Nous remercions chaleureusement la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention n° 31800903, attribuée à W. Zheng) et le projet scientifique et technologique de Wenzhou (n° Y2020426, attribué à Y. Y. Weng) pour leur soutien.

Toutes les procédures animales décrites dans cette étude ont été menées conformément aux directives décrites dans le Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université médicale de Wenzhou.
1. Animaux
<ol><li>Achetez des souris mâles C57BL/6 âgées de 8 à 12 semaines et pesant 20 à 22 g.</li>
	<li>Obtenir la lignée de souris transgénique Rosa-LSL (Lox-StoP-Lox)-tdTomato (Ai9) et des souris mâles A2AR flox/flox .</li>
	<li>Assignez au hasard les souris à deux groupes et logez-les dans des cages, avec un maximum de cinq souris par cage, selon un cycle standard de 12 h de lumière / 12 h d’obscurité pendant 1 semaine.</li>
	<li>Fournissez aux souris suffisamment de nourriture et d’eau et maintenez-les à une température constante de 25 °C.</li>
</ol>2. Knockdown spécifique à la ChP de A2AR avec AAV2/5-shRNA
<ol><li>Pesez chaque souris et notez les valeurs.</li>
	<li>Anesthésiez les souris par voie intrapéritonéale avec 1 % de pentobarbital sodique à une dose de 6 à 8 mL/kg équivalant à 60 à 80 mg/kg de pentobarbital, et placez la souris sur un coussin chauffant pour la garder au chaud. REMARQUE : Il est crucial d’administrer la dose correcte de pentobarbital sodique en fonction du poids de la souris pour assurer le succès de la chirurgie. L’anesthésie ne doit pas être trop profonde, car elle peut entraîner la mort, mais ne doit pas être trop superficielle, car la souris peut se réveiller pendant la procédure, ce qui peut affecter l’efficacité de l’injection du virus. Vérifiez la dose d’anesthésie appropriée en pinçant les orteils et en vous assurant que les souris ne répondent pas.</li>
	<li>Utilisez un rasoir spécialisé pour couper les poils supérieurs des souris anesthésiées.</li>
	<li>Appliquez une pommade oculaire sur les deux yeux pour éviter qu’ils ne se dessèchent et fixez les souris sur un appareil stéréotaxique pour immobiliser le cerveau. Couvrez l’animal d’un drap stérile.</li>
	<li>Stérilisez soigneusement la peau de la tête et du cou des souris avec trois séries de désinfectant iodophore et d’alcool à 75% pour réduire l’infection postopératoire. Appliquez ensuite 1% de lidocaïne par voie topique sur le cuir chevelu des souris et faites une petite incision pour exposer complètement le crâne au microscope. REMARQUE : Utilisez des instruments stériles tout au long de la procédure.</li>
	<li>Préparez deux seringues de 10 μL : l’une avec l’ARNh R AAV2/5-A2Aacheté (titre : 6,27 × 10 9 vg/μL) et l’autre avec l’AAV2/5-Scramble acheté (titre : 6,21 × 109 vg/μL). REMARQUE : Lors de l’utilisation de la seringue, l’extrémité avant doit être connectée à un capillaire en verre, et une plage de 10 μL peut être obtenue en contrôlant la longueur du capillaire en verre.</li>
	<li>Utilisez le microscope pour localiser le bregma et le lambda et définissez le point de coordonnées (AP : -0,58 ; ML : ±1,10 ; DL : -2,20) sur la seringue de 10 μL (Figure 1). Le point de coordonnées est basé sur l’atlas stéréotaxique du cerveau de souris15.</li>
	<li>Percez un petit trou dans le crâne au point de coordonnées ajusté. REMARQUE : Sous le microscope, le forage est effectué à l’aide d’une microperceuse stérile contre la surface du crâne. Après le forage, en enlevant les méninges recouvrant le cerveau et en exposant le parenchyme cérébral sous-jacent, on prévient les lésions des vaisseaux sanguins. Cette étape permet d’éviter que l’extrémité du capillaire en verre ne soit cassée par les méninges. Le diamètre du trou percé doit être suffisant pour permettre à la pointe de l’aiguille de pénétrer dans le tissu cérébral.</li>
	<li>Administrer 2 μL de virus AAV2/5-A2AR-shRNA dans le ventricule cérébral par injection latérale à un débit constant de 100 nL/min. Gardez l’aiguille en place pendant 10 minutes avant de la retirer. Il est à noter que le virus a été administré par injection unilatérale.</li>
	<li>Scellez rapidement la peau blessée à l’aide de colle à biofibrine médicale pour éviter la perte de virus, qui peut être rincée avec du LCR après avoir retiré l’aiguille si la colle n’est pas appliquée rapidement. De plus, n’utilisez pas de cotons-tiges pour essuyer le LCR, car cela pourrait également entraîner une perte de virus.</li>
	<li>Pour faciliter la récupération, placez la souris sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle à 37,0 ± 0,5 °C, et appliquez 1% de lidocaïne par voie topique sur le cuir chevelu de la souris. Laissez les souris récupérer pendant 2 semaines avant d’induire le modèle EAE, car cette période est nécessaire à l’expression du virus AAV2/5-A 2A R-shRNA et à l’inactivation ultérieure de A2AR.</li>
</ol>3. Knockdown spécifique à la ChP de A2AR avec un système Cre/locus de X-overP1 (Cre/LoxP)
REMARQUE : Les procédures suivantes peuvent être réalisées à l’aide de la méthode décrite précédemment. Reportez-vous aux étapes 2.1 à 2.11 pour connaître les méthodes d’injection détaillées.
<ol><li>Injecter 2 μL de CRE-TAT recombinase dans chaque ventricule latéral d’une souris Rosa-LSL (Lox-StoP-Lox)-tdTomato en tant que groupe expérimental et 2 μL de solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS) en tant que groupe témoin. En utilisant le même protocole que ci-dessus (section 2), injecter 2 μL de CRE-TAT recombinase dans chacun des ventricules latéraux de souris A2AR flox/flox avec 2 μL de PBS stérile comme groupe témoin.</li>
	<li>Préparer les coupes de tissus congelés et effectuer la coloration nucléaire 2 semaines après l’injection de recombinase CRE-TAT. Reportez-vous aux étapes 4.1 à 4.3 pour plus d’informations.</li>
</ol>4. Perfusion transcardique chez la souris
<ol><li>Administrer 60 à 80 mg/kg de pentobarbital sodique pour anesthésier en profondeur les souris. Confirmer le plan d’anesthésie par un pincement de l’orteil et effectuer une perfusion transcardique à l’aide de 40 mL de solution stérile de PBS suivie de 20 mL de paraformaldéhyde (PFA) à 4 %. REMARQUE : Une perfusion réussie est indiquée par une couleur blanche dans le foie, tandis que la présence de poumons hypertrophiés ou d’un écoulement PBS de la bouche pendant la perfusion suggère un échec de la procédure.</li>
	<li>Extraire rapidement le cerveau de la souris, en assurant une dégradation minimale des protéines.</li>
	<li>Immergez le cerveau de la souris dans 4 % de PFA/PBS pendant la nuit pour la post-fixation, puis remplacez-le par une solution de PB à 30 % de saccharose pendant 72 h. REMARQUE : Il est essentiel d’éviter une déshydratation excessive du tissu cérébral, de sorte que le cerveau ne doit pas être laissé trop longtemps dans la solution de saccharose PB.</li>
</ol>5. Coupe et coloration des tissus congelés
<ol><li>Intégrez le cerveau de souris préalablement déshydraté dans de la colle à température de coupe optimale (OCT), congelez le cerveau intégré et utilisez un microtome coulissant pour découper des sections coronales d’une épaisseur de 20 μm.</li>
	<li>Placez les sections cérébrales sur la lame de verre. Une fois que les sections du cerveau sont sèches, conservez-les dans un réfrigérateur à -20 °C pour les expériences ultérieures.</li>
	<li>Placez chaque lame de verre dans un boîtier de cadre et plongez le cadre dans un récipient rempli de PBS pour rincer abondamment la lame. Rincez doucement les lames cérébrales avec la solution PBS trois fois, pendant 10 minutes à chaque fois. REMARQUE : Des précautions doivent être prises pour éviter que les sections du cerveau ne tombent de la lame de verre.</li>
	<li>Colorer les lames cérébrales avec une solution de 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) pendant 10 min.</li>
	<li>Rincez les lames cérébrales avec une solution PBS pendant 5 min.</li>
	<li>Appliquez une goutte de produit de montage anti-décoloration sur les sections du cerveau.</li>
	<li>Placez une lamelle sur les sections du cerveau, scellez la lamelle avec du vernis à ongles et analysez les sections à l’aide d’un microscope à fluorescence conventionnel.</li>
</ol>6. Induction de l’EAE
REMARQUE : Effectuer l’induction de l’EAE après 2 semaines d’injection de shRNA ou de CRE-TATrecombinase 11.
<ol><li>Créez une solution aqueuse en mélangeant 2,5 mg de glycoprotéine oligodendrocytaire de myéline (MOG35-55) avec 2 mL de PBS. Préparer une solution complète d’adjuvant de Freunds (CFA) en mélangeant M. tuberculosis (H37Ra) avec un adjuvant de Freunds incomplet (IFA).</li>
	<li>Mélangez les solutions aqueuses et huileuses dans un rapport de 1 :1. Utilisez un tuyau en T pour fouetter le mélange jusqu’à ce qu’il soit huileux dans l’eau. REMARQUE : Le tuyau en T est également appelé tuyau à trois voies. Il s’agit d’un tube en plastique qui peut contrôler la direction de la solution qui s’écoule pour mélanger complètement le MOG35-55 et le CFA.</li>
	<li>Utilisez un homogénéisateur à grande vitesse pour fabriquer l’émulsion d’antigène MOG pour le modèle EAE dans des conditions de bain de glace.</li>
	<li>Anesthésier les souris par voie intrapéritonéale avec 1 % de pentobarbital sodique à une dose de 6 à 8 mL/kg équivalant à 60 à 80 mg/kg de pentobarbital.</li>
	<li>Injecter par voie sous-cutanée l’émulsion d’antigène MOG en quatre points différents (cou, dos, hanches gauche et droite) à raison d’un volume de 10 mL/kg pour un total de quatre injections chacune. REMARQUE : Il est important de choisir soigneusement le site d’injection, car différents sites peuvent avoir des effets variables sur la morbidité et la mortalité des souris. De plus, les injections répétées de MOG peuvent entraîner une tolérance immunitaire, de sorte que l’équipe de recherche a choisi une seule méthode d’injection pour prévenir ce problème potentiel.</li>
	<li>Injecter immédiatement 500 ng/mL de toxine coqueluche (TP) par voie intrapéritonéale à une dose de 5 mg/kg après l’injection de MOG. REMARQUE : Le ressuage augmente la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique (BHE) et facilite l’infiltration des lymphocytes T dans le cerveau.</li>
	<li>Après 48 h, injecter la solution de ressuage par voie intrapéritonéale au même volume.</li>
</ol>7. Score de déficit neurologique
<ol><li>Évaluez et notez quotidiennement les souris à l’aide d’une échelle d’évaluation16 allant de 0 à 15 pour évaluer l’incidence et la gravité de l’EAE en fonction des déficits neurologiques suivants : Queue : 0 indique qu’il n’y a aucun signe, 1 représente une queue à moitié paralysée et 2 indique une queue complètement paralysée. Membres : 0 indique l’absence de signes, 1 représente une démarche faible ou altérée, 2 indique une parésie et 3 représente un membre complètement paralysé.</li>
	<li>Attribuez un score de 12 à un animal tétraplégique atteint d’une paralysie complète et un score de 15 à la mortalité.</li>
</ol>8. Coloration à l’hématoxyline-éosine (H&E)
<ol><li>Prenez le cerveau de souris déshydraté et incorporez-le dans de la paraffine fondue. Laissez le bloc de paraffine refroidir et se solidifier pour une utilisation ultérieure. REMARQUE : Le bloc de paraffine doit être complètement sec et frais pour éviter d’endommager les tissus.</li>
	<li>Coupez le bloc de paraffine du cerveau de souris en lames de 5 μm d’épaisseur. Placez la section de cerveau de souris en paraffine sur une lame de verre et séchez-la dans un four à 60 °C pendant 3 h.</li>
	<li>Immergez les lames séquentiellement dans la solution de xylène I pendant 10 min, la solution de xylène II pendant 10 min, l’alcool 100 % I pendant 3 min, l’alcool 100 % II pendant 3 min, l’alcool à 95 % pendant 3 min, l’alcool à 90 % pendant 3 min, l’alcool à 80 % pendant 3 min, l’alcool à 70 % pendant 3 min et l’eau distillée pendant 1 min.</li>
</ol>9. Analyse quantitative de réaction en chaîne par polymérase (qPCR)
<ol><li>Après avoir perfusé les souris avec du PBS, retirez le ChP des ventricules et extrayez l’ARN avec Trizol. Synthétisez l’ADNc à l’aide du premier kit de synthèse d’ADNc Strand.</li>
	<li>Effectuez une analyse qPCR à l’aide du prémélange Ex Taq SYBR-green et d’un système de PCR en temps réel. Utilisez les amorces A2AR suivantes : vers l’avant - GCCATCCCATTCGCCATCA ; revers - GCAATAGCCAAGAGGCTGAAGA.</li>
</ol>

Silençage génique sélectif dans le plexus choroïde

<ol>
	<li>Damkier, H. H., Brown, P. D., Praetorius, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebrospinal+fluid+secretion+by+the+choroid+plexus.">Cerebrospinal fluid secretion by the choroid plexus.</a> Physiological Reviews. 93 (4), 1847-1892 (2013).</li><li>Lun, M. P., Monuki, E. S., Lehtinen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+functions+of+the+choroid+plexus-cerebrospinal+fluid+system.">Development and functions of the choroid plexus-cerebrospinal fluid system.</a> Nature Reviews: Neuroscience. 16 (8), 445-457 (2015).</li><li>Wolburg, H., Paulus, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid+plexus:+biology+and+pathology.">Choroid plexus: biology and pathology.</a> Acta Neuropathologica. 119 (1), 75-88 (2010).</li><li>Solar, P., Zamani, A., Kubickova, L., Dubovy, P., Joukal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid+plexus+and+the+blood-cerebrospinal+fluid+barrier+in+disease.">Choroid plexus and the blood-cerebrospinal fluid barrier in disease.</a> Fluids Barriers CNS. 17 (1), 35 (2020).</li><li>Marques, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+choroid+plexus+in+health+and+in+disease:+dialogues+into+and+out+of+the+brain.">The choroid plexus in health and in disease: dialogues into and out of the brain.</a> Neurobiology of Disease. 107, 32-40 (2017).</li><li>Myung, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+choroid+plexus+is+an+important+circadian+clock+component.">The choroid plexus is an important circadian clock component.</a> Nature Communications. 9 (1), 1062 (2018).</li><li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+transgenic+FOXJ1-Cre+system+for+gene+inactivation+in+ciliated+epithelial+cells.">A transgenic FOXJ1-Cre system for gene inactivation in ciliated epithelial cells.</a> American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 36 (5), 515-519 (2007).</li><li>Johansson, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transcription+factor+Otx2+regulates+choroid+plexus+development+and+function.">The transcription factor Otx2 regulates choroid plexus development and function.</a> Development. 140 (5), 1055-1066 (2013).</li><li>Xu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid+plexus+NKCC1+mediates+cerebrospinal+fluid+clearance+during+mouse+early+postnatal+development.">Choroid plexus NKCC1 mediates cerebrospinal fluid clearance during mouse early postnatal development.</a> Nature Communications. 12 (1), 447 (2021).</li><li>Spatazza, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid-plexus-derived+Otx2+homeoprotein+constrains+adult+cortical+plasticity.">Choroid-plexus-derived Otx2 homeoprotein constrains adult cortical plasticity.</a> Cell Reports. 3 (6), 1815-1823 (2013).</li><li>Zheng, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid+plexus-selective+inactivation+of+adenosine+A2A+receptors+protects+against+T+cell+infiltration+and+experimental+autoimmune+encephalomyelitis.">Choroid plexus-selective inactivation of adenosine A2A receptors protects against T cell infiltration and experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 52 (2022).</li><li>Steffensen, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cotransporter-mediated+water+transport+underlying+cerebrospinal+fluid+formation.">Cotransporter-mediated water transport underlying cerebrospinal fluid formation.</a> Nature Communications. 9 (1), 2167 (2018).</li><li>Zhu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Klotho+controls+the+brain-immune+system+interface+in+the+choroid+plexus.">Klotho controls the brain-immune system interface in the choroid plexus.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (48), E11388-E11396 (2018).</li><li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+serotypes+of+adeno-associated+virus+vector-+and+lentivirus-mediated+tropism+in+choroid+plexus+by+intracerebroventricular+delivery.">Different serotypes of adeno-associated virus vector- and lentivirus-mediated tropism in choroid plexus by intracerebroventricular delivery.</a> Human Gene Therapy. 31 (7-8), 440-447 (2020).</li><li>Konsman, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates.">The mouse brain in stereotaxic coordinates.</a> Psychoneuroendocrinology. 6 (28), 827-828 (2003).</li><li>Weaver, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+elevated+matrix+metalloproteinase+(MMP)+in+an+animal+model+of+multiple+sclerosis+is+protective+by+affecting+Th1/Th2+polarization.">An elevated matrix metalloproteinase (MMP) in an animal model of multiple sclerosis is protective by affecting Th1/Th2 polarization.</a> FASEB J. 19 (12), 1668-1670 (2005).</li><li>Kertser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corticosteroid+signaling+at+the+brain-immune+interface+impedes+coping+with+severe+psychological+stress.">Corticosteroid signaling at the brain-immune interface impedes coping with severe psychological stress.</a> Science Advances. 5 (5), 4111 (2019).</li><li>Kaiser, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MEIS-WNT5A+axis+regulates+development+of+fourth+ventricle+choroid+plexus.">MEIS-WNT5A axis regulates development of fourth ventricle choroid plexus.</a> Development. 148 (10), (2021).</li><li>Compston, A., Coles, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+sclerosis.">Multiple sclerosis.</a> Lancet. 372 (9648), 1502-1517 (2008).</li><li>Reboldi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C-C+chemokine+receptor+6-regulated+entry+of+TH-17+cells+into+the+CNS+through+the+choroid+plexus+is+required+for+the+initiation+of+EAE.">C-C chemokine receptor 6-regulated entry of TH-17 cells into the CNS through the choroid plexus is required for the initiation of EAE.</a> Nature Immunology. 10 (5), 514-523 (2009).</li><li>Jovanova-Nesic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroid+plexus+connexin+43+expression+and+gap+junction+flexibility+are+associated+with+clinical+features+of+acute+EAE.">Choroid plexus connexin 43 expression and gap junction flexibility are associated with clinical features of acute EAE.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1173, 75-82 (2009).</li><li>Jovanova-Nesic, K., Jovicic, S., Sovilj, M., Spector, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+brain+stimulation+upregulates+adhesion+and+prevents+Eae:+MMP-2,+ICAM-1,+and+VCAM-1+in+the+choroid+plexus+as+a+target.">Magnetic brain stimulation upregulates adhesion and prevents Eae: MMP-2, ICAM-1, and VCAM-1 in the choroid plexus as a target.</a> International Journal of Neuroscience. 119 (9), 1399-1418 (2009).</li><li>Mills, J. H., Alabanza, L. M., Mahamed, D. A., Bynoe, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+adenosine+signaling+induces+CX3CL1+expression+in+the+brain+to+promote+experimental+autoimmune+encephalomyelitis.">Extracellular adenosine signaling induces CX3CL1 expression in the brain to promote experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Journal of Neuroinflammation. 9, 193 (2012).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents ou d’autres divulgations à déclarer.

La recherche a présenté deux approches distinctes pour l’inactivation ciblée des gènes ChP. La première approche a consisté en l’injection ICV de CRE-TAT, qui contient de la Cre recombinase, dans des souris A2ARflox/flox. La deuxième approche a consisté en l’injection d’AAV2/5 dans l’ICV portant l’ARNh de A2AR. En utilisant ces deux stratégies, le travail a permis d’obtenir l’inhibition sélective de A 2A R dans le CHP et a pu démontrer les effets protecteurs de ...

On a souvent pensé que le plexus choroïde (ChP) aidait à maintenir l’homéostasie fonctionnelle du cerveau en sécrétant du liquide céphalorachidien (LCR) et du facteur neurotrophique dérivé du cerveau (BDNF)1,2. De plus en plus de recherches au cours des trois dernières décennies ont révélé que le ChP représente une voie distincte pour l’infiltration des cellules immunitaires dans le système nerveux central (SNC).
Les jonctions serrées (TJs) de la ChP, composées d’un épithélium ChP monocouche, maintiennent l’homéostasie immunologique en empêchant les macromolécules et les cellules immunitaires de pénétrer dans le cerveau3. Cependant, dans certaines conditions pathologiques, le tissu ChP détecte et réagit aux motifs moléculaires associés au danger (DAMP) dans le LCR et le sang, ce qui entraîne une infiltration immunitaire anormale et un dysfonctionnement cérébral 4,5. Malgré son rôle essentiel, la petite taille de la ChP et son emplacement unique dans le cerveau rendent difficile l’étude de sa fonction sans affecter d’autres régions du cerveau. Par conséquent, la manipulation de l’expression des gènes spécifiquement dans la ChP est une approche idéale pour comprendre sa fonction.
Initialement, les lignées transgéniques de l’enzyme de recombinaison de cyclisation (Cre), qui expriment Cre sous le contrôle de promoteurs spécifiques aux gènes exprimés dans le ChP, étaient couramment utilisées pour supprimer des gènes cibles par croisement avec des gènes candidats floxés 6,7,8. Par exemple, le facteur de transcription Forkhead box J1 (FoxJ1) est exclusivement exprimé dans l’épithélium ChP du cerveau prénatal de la souris7. Ainsi, la lignée FoxJ1-Cre a souvent été utilisée pour supprimer des gènes situés dans le ChP 6,9. Cependant, le succès de cette stratégie repose en grande partie sur la spécificité du promoteur. On a progressivement découvert que le profil d’expression de FoxJ1 n’était pas assez distinctif, car FoxJ1 était également présent dans les cellules épithéliales ciliées dans d’autres parties du cerveau et du système périphérique7. Pour surmonter cette limitation, une injection intra-cérébroventriculaire (ICV) de Cre recombinase a été réalisée pour délivrer la recombinase dans les ventricules des lignées transgéniques floxées. Cette stratégie a montré une spécificité élevée, comme en témoigne la présence de fluorescence tdTomato uniquement dans le tissu ChP10,11. Cependant, cette méthode est encore limitée par la disponibilité de lignées de souris transgéniques floxées. Pour résoudre ce problème, les chercheurs ont utilisé l’injection ICV de virus adéno-associé (AAV) pour obtenir le knockdown spécifique de la ChP ou la surexpression des gènes cibles12,13. Une évaluation complète de différents sérotypes AAV pour l’infection à ChP a révélé que AAV2/5 et AAV2/8 présentent de fortes capacités d’infection dans le ChP, tout en n’infectant pas d’autres régions du cerveau. Cependant, AAV2/8 s’est avéré infecter l’épendyme entourant les ventricules, alors que le groupe AAV2/5 n’a montré aucune infection14. Cette méthode a l’avantage de s’affranchir des limites de l’acquisition d’animaux transgéniques floxés.
Cet article décrit un protocole étape par étape pour l’inactivation des gènes dans la ChP à l’aide de deux méthodes : ICV de l’AAV2/5 portant l’ARNsh du récepteur de l’adénosine A 2A (A 2A R) et la protéine de recombinase Cre constituée de la séquence TAT (CRE-TAT) recombinase pour obtenir une inhibition spécifique de la ChP de A2A R. Les résultats de l’étude suggèrent que l’élimination de A2AR dans le ChP peut atténuer l’encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE). Ce protocole détaillé fournit des conseils utiles pour les études de la fonction ChP et l’inactivation spécifique des gènes dans la ChP.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>A2ARflox/flox mice</td>
			<td>State Key Laboratory of Ophthalmology, Optometry and Visual Science, Wenzhou Medical University</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AAV2/5-A2AR-ShRNA virus</td>
			<td>Shanghai Heyuan Biotechnology Co. LTD</td>
			<td>pt-4828</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>antifade mounting medium</td>
			<td>Beyotime Biotechnology</td>
			<td>0100-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillary</td>
			<td>Beijing Meiyaxian Technology Co. Ltd</td>
			<td>B100-50-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>brain stereotaxic apparatus</td>
			<td>RWD, Shenzhen</td>
			<td>69100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice</td>
			<td>Beijing Vital Charles River Laboratory Animal Technology Company</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CRE-TAT recombinase</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCR508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Absin</td>
			<td>B25A031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>frozen slicing machine</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H37Ra</td>
			<td>Becton Dickinson and company</td>
			<td>231141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>Hamilton, American</td>
			<td>P/N:&#160;86259</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incomplete Freunds adjuvant</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F5506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser confocal microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>LSM900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MOG35-55</td>
			<td>Suzhou Qiangyao Biotechnology Co., LTD</td>
			<td>4010006243</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT glue</td>
			<td>Epredia</td>
			<td>6502p</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraformaldehyde</td>
			<td>Chengdu Kelong Chemical Reagent Company</td>
			<td>30525-89-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pentobarbital sodium</td>
			<td>Boyun Biotech</td>
			<td>PC13003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette gun</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>N45014F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrimeScript 1st Strand cDNA Synthesis Kit</td>
			<td>Takara</td>
			<td>&#160;6110A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Real- Time PCR System</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>CFX96</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosa-LSL (Lox-StoP-Lox)-tdTomato mice</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sucrose</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A502792-0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>super high speed homogenizer</td>
			<td>IKA</td>
			<td>3737025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizol</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15596026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylene solution</td>
			<td>Chengdu Kelong Chemical Reagent Company</td>
			<td>1330-20-7</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

targeted knockdown of genes in the choroid plexus

Le plexus choroïde (ChP) sert de porte d’entrée essentielle pour l’infiltration des cellules immunitaires dans le système nerveux central (SNC) dans des conditions physiologiques et pathologiques. Des recherches récentes ont montré que la régulation de l’activité de la ChP peut offrir une protection contre les troubles du SNC. Cependant, il est difficile d’étudier la fonction biologique de la ChP sans affecter d’autres régions du cerveau en raison de sa structure délicate. Cette étude présente une nouvelle méthode d’inactivation des gènes dans les tissus ChP à l’aide de virus adéno-associés (AAV) ou d’une protéine recombinase de l’enzyme de recombinaison de cyclisation (Cre) constituée de la séquence TAT (CRE-TAT). Les résultats démontrent qu’après l’injection d’AAV ou de CRE-TAT dans le ventricule latéral, la fluorescence était exclusivement concentrée dans le ChP. En utilisant cette approche, l’étude a réussi à faire tomber le récepteur de l’adénosine A 2A (A2A R) dans le ChP en utilisant l’interférence ARN (ARNi) ou Cre/locus des systèmes X-overP1 (Cre/LoxP), et a montré que ce knockdown pourrait atténuer la pathologie de l’encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE). Cette technique pourrait avoir des implications importantes pour les recherches futures sur le rôle de la ChP dans les troubles du SNC.

The choroid plexus (ChP) was often thought to help maintain brain functional homeostasis by secreting cerebrospinal fluid (CSF) and brain-derived neurotrophic factor (BDNF)1,2. Increasing research over the last three decades has revealed that the ChP represents a distinct pathway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS).
The tight junctions (TJs) of the ChP, composed of a monolayer ChP epithelium, maintain immunological homeostasis by preventing macromolecules and immune cells from entering the brain3. However, under certain pathological conditions, the ChP tissue detects and responds to danger-associated molecular patterns (DAMPs) in the CSF and blood, leading to abnormal immune infiltration and brain dysfunction4,5. Despite its critical role, the ChP&#39;s small size and unique location in the brain make it difficult to study its function without affecting other brain regions. Therefore, manipulating gene expression specifically in the ChP is an ideal approach to understanding its function.
Initially, cyclization recombination enzyme (Cre) transgenic lines, which express Cre under the control of promoters specific to genes expressed in the ChP, were commonly used to delete target genes by breeding with floxed candidate genes6,7,8. For example, the transcription factor Forkhead box J1 (FoxJ1) is exclusively expressed in the ChP epithelium of the prenatal mouse brain7. Thus, the FoxJ1-Cre line was often used to delete genes located in the ChP6,9. However, the success of this strategy relies heavily on the specificity of the promoter. It was gradually discovered that the FoxJ1 expression pattern was not distinctive enough, as FoxJ1 was also present in ciliated epithelial cells in other parts of the brain and peripheral system7. To overcome this limitation, intra-cerebroventricular (ICV) injection of Cre recombinase was performed to deliver recombinase into the ventricles of floxed transgenic lines. This strategy showed high specificity, as evidenced by the presence of tdTomato fluorescence solely in the ChP tissue10,11. However, this method is still limited by the availability of floxed transgenic mouse lines. To address this issue, researchers have employed ICV injection of adeno-associated virus (AAV) to achieve ChP-specific knockdown or the overexpression of target genes12,13. A comprehensive evaluation of different AAV serotypes for ChP infection revealed that AAV2/5 and AAV2/8 exhibit strong infection abilities in the ChP, while not infecting other brain regions. However, AAV2/8 was found to infect the ependyma surrounding ventricles, whereas the AAV2/5 group showed no infection14. This method has the advantage of overcoming the limitations of acquiring floxed transgenic animals.
This article describes a step-by-step protocol for gene knockdown in the ChP using two methods: ICV of AAV2/5 carrying shRNA of the adenosine A2A receptor (A2AR) and Cre recombinase protein consisting of TAT sequence (CRE-TAT) recombinase to achieve ChP-specific knockdown of A2AR. The study findings suggest that knocking down A2AR in the ChP can alleviate experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This detailed protocol provides useful guidance for ChP function studies and the specific knockdown of genes in the ChP.

Pleins feux sur l’auteur : Perspectives et innovations dans les techniques de manipulation de l’expression génique pour la recherche sur le plexus choroïde 

Knockdown ciblé des gènes du plexus choroïde

The objective of this research is to investigate the techniques for manipulating gene expression in the choroid plexus. Our study has introduced the two methods that allow for technique exclusively in the choroid plexus without any discernible impact on other regions. Our findings can potentially enhance future function studies of the choroid plexus in neuroscience.Our research has reviewed that inhibiting T-cell infiltration across the choroid plexus through selective lockdown of adenosine to a receptor is sufficient to protect mice from EAE pathology. This finding supports the notion that detecting gateway activity in the choroid plexus could present a promising new strategy for treating multiple sclerosis. This study presents two alternative methods for gene expression manipulation in the choroid plexus.ICV injection of Cre recombinase into those transgenic mice or ICV injection of AAV2/5, or it's targeted SHI in the WT mice. These methods overcome issues with promoting specificity and transgenetic mouse breeding.

Knockdown A2AR spécifique à la ChP par injection ICV d’AAV2/5-shRNA ou de CRE-TAT Le rôle de A2AR dans la ChP en tant que puissant régulateur de l’information neuronale dans la pathogenèse de l’EAE reste incertain. L’inhibition de l’expression A 2A R spécifique de la ChP pourrait fairela lumière sur les effets régulateurs de l’A2AR sur le système immunitaire central dans l’EAE et d’autres inflammations du système nerveux. Cette étu...

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Nous décrivons ici une méthode permettant de modifier sélectivement l’expression des gènes dans le plexus choroïde tout en évitant tout impact dans d’autres zones du cerveau.

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and ...

L’objectif de cette recherche est d’étudier les techniques de manipulation de l’expression des gènes dans le plexus choroïde. Notre étude a introduit les deux méthodes qui permettent de technique exclusivement dans le plexus choroïde sans aucun impact perceptible sur les autres régions. Nos résultats peuvent potentiellement améliorer les futures études sur la fonction du plexus choroïde en neurosciences.Nos recherches ont montré que l’inhibition de l’infiltration des lymphocytes T à travers le plexus choroïde par le verrouillage sélectif de l’adénosine sur un récepteur est suffisante pour protéger les souris de la pathologie EAE. Cette découverte soutient l’idée que la détection de l’activité de la passerelle dans le plexus choroïde pourrait présenter une nouvelle stratégie prometteuse pour le traitement de la sclérose en plaques. Cette étude présente deux méthodes alternatives pour la manipulation de l’expression génique dans le plexus choroïde.L’injection ICV de Cre recombinase dans ces souris transgéniques ou l’injection ICV d’AAV2/5, ou c’est ciblé SHI chez les souris WT. Ces méthodes permettent de surmonter les problèmes liés à la promotion de la spécificité et à l’élevage transgénique de souris.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Targeted Knockdown of Genes in the Choroid Plexus

687 vues.  Wenzhou Medical University. L’objectif de cette recherche est d’étudier les techniques de manipulation de l’expression des gènes dans le plexus choroïde. Notre étude a introduit les deux méthodes qui permettent de technique exclusivement dans le plexus choroïde sans aucun impact perceptible sur les autres régions. Nos résultats peuvent potentiellement améliorer les futures études sur la fonction du plexus choroïde en neurosciences.Nos recherches ont montré que l’inhibition de l’infiltration ...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Perspectives et innovations dans les techniques de manipulation de l’expression génique pour la recherche sur le plexus choroïde 

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and pathological conditions. Recent research has shown that regulating ChP activity may offer protection against CNS disorders. However, studying the biological function of the ChP without affecting other brain regions is challenging due to its delicate structure. This study presents a novel method for gene knockdown in ChP tissue using adeno-associated viruses (AAVs) or cyclization recombination enzyme (Cre) recombinase protein consisting of TAT sequence (CRE-TAT). The results demonstrate that after injecting AAV or CRE-TAT into the lateral ventricle, the fluorescence was exclusively concentrated in the ChP. Using this approach, the study successfully knocked down the adenosine A2A receptor (A2AR) in the ChP using RNA interference (RNAi) or Cre/locus of X-overP1 (Cre/LoxP) systems, and showed that this knockdown could alleviate the pathology of experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This technique may have important implications for future research on the ChP's role in CNS disorders.

Here, we describe a method to selectively alter gene expressions in the choroid plexus while avoiding any impact in other brain areas.

Recherche

Neurosciences

ChP Specific Knockdown of A2ARs with AAV2/5-shRNA and Cre/LoxP System

ChP Specific Knockdown of A2ARs with AAV2/5-shRNA and Cre/LoxP System  

To begin, place the anesthetized mice on the surgical platform. After trimming the hair, apply eye ointment down both eyes to prevent them from drying. Then fix the mice onto a stereotaxic apparatus for immobilization.Make a small incision under a microscope to fully expose the skull. Prepare two 10 microliter syringes, one containing AAV2/5-adenosine 2A receptor shRNA, and the other containing AAV2/5 scramble. Then use the microscope to locate the bregma and lambda and set the coordinate point on the 10 microliter syringe based on the mouse brain stereotaxic atlas.Drill a small hole in the skull at the established coordinate point. Inject two microliters of AAV2/5-Adenosine 2A receptor shRNA virus into the brain ventricle via lateral injection at a steady rate of 100 nanoliters per minute. Keep the needle in place for 10 minutes before withdrawing.Seal the injured skin promptly using medical bio fibrin glue to prevent virus loss. Place the mouse on a heating pad, maintaining its body temperature approximately at 37 degrees Celsius to facilitate recovery. Inject two microliters of CRE-TAT Recombinase into each lateral ventricle of Arosa L-D-L-T-D tomato mouse for the experimental group, and two microliters of sterile PBS for the control group.Two weeks after the CRE-TAT Recombinase injection, prepare frozen tissue sections, perform nuclear staining and prepare the slide for imaging Knocking down adenosine 2A receptor in the choroid plexus in homozygous adenosine 2A receptor fluxed mouse, using CRE-TAT, led to decreased EAE clinical scores. Similarly, knocking down choroid plexus in adenosine 2A receptor wild-type mice, using AAV2/5 shRNA decreased EAE clinical scores. The QPCR analysis showed that the mRNA levels of adenosine 2A receptor decreased in the AAV2/5 shRNA and CRE-TAT groups, compared to each control.Silencing adenosine 2A receptor, specifically in the choroid plexus, reduced immune cell infiltration into the spinal cord.