Comme les mammifères, le nombre de fibres musculaires, un déterminant majeur de la masse musculaire ultime est établi lors de l’embryogenèse de la volaille. Cette méthode permet aux chercheurs d’étudier la volaille dans l’ovomyogenèse et la manipulation de l’hyperplasie des fibres musculaires. Cette technique nécessite peu d’investissement dans l’équipement et constitue une méthode facile et relativement peu coûteuse d’étude de la manipulation de la myogenèse.
Les chercheurs novices dans cette technique peuvent avoir du mal à incuber correctement les œufs. Morgan Gravely et moi-même, tous deux étudiants diplômés à la maîtrise ès sciences dans notre laboratoire, feront la démonstration de cette technique. Avant de commencer l’expérience, inspectez et jetez les œufs de mauvaise qualité.
Attribuez et enregistrez des numéros d’œufs individuels aux œufs sélectionnés, puis pesez les œufs. Ensuite, placez les œufs dans leur plateau d’incubation approprié et précuvrez-les à 26,6 degrés Celsius avec une humidité relative de 40% pendant six heures. Après l’incubation, augmentez et maintenez la température de l’incubateur à 37 degrés Celsius avec 40% d’humidité relative jusqu’au jour d’incubation 18.
Mesurez la température de surface de plusieurs œufs dans l’incubateur deux fois par jour avec un thermomètre thermique de surface pour vous assurer que la température de surface des œufs est de 37 degrés Celsius. Continuez à repositionner les œufs en tournant toutes les heures. Pour assurer une perte de poids de 10% à 12,5%, enregistrez quotidiennement le poids des œufs pendant les 18,5 premiers jours d’incubation.
Le jour 10 de l’incubation, préparez la solution de nicotinamide riboside nécessaire pour chaque traitement de 100 microlitres en injections d’ovo tel que décrit dans le manuscrit et maintenez les solutions à 37 degrés Celsius au bain-marie. Après avoir retiré les œufs un plateau à la fois de l’incubateur et les avoir recouverts d’une serviette chaude, allumez chaque œuf pour localiser le sac vitellin. Nettoyez la zone d’injection avec de l’éthanol à 70% avant d’insérer une aiguille hypodermique stérile de calibre 20 de 2,54 centimètres de profondeur dans la coquille de l’œuf pour injecter la dose assignée de traitement au nicotinamide riboside avec 100 microlitres de solution saline stérile dans le sac vitellin.
Recouvrez immédiatement le site d’injection d’un petit morceau de ruban adhésif imperméable absolu pour éviter une perte d’humidité excessive. Une fois que tous les œufs ont reçu leur traitement, replacez le plateau dans l’incubateur. Le jour d’incubation 18, retirez les œufs des plateaux pour les placer dans les boîtes d’éclosion assignées en fonction de leurs traitements, puis placez les boîtes d’éclosion dans l’incubateur avec l’augmentation de l’humidité à 60% jusqu’à ce que tous les œufs éclosent ou jusqu’au 23ème jour de l’incubation.
Avant le prélèvement de l’échantillon, déterminez la longueur de la couronne à la croupe des poussins euthanasiés en posant le poussin sur le côté avec la tête repliée vers le bas et les pattes sous le corps et en mesurant la longueur du haut de la tête à la queue, puis mesurez la largeur de la tête d’un trou d’oreille à l’autre trou d’oreille dans la longueur de la tête de l’arrière du bec à l’arrière du crâne. Pour évaluer la circonférence de la tête, enroulez une corde non élastique autour du crâne d’un trou d’oreille à l’autre, puis obtenez la mesure de la corde avec une règle métrique. De la même manière, déterminez la circonférence de la poitrine en enroulant une ficelle autour de la poitrine sous laquelle les ailes entrent en contact avec le corps avant de placer la corde sur une règle métrique pour acquérir la mesure.
Vaporisez les seins du poussin avec 70% d’éthanol et, avec les doigts, tirez les plumes et la peau pour révéler les principaux muscles pectoraux, puis prenez des mesures avec des étriers numériques. Mesurez la largeur de la poitrine à travers la poitrine où les ailes entrent en contact avec le corps et la longueur de la poitrine du bas de la clavicule au sommet du coussinet adipeux. Pour extraire le muscle pectoral majeur droit, utilisez des ciseaux chirurgicaux ou un scalpel et une pince pour couper le long de l’os de la quille avant de libérer le muscle de la paroi du corps.
Après avoir retiré le muscle pectoral majeur, posez le muscle à plat sur un bâton Popsicle pour recueillir les mesures à l’aide d’étriers numériques. Découvrez la longueur musculaire de la partie crânienne à la partie caudale du muscle et la largeur du muscle à la partie la plus large de la partie crânienne du muscle. Pour déterminer l’épaisseur musculaire, ramassez le sein avec une pince et mesurez la partie la plus épaisse de la section crânienne du muscle.
Une fois les mesures effectuées, les principaux muscles pectoraux droit et gauche peuvent être stockés pour d’autres analyses à moins 80 degrés Celsius pendant un an. Les embryons ont été injectés avec quatre doses ou doses de nicotinamide riboside pour étudier l’effet de l’alimentation in ovo. Il a été observé qu’il n’y avait aucun effet de dose sur le poids corporel des embryons du jour 18 et des poussins éclos.
De même, aucun effet de dose n’a été détecté sur les mesures musculaires majeures des pectoraux pour les embryons de 18 jours entiers. Pour les poussins éclos, il n’y avait aucun effet de dose sur les mesures de longueur et de largeur musculaires majeures des pectoraux. Cependant, la dose a affecté le poids musculaire et la profondeur.
Les poussins développés à partir des embryons qui n’ont pas été injectés avec nicotinamide riboside avaient des muscles pectoraux majeurs qui pesaient moins que les poussins des embryons injectés avec 501 000 millimolaires nicotinamide riboside. Les poussins d’embryons injectés avec zéro et 250 millimolaires nicotinamide riboside avaient moins de profondeur pectorale majeure que les poussins d’embryons injectés avec 501 000 millimolaires nicotinamide riboside. La clé pour exécuter une expérience robuste est de sélectionner des œufs sans défaut et uniformes.
Cela garantira que tous les effets sont catalysés par le traitement. Avec la récolte du muscle pectoral majeur, l’histologie peut être utilisée pour mesurer la morphométrie des fibres musculaires, et l’ARN total et les protéines peuvent être extraits pour l’analyse de l’expression des gènes et des protéines. Nous étudions actuellement les effets de cette technologie sur la performance de croissance de la qualité de la viande fraîche des oiseaux traités.
