JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

אנחנו מציגים פרוטוקול לבדיקת האכלה של שתי אפשרויות לזבובים. מבחני האכלה אלה מהירים וקלים להפעלה ומתאימים לא רק למחקר מעבדה בקנה מידה קטן, אלא גם למסכים התנהגותיים בעלי תפוקה גבוהה בזבובים.

Abstract

כדי לבחור מזון בעל ערך תזונתי תוך הימנעות מצריכת חומרים מזיקים, בעלי חיים זקוקים למערכת טעם מתוחכמת וחזקה כדי להעריך את סביבת המזון שלהם. זבוב הפירות, Drosophila melanogaster, הוא אורגניזם מודל המתוח גנטית המשמש באופן נרחב לפענוח היסודות המולקולריים, התאיים והנוירונים של העדפת מזון. כדי לנתח העדפת מזון זבוב, יש צורך בשיטת האכלה חזקה. המתואר כאן הוא שתי אפשרויות האכלה, שהוא קפדני, חסכוני, ומהיר. ההסתעפות מבוססת פטרי-צלחת וכוללת תוספת של שני מזונות שונים בתוספת צבע כחול או אדום לשני חצאי המנה. לאחר מכן, ~ 70 prestarved, זבובים 2-4 יום מונחים בצלחת מותר לבחור בין מאכלים כחולים ואדומים בחושך במשך כ 90 דקות. בחינת הבטן של כל זבוב מלווה בחישוב מדד ההעדפות. בניגוד לצלחות multiwell, כל צלחת פטרי לוקח רק ~ 20 s כדי למלא וחוסך זמן ומאמץ. זה מבחני האכלה ניתן להעסיק כדי לקבוע במהירות אם זבובים כמו או לא אוהב מזון מסוים.

Introduction

למרות הבדלים דרמטיים במבנה האנטומי של איברי הטעם בין זבובים ליונקים, התגובות ההתנהגותיות של הזבובים לחומרים טעימים רבים דומות להפליא לאלה של היונקים. לדוגמה, זבובים מעדיפים סוכר1,2,3,4,5,6,7,8, חומצות אמינו9,10, ומלח נמוך11, אשר מצביעים על חומרים מזינים, אבל לדחות מזונות מרים12,13,14,15 כי הם unpalatable או רעיל. במהלך שני העשורים האחרונים, זבובים הוכיחו להיות אורגניזם מודל בעל ערך רב לקידום ההבנה של שאלות בסיסיות רבות הקשורות תחושת טעם וצריכת מזון, כולל גילוי טעים, התמרת טעם, פלסטיות טעם, תקנת האכלה16,17,18,19,20. למרבה הפלא, מספר מחקרים הראו כי מנגנוני התמרת הטעם והמעגל העצבי שבבסיס תפיסת הטעם מקבילים בין זבובי פירות ליונקים. לכן, זבוב הפירות משמש כאורגניזם ניסיוני אידיאלי, המאפשר לחוקרים לחשוף מושגים ועקרונות שמורים מבחינה אבולוציונית השולטים בזיהוי וצריכת מזון בממלכת החי.

כדי לחקור את תחושת הטעם בזבובים, חיוני להקים מבחנה מהירה וקפדנית למדידת העדפת מזון באופן אובייקטיבי. במהלך השנים, שיטות האכלה שונות, כגון מבחנים מבוססי צבע11,12,13,21,22,23, תגובת הארכת פרובוסיס זבוב24, מאכיל נימי (CAFE) assay25,26, מונה האינטראקציה של Fly Liquid-Food (FLIC) assay27, ושיטות קומבינטוריות אחרות פותחו כדי למדוד כמותית העדפת מזון ו / או צריכת מזון עבור זבובי פירות28,29,30,31. אחת מפרדיגמות ההאכלה הפופולריות היא מבחני האכלה דו-ברירה המבוססים על צבע באמצעות צלחת מיקרוטיטר רב-ערוצית12,21,32 או, כמתואר כאן, צלחת פטרי קטנה11,22 כתא האכלה. בדיקה זו מתוכננת על בסיס שקיפות הבטן של הזבוב. במהלך חקירה זו, זבובים ממוקמים לתוך תא ההאכלה ומוצגים עם שתי אפשרויות מזון מעורבב עם צבע אדום או צבע כחול. לאחר השלמת ההסמכה, הבטן לעוף מופיעים אדום או כחול תלוי איזה מזון הם צורכים.

הן צלחת פטרי והן מבחני האכלה מבוססי צבע רב-תכליתי הם חזקים מאוד ומניבים בערך את אותן תוצאות. באמצעות שתי מבחנים אלה, תגליות חשובות רבות פריצות דרך נעשו לקראת פענוח קולטנים מגוונים מאוד תאים האחראים על חישת טעמי מזון ומרקם מזון11,12,21,22,32,33. במהלך ההסמכה המבוססת על צבע, צעד ניסיוני אחד הדורש זמן ומאמץ ניכרים הוא הכנה והעמסה של מזון לתא ההזנה. כדי להפחית את זמן הכנת המזון והטעינה, מבחנה זו שונתה על ידי החלפת צלחת microtiter multiwell עם צלחת פטרי קטנה, אשר מחולק לשני תאים שווים. ב בדיקה המבוססת על צלחת פטרי, שני מזונות שונים בתוספת צבע כחול או אדום מתווספים שני חצאים של המנה. לאחר מכן, ~ 70 prestarved, זבובים 2-4 יום מונחים בצלחת מותר לבחור בין מאכלים כחולים ואדומים בחושך במשך כ 90 דקות. הבטן של כל זבוב נבדקת לאחר מכן, ומדד ההעדפות (PI) מחושב.

מבחני האכלה דו-ברירה המבוססים על פטרי הם זולים, פשוטים ומהירים. צלחת אחת multiwell דורש כ 110 s כדי למלא, ואילו כל צלחת פטרי לוקח רק ~ 20 s. בנוסף, צלחת multiwell דורש צינור כמויות קטנות של מזון לתוך מספר גדול של בארות קטנות (למשל, 60 או יותר בארות לכל צלחת), אשר דורש דיוק ניכר ותשומת לב. לעומת זאת, ההסתעפות המבוססת על צלחת פטרי דורשת רק שתי פעולות לכל צלחת. כמו מבחני האכלה יכול לכלול מספר רב של עותקים משוכפלים, Assay מבוסס צלחת פטרי חוסך כמות לא טריוויאלית של זמן ומאמץ. בדיקה זו נותנת תוצאות שוות ערך לאלה של הבדיקה מבוססת multiwell והוכיחה מוצלחת בהתמודדות עם שאלות בסיסיות רבות בתחושת הטעם, כולל קידוד טעם מלח11, פלסטיות טעם שונה על ידי ניסיון מזון22, ואת הבסיס המולקולרי של תחושת מרקם מזון33. לסיכום, זה פטרי-צלחת מבוסס שתי אפשרויות assay הוא כלי רב עוצמה כדי לחקור כיצד זבובים לתפוס milieus מים מזינים חיצוניים ופנימיים כדי לעורר התנהגות האכלה מתאימה.

Protocol

1. הרכבת תאי ההסתעפות

הערה: בעוד שפרוטוקול זה מתאר את השימוש בצלחת פטרי 35 מ"מ(איור 1A),ניתן להשיג את האפקט הרצוי באמצעות כל כלי אטום למים עם תחתית חלקה שניתן לחצות ולכסות.

  1. ראשית, חוצה צלחת פטרי 35 מ"מ מרופדת על ידי תיקון אורך פלסטיק (5 מ"מ רוחב ו 3 מ"מ גובה) לאורך קו האמצע עם דבק עמיד למים, ויוצרים שני תאים אטומים למים. אשר כי החותם הושלם כדי למנוע דליפה שיכולה להוביל לערבוב של שני מצעי מזון להיות assayed.
    הערה: לאחר ההרכבה, יש לעשות שימוש חוזר במנגנון זה כל עוד החותם מחזיק מעמד.

2. הכנת בקבוקוני רעב

  1. הכן מספר מספיק של בקבוקוני זבוב פלסטיק ריקים; לאחר מכן, לדחוס באופן רופף פיסת נייר טישו בתחתית. לדחוס את נייר הרקמה מספיק שהוא ממלא את החלל, אבל לא כל כך הרבה שהוא יוצר מסה צפופה.
    הערה: ודא כי אין סדקים עמוקים או קפלים ברקמה, כמו זה יכול להוביל זבובים להילכד.
  2. מוסיפים ~ 3 מ"ל מים טהורים לבקבוקון כך שהרקמה רוויה לחלוטין, אך אין מים עומדים. ודא כי אין טיפות גדולות של מים עודפים על הקיר של הבקבוקון. לחלופין, תחליף agarose עבור נייר ספוג על ידי הכנת 1% w / v פתרון אגר (ללא סוכרוז) על ידי הוספת 5 מ"ל של 1% agarose לכל בקבוקון ריק ומאפשר agarose להתמצק בטמפרטורת החדר.

3. רעב רטוב של זבובים לפני הניסוי

  1. ליזום רעב 24 שעות לפני הזמן של הניסוי. תחת CO2 הרדמה, מיין קבוצות של ~ 70, 2-4 יום בן זבובים לתוך בקבוקוני רעב מוכן, תיוג כל בקבוקון עם הגנוטיפ וזמן של רעב.

4. הגדרת ריאגנט

  1. הכנת צבעים
    הערה: לפני ביצוע כל הניסויים, חשוב לבצע בדיקה ראשונית כדי לקבוע את הריכוזים הנכונים של צבעים אדומים וכחולים לשימוש.
    1. לבדיקת הבקרה, הכינו מגוון של דילולים לכל צבע, ובצעו את מבחני ההאכלה עם אותו מזון עם צבע צבע שונה. השתמש בתוצאות כדי לזהות ריכוזים של שני צבעים (אחד אדום, אחד כחול) המניבים PI של ~ 0 כאשר לא נוסף תרכובת ניסיונית (ראה סעיף 7).
      הערה: לדוגמה, ריכוז הצבע הכחול הסופי תוקן ב 50 μM ונבדק נגד סדרה של ריכוזי צבע אדום. בהתבסס על עקומת מינון הצבע האדום, ריכוז הצבע האדום האופטימלי היה 210 מיקרומטר, מה שנתן הטיית צבע מינימלית (איור 1B). ריכוז צבע אדום גבוה יותר מניע זבובים להעדיף מזון אדום, ואילו ריכוז נמוך יותר מניע זבובים להעדיף מזון כחול. בזהירות לחדד ריכוזי צבע כחול או אדום במרווחים של μM 1, כמו הבדלים בסדר גודל זה גדול יותר יכול להשפיע על תוצאות ניסיוניות.
  2. הכנה של 1% agarose
    1. לשלב 0.5 גרם agarose ו 50 מ"ל של מים טהורים (או כמה רבים מהם) בכלי בטוח למיקרוגל. יש לחמם במיקרוגל את תמיסת האגרוז עד להמסה, תוך ערבובה לפי הצורך.
  3. הכנת רכיבי מזון אחרים
    1. ממיסים כל רכיב מזון, כולל סוכרוז ותרכובות ניסיוניות, במים בריכוז של פי 100 ומעלה של הריכוז הסופי שנבדק.
      הערה: הנפח הכולל של כל מרכיב מזון הוסיף 1% אגר לא יעלה על 1 מ"ל לכל 10 מ"ל אגר מותך. אחרת, agarose עשוי להיות מדולל מדי ולא להתמצק כראוי.
  4. הכנת מדיית מזון
    1. מערבבים אגר, צבע, ואת התרכובת הניסיונית הרצויה בצינורות צנטריפוגה פוליפרופילן חרוט (15 או 50 מ"ל); להשתמש במים במקום טעים ניסיוני במזון הבקרה. לעשות זאת בזמן אגר הוא עדיין נוזלי לחלוטין ומערבבים ביסודיות באמצעות מערבל מערבולת. שמור את הצינורות באמבט מים 60 מעלות צלזיוס בזמן לא בשימוש כדי למנוע את agarose התקשות לפני להיות מופץ לכלים.
  5. הכנת מנות לניסוי
    הערה: יש לוודא שכל המנות יבשות לחלוטין לפני שמתחילים.
    1. פיפטה 1 מ"ל של מדיום מזון ניסיוני אדום לצד אחד של צלחת ההסתערות (איור 1A); חוזרים על הפעולה לקבלת מספר הכלים הרצוי. אפשרו לאגורוז להתקרר עד המשרד (3-5 דקות), ולאחר מכן פיפטה 1 מ"ל של מזון שליטה כחול לצד השני של הכלים(איור 1A). חזור על תהליך זה עם זוג כחול אדום /ניסיוני שליטה.
      הערה: ודאו שכל המנות מוגדרות במלואן לפני תחילת הניסוי. השתמש בכלים בתוך 30 דקות.

5. ייזום מבחני ההאכלה הדו-כיווניים

  1. לשתק זמנית קווי זבוב ניסיוניים על קרח עד שלא נצפו פעילויות מוטוריות ברורות כגון טיסה וטיפוס. לאחר הזבובים משותקים, בעדינות להפוך את הבקבוקון, ולהקיש כדי להעביר את כל הזבובים לתוך תא ההסתערות.
    הערה: הלם קר לוקח ~ 3 - 5 דקות. חשיפה ממושכת לקור עלולה להשפיע על הפיזיולוגיה והבריאות של הזבוב ולכן יש להימנע ממנה.
  2. מניחים במהירות את הכיסוי על התא ומניחים אותו בצד. לאחר שכל הזבובים הועברו, העבר את כל התאים לחלל חשוך וסגור. אפשר לבדיקה לפעול במשך 90 דקות.
    הערה: סביבה חשוכה ממזערת את השפעת המסלול החזותי של הזבוב על התנהגות ההזנה ומסירה רמזים סביבתיים מחוץ למנה.

6. סיום מבחני ההזנה הדו-כיווניים

  1. לאחר 90 דקות חלפו, להעביר את התאים למקפיא -20 מעלות צלזיוס להקריב את הזבובים. לאחר ~ 1 שעות, לספור את הזבובים.
    הערה: הפוך כל צלחת פטרי לפני הנחת המנה במקפיא כדי להבטיח כי אין זבובים יוקפאו על האוכל.

7. הקצאת אינדקס העדפות (PI) לקביעת העדפת מזון

  1. תחת מיקרוסקופ ניתוח סטנדרטי, בדקו את צבע הבטן של הזבובים בכל מנה בנפרד. ספרו את הזבובים כאדום, כחול או סגול לפי צבע הבטן שלהם (איור 2A). ספור את הזבוב אם הבטן שלו צבעונית יותר מ-50%, מה שמצביע על הזנה חזקה(איור 2B). אל תכלול את הזבוב אם הבטן שלו מכילה רק נקודת מזון זעירה, המציינת אכילה לקויה (איור 2C).
  2. לאחר ספירת מספר הזבובים שאוכלים מאכלים כחולים, אדומים או כחולים ואדומים כאחד, השתמש במשוואה הבאה כדי להקצות לכל צלחת פטרי מדד העדפה (PI):

PI = (מספר זבובים שאוכלים מזון ניסיוני) - (מספר זבובים שאוכלים מזון בקרה) / (מספר זבובים שאוכלים מזון ניסיוני) + (מספר זבובים שאוכלים מזון בקרה) + (מספר זבובים שאוכלים את שניהם)

PI > 0 מציין העדפה עבור התרכובת הניסיונית, PI < 0 מציין סלידה לתרכובת הניסיונית, ו PI = 0 מציין שום השפעה של המתחם על התנהגות האכלה.

8. ניקוי תאי ההסתעפות

  1. מיד לנקות את מנות פטרי על ידי גירוד מצע המזון ולשטוף אותם עם מים וסבון מבושם. משרים את מנות הפטרי למשך הלילה במים מזוקקים. בדוק כי חותם החלוקה בכל מנה הוא עדיין אטום למים, ואז לתת את האוויר צלחת יבש.
    הערה: לאחר הבטחה כי אין שאריות agarose או כתמי צבע, מנות פטרי מוכנים לשימוש שוב.

תוצאות

בחשבון זה חולקה מנה של 35 מ"מ לשני תאי האכלה שווים, כאשר כל מחצית מהתבשיל הכילה מזון אגרוז בשילוב צבע כחול או אדום(איור 1A). כדי לא לכלול הטיית צבע, ריכוזי הצבע הכחול והאדום שוכללו בקפידה כדי להניב PI "0" משוער כאשר רק שני צבעים אלה נוספו (איור 1B). לאחר שצלחת הפטרי ה?...

Discussion

שיטה זו כוללת מספר שלבים מכריעים שבהם עלולות להתרחש בעיות. ראשית, ודאו שזבובים בולעים כמות מספקת של מזון כדי לספק נתונים יציבים. אם זבובים אוכלים בצורה גרועה, ודאו שהזבובים מורעבים במשך 24 שעות לפחות, ושהמדיה הניסיונית מכילה לפחות ריכוז סוכרוז מינימלי (2 מ"מ). כדי להמריץ עוד יותר את צריכת המז?...

Disclosures

המחברים מצהירים כי אין ניגודי אינטרסים או אינטרסים פיננסיים מתחרים.

Acknowledgements

המחברים רוצים להודות לד"ר טינגווי מי שעזר להם לייעל את מבחני ההאכלה של שתי הנבחרות. הם גם רוצים להודות לסמואל צ'אן וויאט קולמס על הערותיהם על כתב היד. פרויקט זה מומן על ידי המכונים הלאומיים לבריאות מענקים R03 DC014787 (Y.V.Z.) ו R01 DC018592 (Y.V.Z.) ועל ידי קרן אמברוז מונל.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
35 mm Petri dishFisher Scientific08-772E
AgaroseThomas ScientificC756P56
Clear adhesiveFisher ScientificNC9884114
Conical centrifuge tubesFisher Scientific05-527-90
Dissection microscopeAmscopeSM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant BlueWako Chemical3844-45-9
Fly CO2 anesthesia setupGenesee Scientfic59-114/54-104M
Fly incubator with programmable day/night cyclePowers Scientific Inc.IS33SD
Fly lines
Glass dish (microwave-safe)
KimwipesFisher Scientific06-666A
Media storage bottleFisher Scientific50-192-9998
Plastic divider cut to fit the dish from a sheet no thicker than 5 mm
Plastic fly vialsGenesee Scientific32-116
SucroseMillipore SigmaS9378
Sulforhodamine BMillipore SigmaS9012
Tastant compound of interest
Vortex mixerBenchmark ScientificBV1000
Water bathFisher ScientificFSGPD05

References

  1. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  2. Dahanukar, A., Foster, K., van der Goes van Naters, W. M., Carlson, J. R. A Gr receptor is required for response to the sugar trehalose in taste neurons of Drosophila. Nature Neuroscience. 4 (12), 1182-1186 (2001).
  3. Ueno, K., et al. Trehalose sensitivity in Drosophila correlates with mutations in and expression of the gustatory receptor gene Gr5a. Current Biology. 11 (18), 1451-1455 (2001).
  4. Fujii, S., et al. Drosophila sugar receptors in sweet taste perception, olfaction, and internal nutrient sensing. Current Biology. 25 (5), 621-627 (2015).
  5. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).
  6. Thorne, N., Chromey, C., Bray, S., Amrein, H. Taste perception and coding in Drosophila. Current Biology. 14 (12), 1065-1079 (2004).
  7. Slone, J., Daniels, J., Amrein, H. Sugar receptors in Drosophila. Current Biology. 17 (20), 1809-1816 (2007).
  8. Dus, M., et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 87 (1), 139-151 (2015).
  9. Toshima, N., Tanimura, T. Taste preference for amino acids is dependent on internal nutritional state in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Biology. 215 (16), 2827-2832 (2012).
  10. Melcher, C., Bader, R., Pankratz, M. J. Amino acids, taste circuits, and feeding behavior in Drosophila: towards understanding the psychology of feeding in flies and man. Journal of Endocrinology. 192 (3), 467-472 (2007).
  11. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  12. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  13. Moon, S. J., Kottgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Current Biology. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Current Biology. 30 (1), 17-30 (2020).
  15. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. Journal of Neuroscience. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  16. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Current Opinion in Neurobiology. 19 (4), 345-353 (2009).
  17. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  18. Liman, E. R., Zhang, Y. V., Montell, C. Peripheral coding of taste. Neuron. 81 (5), 984-1000 (2014).
  19. Scott, K. Gustatory processing in Drosophila melanogaster. Annual Review of Entomology. 63, 15-30 (2018).
  20. Freeman, E. G., Dahanukar, A. Molecular neurobiology of Drosophila taste. Current Opinion in Neurobiology. 34, 140-148 (2015).
  21. Tanimura, T., Isono, K., Yamamoto, M. T. Taste sensitivity to trehalose and its alteration by gene dosage in Drosophila melanogaster. Genetics. 119 (2), 399-406 (1988).
  22. Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel. Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).
  23. Bantel, A. P., Tessier, C. R. Taste preference assay for adult Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e54403 (2016).
  24. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (3), e193 (2007).
  25. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  26. Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder assay measures food intake in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55024 (2017).
  27. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), 101107 (2014).
  28. Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3625 (2012).
  29. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  30. Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A taste circuit that regulates ingestion by integrating food and hunger signals. Cell. 165 (3), 715-729 (2016).
  31. Jiang, L., Zhan, Y., Zhu, Y. Combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e56900 (2018).
  32. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19 (19), 1623-1627 (2009).
  33. Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. The basis of food texture sensation in Drosophila. Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).
  34. Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nature Communications. 5, 4560 (2014).
  35. Qi, W., et al. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Molecular Brain. 8, 87 (2015).
  36. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. Genetics. 208 (4), 1291-1309 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

168

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved