Pour la présente étude, les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’UCSF et ont été menées conformément au guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des souris mâles et femelles C57BL/6 adultes, âgées de 8 à 12 semaines (élevées en interne) ont été utilisées ici.
1. Préparation de l’échantillon DRG
<ol><li>Anesthésier les souris avec 2,5 % d’Avertin (voir le tableau des matériaux). Assurer une anesthésie adéquate par l’absence de réponse à la stimulation douloureuse. Perfuser les animaux par voie transcardique avec 1x solution saline tamponnée au phosphate (PBS) suivie de 4% de formaldéhyde, comme décrit précédemment14,15,16.</li>
	<li>Disséquer le tissu DRG de la moelle épinière, comme décrit précédemment14,15,16.</li>
	<li>Post-fixer les DRG disséqués dans du formaldéhyde à 4 % pendant 3 h à température ambiante.</li>
	<li>Mettez les DRG dans 30 % de saccharose dans du PBS à 4 °C pendant la nuit.</li>
	<li>Préparation de la température de coupe optimale (OCT) de la base<ol><li>Ajouter le composé OCT (voir le tableau des matériaux) pour couvrir la surface supérieure du bloc d’aluminium et congeler à -20 °C pendant 5 à 10 minutes (figure 1A).</li>
		<li>Coupez le haut de l’OCT à l’aide du cryostat (voir Tableau des matériaux) à 30 μm d’épaisseur jusqu’à ce que sa surface soit plane comme l’OCT de base (Figure 1B).</li>
		<li>Faites une marque en bas (position six heures) de l’OCT de base pour marquer son orientation, avant de retirer le bloc d’aluminium du cryostat (Figure 1C).</li>
		<li>Dans les étapes suivantes, maintenez la marque à la position six heures pour conserver la même orientation, ce qui peut conduire à l’obtention d’un plus grand nombre de sections de l’échantillon DRG. REMARQUE : Si l’orientation est perdue et que l’échantillon DRG est coupé à un angle différent, l’échantillon DRG ne peut pas être coupé complètement de haut en bas, ce qui laissera certains échantillons laissés de côté sur l’OCT de base et gaspillés, car l’OCT de base sera rencontré lors de la tentative de coupe de l’échantillon DRG (Figure 1C).</li>
	</ol></li>
	<li>Exécution de l’intégration OCT des DRG<ol><li>Séchez le tissu DRG avant de le mettre sur l’OCT.<ol><li>Avant d’ajouter le DRG sur le bloc, assurez-vous d’éliminer la solution de saccharose/PBS à 30 % autour de l’échantillon.</li>
			<li>Séchez l’échantillon DRG en le plaçant sur une boîte de Pétri sèche (Figure 2A) et en le déplaçant d’un endroit à un autre deux ou trois fois avec une pince à épiler sèche (Figure 2B).</li>
			<li>Séchez la pince à épiler avec un mouchoir non pelucheux avant de déplacer un autre échantillon de DRG (Figure 2C).</li>
		</ol></li>
		<li>Placez le DRG sec sur l’OCT de base.<ol><li>À l’aide d’une pince à épiler sèche, placez le DRG sec sur l’OCT de base à la position 12 heures (Figure 1D).</li>
			<li>Gardez au moins 5 mm entre le bord supérieur du DRG et le bord supérieur de l’OCT de base.</li>
			<li>Placez la partie dorsale du DRG à la position 12 heures et la partie ventrale à la position six heures (Figure 1D).</li>
		</ol></li>
		<li>Intégrez le tissu DRG avec l’OCT.<ol><li>Ajouter plus d’OCT pour couvrir l’ensemble de l’échantillon DRG dans une forme ronde ou ovale, avec le DRG au centre (Figure 1E).</li>
			<li>Assurez-vous que le bord supérieur de l’OCT recouvre le DRG au niveau du bord supérieur de l’OCT de base (Figure 1F), car cela facilite le transfert de la section sur la lame de verre (Figure 3A). REMARQUE : Si l’OCT du couvercle se trouve au milieu de l’OCT de base, le bord supérieur de l’OCT de base bloquera la lame de verre pour recueillir la section (Figure 3B).</li>
			<li>Congeler l’échantillon OCT et DRG du couvercle à -20 °C pendant encore 5 minutes (Figure 1G). Ne coupez pas l’OCT autour de l’échantillon DRG.</li>
			<li>Coupez le haut de la couverture OCT à une épaisseur de 30 μm jusqu’à ce que le DRG soit visible.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>2. Cryosection du DRG
<ol><li>Modifiez l’épaisseur de la section du cryostat à 12 μm pour couper des sections DRG sur la lame (Figure 1H).</li>
	<li>Tenez la section OCT en bas avec un petit pinceau refroidi à -20 °C. REMARQUE : Il est important de ne pas couper complètement toute la section, mais de laisser 1 à 3 mm non coupés (Figure 1I).</li>
	<li>À l’aide de l’extrémité d’une pince à épiler à température ambiante, touchez doucement le bas (position six heures) de la section afin qu’elle adhère à la surface de la plate-forme (Figure 1J). Cela empêche la section de se courber en rouleau, ce qui rend difficile la collecte de la section sur la glissière. REMARQUE : Lorsque le bas de la section adhère à la surface de la plate-forme et que le haut de la section est toujours connecté à l’OCT du couvercle, la section est de forme plate (Figure 1K), ce qui facilite grandement la collecte de la section sur la diapositive.</li>
	<li>Prenez une lame de verre chargée (voir le tableau des matériaux) et placez-la lentement sur la section. Dès que la section commence à coller à la glissière, tirez doucement la lame vers l’arrière (Figure 1L).</li>
	<li>Suivez le même processus pour placer plus de sections DRG sur la lame sans chevaucher les sections (Figure 1M). Assurez-vous qu’une nouvelle section de DRG n’est pas placée sur l’OCT d’une autre section de DRG (Figure 4), car une telle section ne peut pas rester bien sur la lame et peut être emportée pendant le processus de coloration immunochimique.</li>
</ol>3. Coloration Nissl de la section DRG sur la lame de verre
<ol><li>Lavez les sections pendant 10 min dans du PBS plus 0,1 % de Triton X-10. Ensuite, lavez les sections deux fois avec du PBS.</li>
	<li>Appliquez une teinture Nissl 1 :300 (voir tableau des matériaux) sur la lame et incubez pendant 20 minutes à température ambiante.</li>
	<li>Lavez la section avec du PBS plus 0,1 % de Triton X-100. Ensuite, lavez les sections deux fois avec du PBS pendant 5 min, puis pendant 2 h à température ambiante.</li>
	<li>Appliquer le 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) fluoromount-G (voir le tableau des matériaux) pour recouvrir les sections d’une lamelle.</li>
</ol>

Cryosectionnement du ganglion de la racine dorsale de souris

<ol>
	<li>Guan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injured+sensory+neuron-derived+CSF1+induces+microglial+proliferation+and+DAP12-dependent+pain.">Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain.</a> Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).</li><li>Yu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+root+ganglion+macrophages+contribute+to+both+the+initiation+and+persistence+of+neuropathic+pain.">Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain.</a> Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).</li><li>Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Satellite+glial+cells+in+sensory+ganglia:+its+role+in+pain.">Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain.</a> Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).</li><li>Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Profile+of+dorsal+root+ganglion+neurons:+study+of+oxytocin+expression.">Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression.</a> Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).</li><li>Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+neuro-immune+interactions+in+chronic+pain:+implications+for+clinical+practice.">The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice.</a> Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).</li><li>Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unique+characteristics+of+the+dorsal+root+ganglion+as+a+target+for+neuromodulation.">Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation.</a> Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).</li><li>Chen, X. J., Sun, Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+circuit+mechanisms+of+itch.">Central circuit mechanisms of itch.</a> Nature Communications. 11 (1), 3052 (2020).</li><li>Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contemporary+views+on+inflammatory+pain+mechanisms:+TRPing+over+innate+and+microglial+pathways.">Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways.</a> F1000Research. , (2016).</li><li>Boadas-Vaello, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroplasticity+of+ascending+and+descending+pathways+after+somatosensory+system+injury:+reviewing+knowledge+to+identify+neuropathic+pain+therapeutic+targets.">Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets.</a> Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).</li><li>Guha, D., Shamji, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dorsal+root+ganglion+in+the+pathogenesis+of+chronic+neuropathic+pain.">The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain.</a> Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).</li><li>Shorrock, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UBA1/GARS-dependent+pathways+drive+sensory-motor+connectivity+defects+in+spinal+muscular+atrophy.">UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy.</a> Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).</li><li>Sleigh, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trk+receptor+signaling+and+sensory+neuron+fate+are+perturbed+in+human+neuropathy+caused+by+Gars+mutations.">Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).</li><li>Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+somatosensory+neuron+involvement+in+the+SOD1(G93A)+mouse+model.">Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model.</a> Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).</li><li>Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+video+protocol+for+rapid+dissection+of+mouse+dorsal+root+ganglia+from+defined+spinal+levels.">A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels.</a> BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).</li><li>Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple,+step-by-step+dissection+protocol+for+the+rapid+isolation+of+mouse+dorsal+root+ganglia.">A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia.</a> BMC Research Notes. 9, 82 (2016).</li><li>Perner, C., Sokol, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+dissection+and+culture+of+murine+dorsal+root+ganglia+neurons+to+study+neuropeptide+release.">Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release.</a> STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).</li><li>Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immortalized+dorsal+root+ganglion+neuron+cell+lines.">Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).</li><li>Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Common+transcriptional+signatures+of+neuropathic+pain.">Common transcriptional signatures of neuropathic pain.</a> Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).</li><li>Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+expression+changes+in+dorsal+root+ganglia+following+peripheral+nerve+injury:+roles+in+inflammation,+cell+death+and+nociception.">Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception.</a> Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).</li><li>Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+and+chemokine+regulation+of+sensory+neuron+function.">Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function.</a> Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).</li><li>Neto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+outgrowth,+neuropeptides+expression+and+receptors+tyrosine+kinase+phosphorylation+in+3D+organotypic+cultures+of+adult+dorsal+root+ganglia.">Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia.</a> PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).</li><li>Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+intriguing+nature+of+dorsal+root+ganglion+neurons:+Linking+structure+with+polarity+and+function.">The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function.</a> Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).</li><li>Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+sensory+afferent+compartments+in+health+and+disease.">The structure of sensory afferent compartments in health and disease.</a> Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).</li><li>Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-nucleus+transcriptomic+analysis+of+human+dorsal+root+ganglion+neurons.">Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons.</a> eLife. 10, e71752 (2021).</li><li>Usoskin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unbiased+classification+of+sensory+neuron+types+by+large-scale+single-cell+RNA+sequencing.">Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing.</a> Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).</li><li>Hunt, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DRGquant:+A+new+modular+AI-based+pipeline+for+3D+analysis+of+the+DRG.">DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG.</a> Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole fournit une procédure simple, étape par étape, pour la section cryostatique du DRG de souris afin d’obtenir des sections DRG de haute qualité sur des lames de manière fiable. Il y a quatre étapes critiques dans ce protocole. Tout d’abord, l’échantillon DRG et la pince à épiler doivent être secs avant de placer l’échantillon DRG sur l’OCT de base. Tout liquide entourant l’échantillon DRG formera une coquille de glace autour de celui-ci, ce qui entraînera la séparation des sections DR...

Le ganglion de la racine dorsale (DRG) contient les neurones sensoriels primaires, les macrophages tissulaires et les cellules satellites qui entourent les neurones sensoriels primaires 1,2,3,4. Il s’agit d’une structure anatomique clé dans le traitement des signaux inoffensifs et nocifs, et joue un rôle essentiel dans la douleur, les démangeaisons et divers troubles des nerfs périphériques 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Bien que plusieurs méthodes aient été mises au point pour disséquer le tissu DRG de la moelle épinière de souris14,15,16, la cryosection du tissu DRG reste difficile car le tissu DRG est assez petit et les sections cryostat des échantillons DRG ont tendance à se courber en rouleaux, ce qui rend difficile le transfert correct des sections du cryostat sur des lames de verre. Cependant, une cryosection correcte du tissu DRG est cruciale pour les études d’immunohistochimie et la structure des neurones sensoriels DRG 17,18,19,20,21,22,23. De plus, comme les résultats du séquençage de l’ARN unicellulaire ont révélé l’hétérogénéité remarquable des neurones sensoriels DRG chez l’homme24 et la souris25, une cryosection appropriée du tissu DRG est essentielle pour étudier le rôle fonctionnel de différentes cellules DRG dans diverses conditions physiologiques et pathologiques.
Bien que la technique d’élimination des tissus ait été appliquée pour étudier la reconstruction 3D du DRG26 en tant que technique alternative de cryosection du DRG, la technique d’élimination des tissus prend du temps et de la main-d’œuvre. En comparaison, la cryosection du DRG est rapide et relativement facile à réaliser, et reste donc une technique clé pour l’immunohistochimie et l’étude de la structure du DRG et d’autres régions du système nerveux central. Cependant, l’obtention de coupes de cryostat de haute qualité, intactes et plates sur des lames de verre reste un défi dans la recherche en neurosciences en raison de la petite taille de l’échantillon de tissus, comme le DRG et certaines régions du cerveau, et il n’y a pas d’article décrivant le protocole optimal à ce stade pour la cryosection d’échantillons de tissus de petite taille, tels que les DRG de souris.
Ce protocole fournit une technique simple, étape par étape, pour la section cryostatique du DRG de souris afin d’obtenir de manière fiable autant de sections DRG de haute qualité sur les lames pour les études DRG ultérieures. Bien qu’elle soit spécialement conçue pour la cryosection d’échantillons DRG, cette technique peut potentiellement être utilisée pour cryosectionner divers autres tissus avec une petite taille d’échantillon.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Avertin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>Anesthetize animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epredia&#160;Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>1910</td>
			<td>Hold the OCT section at the bottom&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ergo Tweezers</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>S95310</td>
			<td>Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o&#8217;clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand&#160;Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>1255015</td>
			<td>To collect the DRG section&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marking pens</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>133794</td>
			<td>&#160;Mark the orientation of base OCT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scigen&#160;Tissue-Plus O.C.T. Compound</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>&#160;23730571</td>
			<td>Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.).</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for mouse dorsal root ganglion cryosectioning

Des coupes de cryostat de ganglion de la racine dorsale (DRG) de souris de haute qualité sont cruciales pour une coloration immunochimique appropriée et des études RNAscopique dans la recherche de douleurs inflammatoires et neuropathiques, de démangeaisons, ainsi que d’autres affections neurologiques périphériques. Cependant, il reste difficile d’obtenir systématiquement des coupes de cryostat de haute qualité, intactes et plates sur des lames de verre en raison de la petite taille de l’échantillon du tissu DRG. Jusqu’à présent, il n’existe pas d’article décrivant un protocole optimal pour la cryosection DRG. Ce protocole présente une méthode étape par étape pour résoudre les difficultés fréquemment rencontrées associées à la cryosection DRG. L’article présenté explique comment retirer le liquide environnant des échantillons de tissus DRG, placer les sections DRG sur la lame orientées dans la même orientation et aplatir les sections sur la lame de verre sans se courber. Bien que ce protocole ait été développé pour la cryosection des échantillons DRG, il peut être appliqué pour la cryosection de nombreux autres tissus avec une petite taille d’échantillon.

The dorsal root ganglion (DRG) contains the primary sensory neurons, the tissue macrophages, and the satellite cells that surround the primary sensory neurons1,2,3,4. It is a key anatomic structure in processing innocuous and noxious signals, and plays critical roles in pain, itch, and various peripheral nerve disorders5,6,7,8,9,10,11,12,13. Although several methods have been developed to dissect DRG tissue from the mouse spinal cord14,15,16, cryosectioning of the DRG tissue remains challenging as the DRG tissue is quite small, and cryostat sections of DRG samples tend to curve into rolls, making it difficult to properly transfer the cryostat sections onto glass slides. However, proper cryosectioning of the DRG tissue is crucial for immunohistochemistry studies and the structure of DRG sensory neurons17,18,19,20,21,22,23. Moreover, as single-cell RNA sequencing results have revealed the remarkable heterogeneity of DRG sensory neurons in both humans24 and mice25, proper cryosectioning of DRG tissue is critical for investigating the functional role of different DRG cells in various physiological and pathological conditions.
Although the tissue-clearing technique has been applied to investigate the 3D reconstruction of the DRG26 as an alternative technique of cryosectioning the DRG, the tissue-clearing technique is time- and labor-consuming. In comparison, cryosectioning of the DRG is quick and relatively easy to perform, and thus it remains to be a key technique for immunohistochemistry and structure studies of the DRG and other regions of the central nervous system. However, obtaining high-quality, intact, and flat cryostat sections onto glass slides remains to be a challenge in neuroscience research because of the tiny sample size of tissues, like the DRG and certain brain regions, and there is no article describing the optimal protocol at this point for cryosectioning small-sized tissue samples, such as mouse DRGs.
This protocol provides an easy, step-by-step technique for cryostat sectioning of the mouse DRG to reliably obtain as many high-quality DRG sections on the slides for subsequent DRG studies. While specifically designed for cryosectioning DRG samples, this technique can potentially be used for cryosectioning various other tissues with a small sample size.

Pleins feux sur l’auteur : Une procédure de cryosection du ganglion de la racine dorsale de souris  

Une procédure pour la cryosection du ganglion de la racine dorsale de la souris

La présente étude a recueilli environ 16 coupes de DRG continues et de haute qualité à partir d’un DRG L4 de souris. Les sections obtenues étaient sans aucune distorsion. La figure 1 illustre la procédure étape par étape pour la cryosection. L’élimination de l’excès de liquide des coupes de tissu est illustrée à la figure 2. Le processus d’intégration des tissus dans le cadre de l’OCT est mis en évidence à la figure ...

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning at JoVE.com

Nous présentons ici le développement permettant d’acquérir systématiquement des coupes de cryostat ganglionnaire de racine dorsale de haute qualité.

High-quality mouse dorsal root ganglion (DRG) cryostat sections are crucial for proper immunochemistry staining and RNAscope studies in the research of ...

Il reste difficile d’obtenir systématiquement des coupes de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris de haute qualité, intactes et plates. La recherche vise à répondre à la question de savoir comment acquérir une section idéale de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris. Ce protocole fournit une technique facile, étape par étape, pour la section cryostat du DRG de souris à des sections de cryostat DRG de souris de haute qualité, intactes et plates.Cet article explique comment éliminer le liquide environnant du tissu de l’échantillon DRG de souris, en plaçant les sections DRG sur les lames orientées vers la même orientation, et en aplatissant les sections DRG sans se courber. L’un des principaux défis est que les sections OCT du DRG de souris ont tendance à se courber en un rouleau, ce qui les rend difficiles à placer sur la lame de verre. Il est également difficile d’obtenir suffisamment de coupes à partir d’un échantillon en raison de la petite taille du DRG de la souris.

a-procedure-for-mouse-dorsal-root-ganglion-cryosectioning

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning

4.4K vues.  Capital Medical University. Il reste difficile d’obtenir systématiquement des coupes de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris de haute qualité, intactes et plates. La recherche vise à répondre à la question de savoir comment acquérir une section idéale de cryostat ganglionnaire de la racine dorsale de souris. Ce protocole fournit une technique facile, étape par étape, pour la section cryostat du DRG de souris à des sections de cryostat DRG de souris de haute qualité, intactes et plates.

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Une procédure de cryosection du ganglion de la racine dorsale de souris  

High-quality mouse dorsal root ganglion (DRG) cryostat sections are crucial for proper immunochemistry staining and RNAscope studies in the research of inflammatory and neuropathic pain, itch, as well as other peripheral neurological conditions. However, it remains a challenge to consistently obtain high-quality, intact, and flat cryostat sections onto glass slides because of the tiny sample size of the DRG tissue. So far, there is no article describing an optimal protocol for DRG cryosectioning. This protocol presents a step-by-step method to resolve the frequently encountered difficulties associated with DRG cryosectioning. The presented article explains how to remove the surrounding liquid from the DRG tissue samples, place the DRG sections on the slide facing the same orientation, and flatten the sections on the glass slide without curving up. Although this protocol has been developed for cryosectioning the DRG samples, it can be applied for the cryosectioning of many other tissues with a small sample size.

Presented here is the development for consistently acquiring high-quality dorsal root ganglion cryostat sections.