Les protocoles précédents pour les modèles murins de dialyse péritonéale souffrent de limitations empêchant leur utilisation à long terme. Ces limites, telles que l’enroulement du cathéter et le déplacement, sont abordées dans cette étude. Cette technique empêche le dysfonctionnement du cathéter pour des raisons mécaniques, permettant leur utilisation plus longtemps pour étudier des pathologies, telles que la fibrose péritonéale.
Cette technique fournira un meilleur modèle murin pour sonder la pathogenèse moléculaire et de nouvelles thérapies de la fibrose péritonéale. Une limitation clé de la MP chez l’homme. La MP est le pilier de la thérapie de remplacement rénal chez les patients pédiatriques atteints d’IRT.
Ce modèle optimisé fournira un meilleur banc d’essai pour étudier tous les problèmes liés à la MP chez l’homme. La génération d’un modèle animal a une courbe d’apprentissage. Cette vidéo étape par étape aidera une personne à mettre en œuvre cette technique pour générer avec succès un modèle durable de dialyse péritonéale.
Pour commencer, placez la souris C57 noire/6J entièrement anesthésiée âgée de huit à 12 semaines en position latérale gauche. Après avoir rasé la souris comme spécifié dans le manuscrit, désinfectez la zone chirurgicale en exposant le flanc droit de la souris à la couverture chauffante. Placez ensuite le champ chirurgical stérile sur la souris.
Attribuez la poche du port d’accès un centimètre au-dessus de la queue de la souris. Tenez le segment d’installation avec l’index non dominant et le doigt du pouce sur la zone assignée près de la queue. Placez le cathéter au-dessus de la peau et estimez l’emplacement de l’insertion du tube du cathéter dans la cavité abdominale.
Marquez ensuite l’endroit assigné pour l’insertion du tube, en respectant la flexion minimale du tube près de la ligne médiane antérieure. Percez un trou latéral sur le cadre de la section du réservoir avec le tagueur d’oreille de souris. Faites une incision cutanée horizontale d’un centimètre de large à un centimètre au-dessus de la queue.
Ensuite, disséquez carrément le plan sous-cutané de la couche musculaire sous-jacente pour créer une poche pour le placement du cathéter afin de vous assurer que l’orifice d’installation réside librement dans la poche d’orifice idéale. Passé la suture 3-0 du trou latéral personnalisé. Fixez l’orifice d’accès au lit musculaire en serrant la suture passée, en gardant la céphalade de cours de tubulure.
Faites une incision d’un centimètre sur la zone formellement marquée près de la ligne médiane. Placez une suture de cordon de bourse lâche avec une suture résorbable ronde 4-0 autour du muscle de la paroi abdominale incisée. Faites une incision d’un centimètre sur la couche musculaire près de la ligne médiane droite et passez le feutre proximal du cathéter à l’intérieur de l’incision.
Passez le tube du cathéter à travers le tractus préparé. Serrez la suture préparée autour du tube, tout en gardant le deuxième feutre à l’extérieur de la corde de la bourse sur la couche musculaire, et fermez la peau avec des sutures résorbables 3-0. Assurez-vous que le cathéter placé est fonctionnel.
Vérifiez la fonction avec une seringue d’un millilitre fixée à l’aiguille Huber spécifique pour le port. Injectez une solution saline normale dans le port d’installation. Après avoir confirmé un écoulement régulier avec une tolérance zéro pour la résistance, fermez les incisions cutanées autour du réservoir de port avec 3-0 sutures résorbables.
Entrez dans le port avec l’aiguille Huber et injectez 100 microlitres de solution saline normale dans le port pour confirmer le cours du brevet. Injectez ensuite 200 microlitres de lipopolysaccharide, suivis de 100 microlitres de solution saline pour l’irrigation par tube et assurez-vous qu’il n’y a pas de résistance. Après sept jours d’injections de LPS et deux semaines d’implantation de cathéter, planifiez la biopsie péritonéale.
Après avoir confirmé la réussite de l’anesthésie, faites une incision cutanée médiane de la vessie au sous-xiphoïde. Puis perfusez le plan sous-fascial avec du PBS froid. Assurez-vous que l’avion est complètement disséqué sans perturber l’intégrité du péritoine.
L’analyse des coupes colorées à l’hématoxyline et à l’éosine a montré une augmentation substantielle de la matrice extracellulaire, ou ECM, dans l’espace sous-péritonéal. L’ECM moyenne dans l’espace sous-péritonéal des souris témoins était la moitié de celle des souris exposées au LPS. La coloration Trichrome de Masson détecte la fibrose, mesurée par la densité d’intensité normalisée à la surface.
La vascularisation altérée et l’élargissement de l’espace sous-péritonéal ont été analysés à l’aide du marqueur de cellules endothéliales CD31 et mesurés en densité intégrée dans des images de champ de haute puissance sélectionnées au hasard. Par rapport au contrôle, les souris induites par le LPS ont montré une multiplication par trois de la fibrose sous-péritonéale, une augmentation d’environ huit à neuf fois de la vascularité et une augmentation de deux fois de l’espace sous-péritonéal, marquée comme SP, ont été observées. Placez le cathéter au-dessus de la peau et marquez le point d’insertion du cathéter, tout en évitant la flexion du tube.
L’insertion doit être près de la ligne médiane intérieure. Fournir la méthode de placement de cathéter murin plus durable permettra aux chercheurs de concevoir et d’exécuter des expériences à plus long terme pour sonder et cibler la défaillance de la membrane péritonéale.
