria diferentes parâmetros de revestimento de spin e uma maior quantidade de suspensão para obter um revestimento mais grosso.
Devido ao seu tamanho extremamente pequeno, as nanopartículas podem se desprender do substrato e mover-se livremente dentro da câmara de vácuo ultra-alto quando impactadas com um feixe de íon ou raio-x. Este é um problema particular para amostras preparadas com pó. Em alguns casos, as nanopartículas podem penetrar nos componentes sensíveis do instrumento que requerem manutenção cara e demorada. Devido à tensão de aceleração aplicada, o perigo de danificar peças sensíveis é maior com ToF-SIMS do que com o XPS. As amostras em pó, particularmente aquelas preparadas usando o método "stick and go", devem ser cuidadosamente verificadas para garantir que os pós sejam fixados com segurança suficiente, especialmente para a análise de ToF-SIMS. Isso pode ser confirmado por, por exemplo, segurar a amostra de cabeça para baixo e soprar um fluxo de gás (por exemplo, N2) através dela. Antes da análise, as amostras também podem ser deixadas durante a noite na câmara de ar ou outra câmara inicial de entrada de amostra do instrumento, onde um vácuo estável pode indicar que não há partículas soltas da amostra. As nanopartículas preparadas como pelotas, no entanto, podem até ser espaçadas (em baixas tensões de aceleração) sem danificar o instrumento; este método pode eliminar contaminantes, particularmente hidrocarbonetos, introduzidos a partir da prensa e também pode permitir a análise em massa das partículas.
A preparação de pós NP no stub do suporte da amostra permite a preparação de amostras com geometria definida e uma superfície macroscopicamente plana. Pontos críticos são a limpeza da ferramenta para pressionar a amostra, e o uso de uma baixa pressão para evitar alterações na superfície das nanopartículas devido a este procedimento. Tem as desvantagens de precisar de uma quantidade relativamente alta de material, e problemas potenciais com a perda de material em instrumentos de alto vácuo. Não recomendamos este método para análise de ToF-SIMS, pois as partículas não são compactadas ou protegidas de forma alguma.
Em relação ao material NP, a primeira consideração para a preparação da amostra é a eliminação ou minimização da interferência entre NPs e substratos de material semelhante; por exemplo, os wafers si são um substrato inadequado para análise de NPs SiO2 usando XPS e ToF-SIMS, mesmo com cobertura amostral suficiente. As nanopartículas metálicas ou inorgânicas podem ser prontamente analisadas como pó em um adesivo (assumindo que não contenham camadas orgânicas ou revestimentos) devido à falta de interferência de sinal entre as nanopartículas e o adesivo de dupla lateral, um método de preparação que seria inadequado para NPs poliméricas. As nanopartículas metálicas têm mais flexibilidade em termos de possível espessura do filme usada devido à ausência de efeitos de carregamento, e pode ser lançado com equipamento relativamente pequeno; no entanto, é provável que contenham grandes quantidades de impurezas e estabilizadores de sua síntese, que devem ser cuidadosamente removidos sem danos às partículas. As nanopartículas poliméricas podem ser mais facilmente danificadas pela prensagem de morte, mas também podem se manter mais prontamente juntas na pelota, dependendo das pressões utilizadas. Pelotas ou revestimentos orgânicos macios na superfície NP também podem ser sensíveis a danos. A deposição direta da solução tem o potencial de danificar revestimentos sensíveis, seja através da suspensão ou do processo de secagem, mas é vantajoso para analisar NPs já presentes na suspensão. A criofixação é um método adequado para a análise de estruturas químicas, superfícies ou interfaces em suspensão que seriam danificadas ou destruídas por várias outras técnicas de preparação de amostras, mas requer um crioequipamento especializado tanto para XPS quanto para ToF-SIMS46'47.
Embora este artigo descreva vários métodos exemplares que podem ser utilizados para a preparação da amostra, em todos os casos o método deve ser otimizado e validado usando métodos analíticos alternativos. Uma visão geral detalhada da influência de diferentes fatores foi publicada recentemente22. Além do desenvolvimento e validação dos métodos adequados de preparação, a documentação dessas etapas também é de suma importância40. Esta publicação apresenta alguns métodos fáceis de lidar e é um guia para modificar ou desenvolver novos métodos de acordo com os requisitos da tarefa específica.

Os nanomateriais são definidos como materiais com qualquer dimensão externa entre 1 nm e 100 nm ou tendo uma estrutura interna ou superficial nesta escala1. Devido às propriedades únicas decorrentes de sua pequena escala e área de superfície correspondentemente grande (entre outros fatores), eles encontram uso crescente em uma ampla variedade de campos, incluindo agricultura, química, construção automotiva, cosméticos, meio ambiente, medicina, impressão, energia e têxteis. Esse aumento do uso significa que tanto os seres humanos quanto o meio ambiente serão expostos, em escala até então desconhecida, a esses materiais cujas propriedades toxicológicas ainda não são totalmente conhecidas, e cujo tamanho permite sua fácil integração em sistemas biológicos ou ambientais2.
Após as propriedades fundamentais da área de superfície e distribuição de tamanho/tamanho de partículas, a química da superfície e os revestimentos foram identificados como a propriedade mais crucial dos nanomateriais3; partículas menores têm uma área de superfície mais alta por massa unitária, e, portanto, uma maior proporção de átomos de superfície para granel. De fato, para nanopartículas de 1 nm de tamanho, mais de 70% dos átomos podem ser encontrados em cantos ou bordas; isso influencia fortemente propriedades superficiais, como a chemisorção, que é altamente dependente da morfologia da superfície em escala atômica4. Regulamentos que lidam com nanomateriais exigem dados precisos sobre propriedades físico-químicas e estimativas confiáveis das propriedades toxicológicas desses materiais. Para estimar eficientemente as propriedades toxicológicas das propriedades físicas e químicas dos nanomateriais, a comunidade de nanomateriais requer procedimentos analíticos confiáveis, padronizados e verificados. Projetos como o ACEnano5 visam coletar e correlacionar dados físicos precisos e verificáveis de nanopartículas em um quadro que permita melhor regulação e caracterização de nanomateriais. Esse impulso para procedimentos analíticos padronizados também tem sido apoiado pelos editores da ACS Nano, desejando "consolidar e concordar com métodos de caracterização e níveis mínimos de análise de materiais6". Além disso, o XPS e o ToF-SIMS oferecem novas possibilidades para elucidar a arquitetura de partículas de nanopartículas de conchas centrais7,8.
Espectroscopia de fotoeletroron de raios-X (XPS) e Espectrometria de Massa de Íon Secundário de Voo (ToF-SIMS), em comparação na Tabela 1, são métodos bem estabelecidos para a investigação de átomos de superfície. No XPS, a amostra é irradiada com raios-x com uma energia entre 1 e 2 keV, causando emissão de elétrons devido ao efeito fotoelétrico. Estes elétrons emitidos, com uma energia cinética na mesma faixa, correlacionam-se com a energia de ligação dos elétrons no sólido; o aparecimento de fotoeletrões nessas energias de ligação definidas e intensidades mensuráveis, portanto, permite a análise quantitativa da composição. Como o caminho livre médio desses fotoelerons está abaixo de 10 nm, o XPS é uma técnica altamente sensível à superfície para análise quantitativa. Além disso, a análise detalhada das energias vinculantes em espectros altamente resolvidos permite a determinação quantitativa dos estados de valência desses elétrons.
No ToF-SIMS, a superfície é sputtered com um feixe de íons focalizado (íons primários), com os íons ejetados do material (íons secundários) coletados e analisados em um espectrômetro de massa de tempo de voo. O padrão de massa/carga obtido permite a determinação da composição elementar, isotópica ou molecular. Devido ao caminho livre médio dos íons secundários, esta técnica também é altamente sensível à superfície e tem uma profundidade de informação de 1-2 nm, mas é na melhor das hipóteses semi-quantitativa, devido ao efeito matricial pelo qual a probabilidade de ionização (e, portanto, rendimento) de íons secundários é fortemente influenciada por sua matriz circundante. O ToF-SIMS pode ser operado no modo estático ou dinâmico; a diferença entre os dois é o fluxo de íons primário impactando a superfície. O SIMS estático mantém o fluxo de íons primário a um nível que impacta (ou seja, fragmentos) um máximo de 1%-10% da superfície; a superfície permanece relativamente imperturbável, o que permite a análise das camadas atômicas superiores do material. Uma vez que mesmo o SIMS estático causa alguma destruição à superfície, é considerado menos "não destrutivo" dos dois métodos.
Essas técnicas sensíveis à superfície permitem a análise dos primeiros nanômetros do material, incluindo revestimentos intencionais ou não intencionais, que, para nanomateriais, podem influenciar significativamente as propriedades materiais. Exemplos de revestimentos intencionais são camadas de cobertura em pontos quânticos para melhorar os rendimentos quânticos da fotoluminescência e reduzir a reatividade ambiental9, revestimentos de alumina ou sílica para a prevenção da atividade fotocatalílica de nanopartículas de titania em bloqueadores solares10, funcionalização superficial para permitir bioconjugação e atividade biológica subsequente11, revestimentos para aplicações de diagnóstico e entrega de medicamentos12 , e revestimentos de fluorocarbono em partículas magnéticas para ferrofluidos e sistemas metálicos de conchas de núcleo para melhorar as propriedades catalisadoras13. Revestimentos não intencionais, como oxidação, contaminação superficial ou coroas proteicas em sistemas biológicos têm uma influência igualmente forte sobre as propriedades das nanopartículas e é crucial que os procedimentos experimentais de preparação garantam que o revestimento e, mais geralmente, a química superficial do nanomaterial não seja destruída ou transformada. Também é crucial avaliar as propriedades das nanopartículas como elas estão in situ, pois suas propriedades podem ser drasticamente alteradas pela alteração2,14,15. Além disso, a concentração de estabilizadores na suspensão das nanopartículas pode influenciar drasticamente a análise e a integridade estrutural das nanopartículas; a presença de um estabilizador pode resultar em grandes sinais indesejados (por exemplo, C, H, O e Na) na análise, enquanto sua remoção pode resultar em danos ou aglomeração das nanopartículas.
Devido ao seu tamanho e área de superfície, as condições de armazenamento das nanopartículas também afetam seu comportamento, tanto como pós/suspensões armazenados quanto como amostras preparadas. O efeito das condições de armazenamento abaixo do ideal, particularmente o armazenamento em temperatura ambiente e a exposição à luz, têm sido mostrados em vários estudos para causar a degradação das nanopartículas que tem sido demonstrada para alterar as propriedades físicas, químicas e/ou toxicológicas das partículas14,15,16,17,18 . Nanopartículas menores têm sido mostradas para oxidar mais rapidamente do que as maiores com taxas de oxidação/degradação dependentes das condições de armazenamento15, bem como química superficial14. Os efeitos da degradação da nanopartícula durante o armazenamento têm sido mostrados para afetar significativamente propriedades físico-químicas, incluindo toxicidade14, enquanto o crescimento oxidativo pode prosseguir para dentro em detrimento do núcleo15.
O armazenamento cuidadoso e a preparação de nanomateriais são, portanto, essenciais para uma análise precisa da superfície, e quaisquer fatores que possam influenciar a superfície da amostra e/ou a qualidade das medidas devem ser cuidadosamente considerados. Deve-se notar que, devido à relativamente baixa resolução espacial do XPS (na faixa de μm) e do ToF-SIMS (algumas centenas de nm), apenas um pequeno subconjunto das nanopartículas pode ser investigado; esses métodos são medianos em uma área e não têm a capacidade de imagem de partículas únicas como é possível com técnicas como microscopia eletrônica. Por essa razão, qualquer análise requer a deposição das nanopartículas em uma camada contínua para garantir que não haja interferência do substrato. A microscopia eletrônica e o XPS/ToF-SIMS são, portanto, frequentemente utilizados em conjunto como métodos complementares para análise de nanomateriais.
Além das mudanças na química superficial, os principais desafios para a preparação de amostras de nanopartículas para análises de XPS e ToF-SIMS são preparar uma camada que seja: homogênea, para aumentar a reprodutibilidade; sem lacunas, para minimizar a contribuição do substrato para o espectro; fino o suficiente para evitar efeitos de carregamento (para amostras não condutoras); e fixado com segurança ao substrato, para evitar que nanopartículas livres entrem e danifiquem instrumentos de vácuo ultra-alto
As nanopartículas podem ser depositadas no substrato da suspensão ou como pó. Em primeiro lugar, discutiremos os diferentes métodos para depositar nanopartículas de suspensão. Os wafers de silício são um substrato comumente usado para deposição de suspensão, porque são relativamente baratos, facilmente disponíveis como um produto altamente puro que consiste em silício puro ou dopado (o doping evita efeitos de carregamento), e para a maioria das nanopartículas os picos espectrais não se sobrepõem a picos típicos de nanopartículas. Este último ponto é importante; antes da análise deve-se assegurar que os picos do substrato estão bem separados dos picos esperados das nanopartículas, caso contrário a interpretação dos espectros é complicada ou impossível e a cobertura contínua do substrato pelas nanopartículas não pode ser verificada. Antes do uso de bolachas de silício, um extenso procedimento de limpeza (descrito nesta publicação) é necessário para remover contaminantes (orgânicos) e aumentar a capacidade de veracidade da superfície. Outros substratos adequados, como filmes de ouro, grafite pirolítico altamente ordenado (HOPG), ou folhas de índio foram usados com sucesso, mas uma discussão sobre sua preparação está além do escopo deste trabalho19,20,21,22.
Em segundo lugar, apresentamos métodos para depositar pós de nanopartículas em um substrato para análise xps e tof-SIMs e apresentar as vantagens e desvantagens de cada método, permitindo aos pesquisadores novas técnicas para encontrar o método ideal de preparação para seus propósitos. Em terceiro lugar, discutimos a criofixação, que é um método de preparação adequado para conservar características como o comportamento de aglomeração, corona orgânica, interface sólida/aquosa23,24 ou distribuição em mídia biológica25 de NPs. A criofixação, tipicamente rápida congelamento do material em um criogen líquido refrigerado de nitrogênio e análise no estado hidratado congelado, permite a análise e visualização de nanopartículas diretamente em matrizes complexas. Este procedimento não causa formação de cristais de gelo, mas forma gelo amorfo que mantém membranas e estruturas celulares e teciduais em seu estado biológico nativo, evitando danos causados por processos de cristalização da água e permitindo que a distribuição química exata de todos os metabólitos celulares e compostos de membrana celular sejam mantidas26,27,28 . Este método de preparação pode ser de particular interesse para apresentar um mapa químico exato do aglomerado ou heteroagglomerato np real, visualizando o espaço químico exato nas proximidades da nanopartícula diretamente na suspensão, ou correlacionando características específicas de tecido celular ou compartimentos intracelulares dentro de aglomerados ou heteroagglomerados.
Como mostrado pelos resultados apresentados neste trabalho, o procedimento mais adequado em um caso específico depende de uma variedade de parâmetros, como hidrofilialidade, estabilidade, condutividade, estado (por exemplo, pó ou suspensão) e a questão analítica em mãos (por exemplo, tamanho, propriedades a granel ou revestimentos superficiais). Uma variedade de métodos são apresentados aqui que podem ser utilizados para a preparação de NPs para análise de superfície, bem como uma comparação de suas vantagens e desvantagens.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>4-figure Laboratory balance</td>
			<td>Kern &#38; Sohn GmbH</td>
			<td>ADB200-4A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mm Pellet die</td>
			<td>Specac</td>
			<td>GS03060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alkali glass cleaning solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Hellmanex&#8482; III Z805939</td>
			<td>Special cleaning solution for cuvettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon adhesive tabs</td>
			<td>Plano</td>
			<td>&#34;Leit-Tabs&#34; G3347</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clean laboratory beakers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>e.g. 300 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryo-freezer</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>EMS-002 Cryo Workstation</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dialysis tube with fasteners</td>
			<td>Medicell Membranees Ltd</td>
			<td>DTV12000.06.30</td>
			<td>Molecular weight cut-off (MWCO) 12-14 kDa</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Die press</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>Capable of 2 kN force</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable syringe, 1 mL, Luer-slip</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7657545</td>
			<td>Any appropriate volume can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double-sided adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>Removable Repositionable Tape 665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry ice</td>
			<td>Linde AG</td>
			<td>ICEBITZZZ&#174;</td>
			<td>For short term storage/cooling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf transfer pipette and tips</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>various</td>
			<td>Check correct size for planned pipetting volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, ACS grade</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>1009832500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FFP2 or FFP3 mask</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>For working with nanoparticles from non-hazardous materials, when not in a fume hood or glove box</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol, ACS grade</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>1096342500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat, gloves and goggles</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>Centrifuge 5430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory fume hood</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>necessary for working with nanoparticles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory stirrer &#38; stirrer bar</td>
			<td>NeoLab</td>
			<td>D-6010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lint-free wipes</td>
			<td>Kimberley Clark Professional</td>
			<td>Kimtech Science Precision wipes</td>
			<td>Recommended for working with Si wafers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid Nitrogen</td>
			<td>Linde AG</td>
			<td>Stickstoff fl&#252;ssig 5.0</td>
			<td>Only for cooling of the cryogen.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtube/centrifuge tube 1,5 mL</td>
			<td>T.H. Geyer GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>Labsolute 7696751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen 5.0</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>99.999% purity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7 691 203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL</td>
			<td>TH Geyer</td>
			<td>Labsolute 7 691 203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder sample holder</td>
			<td>BAM workshop</td>
			<td></td>
			<td>&#34;Home-made&#34; sample holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>769037</td>
			<td>The cryogen should be of highest possible purity.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sample vial or centrifuge tube 1 mL</td>
			<td>Greiner Bio-One GmbH</td>
			<td>Cellstar 188 261</td>
			<td>Should be capable of being fixed in the Vortexer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon wafers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td>ideally 1cm2 pre-cut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin-coater</td>
			<td>SPS Europe</td>
			<td>SPIN150i-NPP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter 0,45 &#181;m</td>
			<td>Th Geyer</td>
			<td>Labsolute 7699803</td>
			<td>For smaller samples; larger versions exist for larger sample volumes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ToF-SIMS</td>
			<td>IONTOF GmbH</td>
			<td>ToF-SIMS IV or V, equipped with Bi LMIG and flood gun</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers for handling Si wafers</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultrapure water</td>
			<td>TKA</td>
			<td>MicroPure 08.1202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonicator</td>
			<td>Bandelin</td>
			<td>Sonorex Super</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV/Ozone cleaner</td>
			<td>NanoBioAnalytics</td>
			<td>UVC-1014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum dessicator</td>
			<td>any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum pump (membrane/diaphragm)</td>
			<td>Vacuubrand GmbH</td>
			<td>Type MD-4T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viton O-ring 6.07 x 1.78 mm</td>
			<td>Betech GmbH</td>
			<td>2-010, FKM 80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortexer</td>
			<td>Heathrow Scientific</td>
			<td>Vortexer HS120212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Holder 25mm coin style</td>
			<td>Semiconductor Production Systems Europe</td>
			<td>eWB0091-ASSY-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XPS</td>
			<td>Kratos</td>
			<td>Kratos Axis Ultra DLD</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of nanoparticles for tof-sims and xps analysis

As nanopartículas ganharam cada vez mais atenção nos últimos anos devido ao seu potencial e aplicação em diferentes áreas, incluindo medicina, cosméticos, química e seu potencial para habilitar materiais avançados. Para entender e regular efetivamente as propriedades físico-químicas e potenciais efeitos adversos das nanopartículas, procedimentos de medição validados para as várias propriedades das nanopartículas precisam ser desenvolvidos. Embora os procedimentos para medir o tamanho e a distribuição de tamanho das nanopartículas já estejam estabelecidos, métodos padronizados para análise de sua química superficial ainda não estão em vigor, embora a influência da química da superfície nas propriedades das nanopartículas seja indiscutível. Em particular, o armazenamento e a preparação de nanopartículas para análise superficial influencia fortemente os resultados analíticos de vários métodos, e para obter resultados consistentes, a preparação da amostra deve ser otimizada e padronizada. Nesta contribuição, apresentamos, em detalhes, alguns procedimentos padrão para a preparação de nanopartículas para análise de superfície. Em princípio, as nanopartículas podem ser depositadas em um substrato adequado da suspensão ou como pó. Wafers de silício (Si) são comumente usados como substrato, no entanto, sua limpeza é fundamental para o processo. Para a preparação amostral da suspensão, discutiremos o drop-casting e o spin-coating, onde não apenas a limpeza do substrato e a pureza da suspensão, mas também sua concentração desempenham papéis importantes para o sucesso da metodologia de preparação. Para nanopartículas com conchas ou revestimentos sensíveis de ligantes, a deposição como pós é mais adequada, embora este método exija cuidados particulares na fixação da amostra.

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Preparation of Nanoparticles for ToF-SIMS and XPS Analysis

São apresentados vários procedimentos diferentes para a preparação de nanopartículas para análise superficial (fundição de gota, revestimento de spin, deposição de pós e criofixação). Discutimos os desafios, oportunidades e possíveis aplicações de cada método, particularmente no que diz respeito às mudanças nas propriedades superficiais causadas pelos diferentes métodos de preparação.

Preparação de nanopartículas para Análise ToF-SIMS e XPS

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, ...

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Research

JoVE Journal

Chemistry

7.7K visualizações.  Federal Institute for Material Research and Testing (BAM). São apresentados vários procedimentos diferentes para a preparação de nanopartículas para análise superficial (fundição de gota, revestimento de spin, deposição de pós e criofixação). Discutimos os desafios, oportunidades e possíveis aplicações de cada método, particularmente no que diz respeito às mudanças nas propriedades superficiais causadas pelos diferentes métodos de preparação.

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Preparation of Silica Nanoparticles Through Microwave-assisted Acid-catalysis

Microwave-assisted synthetic techniques were used to quickly and reproducibly produce silica nanoparticle sols using an acid catalyst with nanoparticle diameters ranging from 30-250 nm by varying the reaction conditions. Through the selection of a microwave compatible solvent, silicic acid precursor, catalyst, and microwave irradiation time, these microwave-assisted methods were capable of overcoming the previously reported shortcomings associated with synthesis of silica nanoparticles using microwave reactors. The siloxane precursor was hydrolyzed using the acid catalyst, HCl. Acetone, a low-tan &#948; solvent, mediates the condensation reactions and has minimal interaction with the electromagnetic field. Condensation reactions begin when the silicic acid precursor couples with the microwave radiation, leading to silica nanoparticle sol formation. The silica nanoparticles were characterized by dynamic light scattering data and scanning electron microscopy, which show the materials&#39; morphology and size to be dependent on the reaction conditions. Microwave-assisted reactions produce silica nanoparticles with roughened textured surfaces that are atypical for silica sols produced by St&#246;ber&#39;s methods, which have smooth surfaces.

Silica nanoparticles were prepared using acid-catalysis of a siloxane precursor and microwave-assisted synthetic techniques resulting in the controlled growth of nanomaterials ranging from 30-250 nm in diameter. The growth dynamics can be controlled by varying the initial silicic acid concentration, time of the reaction, and temperature of reaction.

Microwave-assisted synthetic techniques were used to quickly and reproducibly produce silica nanoparticle sols using an acid catalyst with nanoparticle ...

Química

Isolation and Preparation of Bacterial Cell Walls for Compositional Analysis by Ultra Performance Liquid Chromatography

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the face of turgor pressures several atmospheres in magnitude. Across the diverse shapes and sizes of the bacterial kingdom, the cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by short peptides. Peptidoglycan&#8217;s central importance to bacterial physiology underlies its use as an antibiotic target and has motivated genetic, structural, and cell biological studies of how it is robustly assembled during growth and division. Nonetheless, extensive investigations are still required to fully characterize the key enzymatic activities in peptidoglycan synthesis and the chemical composition of bacterial cell walls. High Performance Liquid Chromatography (HPLC) is a powerful analytical method for quantifying differences in the chemical composition of the walls of bacteria grown under a variety of environmental and genetic conditions, but its throughput is often limited. Here, we present a straightforward procedure for the isolation and preparation of bacterial cell walls for biological analyses of peptidoglycan via HPLC and Ultra Performance Liquid Chromatography (UPLC), an extension of HPLC that utilizes pumps to deliver ultra-high pressures of up to 15,000 psi, compared with 6,000 psi for HPLC. In combination with the preparation of bacterial cell walls presented here, the low-volume sample injectors, detectors with high sampling rates, smaller sample volumes, and shorter run times of UPLC will enable high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition and fundamental bacterial cell biology in most biological laboratories with access to an ultracentrifuge and UPLC.

The bacterial cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by peptides. Ultra Performance Liquid Chromatography provides high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition. We present a procedure for the isolation of cell walls (sacculi) and their subsequent preparation for analysis via UPLC.

Isolamento e Preparação de Paredes Celulares Bacterianas para Análise Composicional por Cromatografia Líquida de Ultra Desempenho

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the ...

Preparation and Characterization of SDF-1&#945;-Chitosan-Dextran Sulfate Nanoparticles

Chitosan (CS) and dextran sulfate (DS) are charged polysaccharides (glycans), which form polyelectrolyte complex-based nanoparticles when mixed under appropriate conditions. The glycan nanoparticles are useful carriers for protein factors, which facilitate the in vivo delivery of the proteins and sustain their retention in the targeted tissue. The glycan polyelectrolyte complexes are also ideal for protein delivery, as the incorporation is carried out in aqueous solution, which reduces the likelihood of inactivation of the proteins. Proteins with a heparin-binding site adhere to dextran sulfate readily, and are, in turn, stabilized by the binding. These particles are also less inflammatory and toxic when delivered in vivo. In the protocol described below, SDF-1&#945; (Stromal cell-derived factor-1&#945;), a stem cell homing factor, is first mixed and incubated with dextran sulfate. Chitosan is added to the mixture to form polyelectrolyte complexes, followed by zinc sulfate to stabilize the complexes with zinc bridges. The resultant SDF-1&#945;-DS-CS particles are measured for size (diameter) and surface charge (zeta potential). The amount of the incorporated SDF-1&#945; is determined, followed by measurements of its in vitro release rate and its chemotactic activity in a particle-bound form.

Preparation and Characterization of SDF-1&amp;#945;-Chitosan-Dextran Sulfate Nanoparticles

The objective of this protocol is to incorporate SDF-1&#945;, a stem cell homing factor, into dextran sulfate-chitosan nanoparticles. The resultant particles are measured for their size and zeta potential, as well as the content, activity, and in vitro release rate of SDF-1&#945; from the nanoparticles.

Preparação e Caracterização de SDF-1α-Quitosana As nanopartículas de sulfato de dextrano

Chitosan (CS) and dextran sulfate (DS) are charged polysaccharides (glycans), which form polyelectrolyte complex-based nanoparticles when mixed under ...

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Preparação de Mica e silício substratos para análise do DNA Origami e Experimentação

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

In Situ Characterization of Hydrated Proteins in Water by SALVI and ToF-SIMS

This work demonstrates in situ characterization of protein biomolecules in the aqueous solution using the System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI) and time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS). The fibronectin protein film was immobilized on the silicon nitride (SiN) membrane that forms the SALVI detection area. During ToF-SIMS analysis, three modes of analysis were conducted including high spatial resolution mass spectrometry, two-dimensional (2D) imaging, and depth profiling. Mass spectra were acquired in both positive and negative modes. Deionized water was also analyzed as a reference sample. Our results show that the fibronectin film in water has more distinct and stronger water cluster peaks compared to water alone. Characteristic peaks of amino acid fragments are also observable in the hydrated protein ToF-SIMS spectra. These results illustrate that protein molecule adsorption on a surface can be studied dynamically using SALVI and ToF-SIMS in the liquid environment for the first time.

In Situ Characterization of Hydrated Proteins in Water by SALVI and ToF-SIMS

This work presents a protocol for liquid handling and sample introduction to a microchannel for in situ time-of-flight secondary ion mass spectrometry analysis of protein biomolecules in an aqueous solution.

In Situ Caracterização de Proteínas hidratadas em água por SALVI e TOF-SIMS

This work demonstrates in situ characterization of protein biomolecules in the aqueous solution using the System for Analysis at the Liquid Vacuum ...

In Situ Detection and Single Cell Quantification of Metal Oxide Nanoparticles Using Nuclear Microprobe Analysis

Micro-analytical techniques based on chemical element imaging enable the localization and quantification of chemical composition at the cellular level. They offer new possibilities for the characterization of living systems and are particularly appropriate for detecting, localizing and quantifying the presence of metal oxide nanoparticles both in biological specimens and the environment. Indeed, these techniques all meet relevant requirements in terms of (i) sensitivity (from 1 up to 10 &#181;g.g-1 of dry mass), (ii) micrometer range spatial resolution, and (iii) multi-element detection. Given these characteristics, microbeam chemical element imaging can powerfully complement routine imaging techniques such as optical and fluorescence microscopy. This protocol describes how to perform a nuclear microprobe analysis on cultured cells (U2OS) exposed to titanium dioxide nanoparticles. Cells must grow on and be exposed directly in a specially designed sample holder used on the optical microscope and in the nuclear microprobe analysis stages. Plunge-freeze cryogenic fixation of the samples preserves both the cellular organization and the chemical element distribution. Simultaneous nuclear microprobe analysis (scanning transmission ion microscopy, Rutherford backscattering spectrometry and particle induced X-ray emission) performed on the sample provides information about the cellular density, the local distribution of the chemical elements, as well as the cellular content of nanoparticles. There is a growing need for such analytical tools within biology, especially in the emerging context of Nanotoxicology and Nanomedicine for which our comprehension of the interactions between nanoparticles and biological samples must be deepened. In particular, as nuclear microprobe analysis does not require nanoparticles to be labelled, nanoparticle abundances are quantifiable down to the individual cell level in a cell population, independently of their surface state.

In Situ Detection and Single Cell Quantification of Metal Oxide Nanoparticles Using Nuclear Microprobe Analysis

We describe a procedure for the detection of chemical elements present in situ in human cells as well as their in vitro quantification. The method is well-suited to any cell type and is particularly useful for quantitative chemical analyses in single cells following in vitro metal oxide nanoparticles exposure.

In Situ Deteção e única célula quantificação de nanopartículas de óxido de Metal usando análise de microsonda Nuclear

Micro-analytical techniques based on chemical element imaging enable the localization and quantification of chemical composition at the cellular level. ...

Determining the Chemical Composition of Corrosion Inhibitor/Metal Interfaces with XPS: Minimizing Post Immersion Oxidation

An approach for acquiring more reliable X-ray photoelectron spectroscopy data from corrosion inhibitor/metal interfaces is described. More specifically, the focus is on metallic substrates immersed in acidic solutions containing organic corrosion inhibitors, as these systems can be particularly sensitive to oxidation following removal from solution. To minimize the likelihood of such degradation, samples are removed from solution within a glove box purged with inert gas, either N2 or Ar. The glove box is directly attached to the load-lock of the ultra-high vacuum X-ray photoelectron spectroscopy instrument, avoiding any exposure to the ambient laboratory atmosphere, and thus reducing the possibility of post immersion substrate oxidation. On this basis, one can be more certain that the X-ray photoelectron spectroscopy features observed are likely to be representative of the in situ submerged scenario, e.g. the oxidation state of the metal is not modified.

A protocol to avoid the oxidation of metallic substrates during sample transfer from an inhibited acidic solution to an X-ray photoelectron spectrometer is presented.

Determinar a composição química do inibidor de corrosão / Metal Interfaces com XPS: Minimizando Pós Immersion Oxidação

An approach for acquiring more reliable X-ray photoelectron spectroscopy data from corrosion inhibitor/metal interfaces is described. More specifically, ...

In Situ Characterization of Shewanella oneidensis MR1 Biofilms by SALVI and ToF-SIMS

Bacterial biofilms are surface-associated communities that are vastly studied to understand their self-produced extracellular polymeric substances (EPS) and their roles in environmental microbiology. This study outlines a method to cultivate biofilm attachment to the System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI) and achieve in situ chemical mapping of a living biofilm by time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS). This is done through the culturing of bacteria both outside and within the SALVI channel with our specialized setup, as well as through optical imaging techniques to detect the biofilm presence and thickness before ToF-SIMS analysis. Our results show the characteristic peaks of the Shewanella biofilm in its natural hydrated state, highlighting upon its localized water cluster environment, as well as EPS fragments, which are drastically different from the same biofilm's dehydrated state. These results demonstrate the breakthrough capability of SALVI that allows for in situ biofilm imaging with a vacuum-based chemical imaging instrument.

In Situ Characterization of Shewanella oneidensis MR1 Biofilms by SALVI and ToF-SIMS

This article presents a method for growing a biofilm for in situ time-of-flight secondary ion mass spectrometry for chemical mapping in its hydrated state, enabled by a microfluidic reactor, System for Analysis at the liquid Vacuum Interface. The Shewanella oneidensis MR-1 with green fluorescence protein was used as a model.

In Situ Caracterização de Shewanella oneidensis MR1 biofilmes por SALVI e ToF-SIMS

Bacterial biofilms are surface-associated communities that are vastly studied to understand their self-produced extracellular polymeric substances (EPS) ...

Ligand-Mediated Nucleation and Growth of Palladium Metal Nanoparticles

The size, size distribution and stability of colloidal nanoparticles are greatly affected by the presence of capping ligands. Despite the key contribution of capping ligands during the synthesis reaction, their role in regulating the nucleation and growth rates of colloidal nanoparticles is not well understood. In this work, we demonstrate a mechanistic investigation of the role of trioctylphosphine (TOP) in Pd nanoparticles in different solvents (toluene and pyridine) using in situ SAXS and ligand-based kinetic modeling. Our results under different synthetic conditions reveal the overlap of nucleation and growth of Pd nanoparticles during the reaction, which contradicts the LaMer-type nucleation and growth model. The model accounts for the kinetics of Pd-TOP binding for both, the precursor and the particle surface, which is essential to capture the size evolution as well as the concentration of particles in situ. In addition, we illustrate the predictive power of our ligand-based model through designing the synthetic conditions to obtain nanoparticles with desired sizes. The proposed methodology can be applied to other synthesis systems and therefore serves as an effective strategy for predictive synthesis of colloidal nanoparticles.

The main goal of this work is to elucidate the role of capping agents in regulating the size of palladium nanoparticles by combining in situ small angle x-ray scattering (SAXS) and ligand-based kinetic modeling.

Nucleação e Crescimento Mediado por Ligante de Nanopartículas de Paládio Metálico

The size, size distribution and stability of colloidal nanoparticles are greatly affected by the presence of capping ligands. Despite the key contribution ...

Synthesis and Characterization of Amphiphilic Gold Nanoparticles

Gold nanoparticles covered with a mixture of 1-octanethiol (OT) and 11-mercapto-1-undecane sulfonic acid (MUS) have been extensively studied because of their interactions with cell membranes, lipid bilayers, and viruses. The hydrophilic ligands make these particles colloidally stable in aqueous solutions and the combination with hydrophobic ligands creates an amphiphilic particle that can be loaded with hydrophobic drugs, fuse with the lipid membranes, and resist nonspecific protein adsorption. Many of these properties depend on nanoparticle size and the composition of the ligand shell. It is, therefore, crucial to have a reproducible synthetic method and reliable characterization techniques that allow the determination of nanoparticle properties and the ligand shell composition. Here, a one-phase chemical reduction, followed by a thorough purification to synthesize these nanoparticles with diameters below 5 nm, is presented. The ratio between the two ligands on the surface of the nanoparticle can be tuned through their stoichiometric ratio used during synthesis. We demonstrate how various routine techniques, such as transmission electron microscopy (TEM), nuclear magnetic resonance (NMR), thermogravimetric analysis (TGA), and ultraviolet-visible (UV-Vis) spectrometry, are combined to comprehensively characterize the physicochemical parameters of the nanoparticles.

Amphiphilic gold nanoparticles can be used in many biological applications. A protocol to synthesize gold nanoparticles coated by a binary mixture of ligands and a detailed characterization of these particles is presented.

Síntese e caracterização de nanopartículas de ouro Anfífilos

Gold nanoparticles covered with a mixture of 1-octanethiol (OT) and 11-mercapto-1-undecane sulfonic acid (MUS) have been extensively studied because of ...