Nous vous montrons comment effectuer une imagerie TEP in vivo chez la souris à l’aide de ces moules conformes au corps et comment naviguer sur la plate-forme d’analyse de données associée. Cela nous permet de garder tous les animaux dans la même position physique à travers les points temporels, et peut accélérer et normaliser considérablement l’analyse d’images en aval par automatisation. L’imagerie in vivo présente de multiples avantages par rapport aux expériences traditionnelles sans imagerie.
Par exemple, l’imagerie permet une évaluation systémique et holistique de la distribution d’un médicament et de ses effets pharmacologiques chez l’ensemble du sujet, ce qui permet non seulement de surveiller l’efficacité au site cible, mais aussi de détecter des activités inattendues hors site. L’obtention de données quantitatives hautement reproductibles est essentielle pour le développement de médicaments. Par exemple, une étude de distribution intestinale basée sur la TEP génère une quantité massive d’informations précieuses sur la cinétique d’un composé, l’accumulation tissulaire et la liaison à la cible.
Cependant, il n’existe pas de processus automatisés efficaces pour analyser ces données. Nous montrons ici que les images TEP CT acquises avec ces BCAM sont très uniformes et peuvent être analysées par lots par l’outil de segmentation automatisé basé sur le cloud, ce qui permet un gain de temps considérable. De plus, nous pouvons montrer que l’analyse automatisée a donné des résultats satisfaisants conformes à notre méthode manuelle.
Notre prochaine étape consiste à effectuer une évaluation plus complète de la performance de cet outil automatisé. Nous comparerons de près les résultats du retour sur investissement générés par le SAS avec ceux générés par des analystes humains de différents niveaux d’expérience, et comparerons les résultats d’imagerie in vivo à la quantification ex vivo de la vérité terrain. Pour commencer, fixez un moule pour animaux conforme au corps, ou BCAM, de la taille appropriée au préclip avec le haut retourné à 90 degrés.
Placez une souris anesthésiée sur la base et étendez ses membres. Ensuite, placez doucement un moule de modèle d’injection de tumeur BCAM sur la face dorsale de la souris. Créez soigneusement une marque de référence circulaire temporaire à l’emplacement de découpe souhaité à l’aide d’un marqueur.
Une fois la marque faite, retirez le moule du gabarit. En utilisant les marques temporaires comme référence, soulevez la peau avec les doigts ou des pinces pour créer une tente. Insérez lentement l’aiguille et injectez la suspension de cellules tumorales par voie sous-cutanée à l’endroit souhaité.
Jetez l’aiguille dans un contenant pour objets tranchants et présentant un risque biologique. Prélevez soigneusement une dose cible de fluor 18 FDG dans une seringue stérile. Placez la seringue dans la chambre du puits du calibrateur de dose et abaissez la louche pour mesurer la dose radioactive.
Prenez une lecture stable à partir du calibrateur de dose. Notez la date et l’heure. Avant l’injection, notez le poids de la souris.
Transférez la souris dans un dispositif de contention approprié et localisez la veine de la queue. Injectez ensuite la dose dans la souris consciente et notez le temps d’injection. Placez la seringue de côté et nettoyez l’excès de sang de la queue à l’aide de gaze.
Retirez ensuite la souris de la retenue et remettez-la dans le boîtier approprié. Replacez maintenant la seringue dans la chambre du calibrateur de dose et enregistrez toutes les valeurs résiduelles pour le calcul de la dose. Enregistrez la date et l’heure de la lecture de l’activité résiduelle.
60 minutes après l’administration intraveineuse de fluor 18 FDG, transférez la souris anesthésiée dans un BCAM de taille appropriée en fonction de son poids corporel. Prenez doucement la souris par la nuque. Insérez la queue dans la fente de queue et enroulez-la sous le BCAM.
Placez ensuite la queue sur la plate-forme de queue et fixez-la avec du ruban adhésif. Assurez-vous que la colonne vertébrale est droite et fermez doucement le BCAM. Placez les quatre membres sur les plates-formes des pattes BCAM et fixez-les avec du ruban adhésif au besoin.
Ensuite, enclenchez doucement le BCAM dans la navette du lit d’imagerie en insérant d’abord l’extrémité avant. Appuyez sur l’arrière du BCAM jusqu’à ce qu’un clic indique qu’il est fixé à la navette G8. Pour commencer, ouvrez le logiciel d’acquisition G8 PET.
Entrez les détails de l’étude dans le logiciel, y compris le poids de la souris, la date, l’heure, la quantité de dose initiale, les détails de l’injection et les lectures de l’activité résiduelle. Ensuite, insérez la navette du lit d’imagerie avec la souris dans l’ouverture du scanner. Sélectionnez les paramètres de TEP CT appropriés et obtenez les données d’imagerie.
Une fois l’acquisition terminée, retirez la navette avec la souris et insérez-la dans la station d’accueil. Appuyez sur la languette verticale BCAM pour le libérer de la navette G8. Tirez doucement vers le haut et retirez le BCAM avec la souris.
Appuyez sur les deux languettes de fixation pour retourner et ouvrir le haut du BCAM. Retirez ensuite délicatement la souris. Pour l’analyse d’images, connectez-vous à app.invivo.
ax, et créez un projet. Ensuite, cliquez sur l’onglet rouge Télécharger en haut à droite de la fenêtre. Sélectionnez le système d’imagerie et le rapporteur utilisés dans l’étude.
Choisissez ensuite le dossier contenant les données d’imagerie. Accédez à l’onglet Annotation dans le dossier du projet. Cliquez sur Annoter pour ajouter des informations de balayage pertinentes, y compris le nom du sujet, le sexe, la taille du BCAM, le poids du sujet, le nom de la cohorte, le point temporel et la valeur de la dose injectée.
Pour l’analyse des données, cliquez sur les numérisations pour naviguer dans le projet, le groupe et les niveaux de sujet individuels. Sélectionnez ensuite Analyser. En haut à droite de la fenêtre du ruban d’analyse, sous Projet, sélectionnez le symbole plus et choisissez Organ Probability MAP ou OPM ROI.
L’analyse de régression linéaire a montré que le cerveau présentait la corrélation la plus élevée entre l’analyse OPM automatisée et les méthodes manuelles, ce qui reflète une grande précision. Le rein et le cœur droits ont montré une corrélation modérée dans l’analyse OPM par rapport à l’analyse manuelle. La rate présentait la corrélation la plus faible, probablement en raison de problèmes de segmentation manuelle, ce qui rendait difficile la distinction avec les tissus mous voisins.
