JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ניתן להשתמש במספר דרכי מתן כדי להעביר תאי גזע מזנכימליים (MSCs) למוח. במחקר הנוכחי, MSCs הועברו בכל הנויראקס והמוח באמצעות הזרקה תוך עמוד השדרה. MSCs הוזרקו לחללי עמוד השדרה של חולדות, ונדידת תאי גזע הייתה במעקב וכימות.

Abstract

תאי גזע מזנכימליים (MSCs) נחקרו לטיפול במחלות שונות. במחלות נוירודגנרטיביות שכוללות פגמים גם במוח וגם בחוט השדרה, דרך המתן חשובה מאוד, מאחר ש-MSCs חייבים לנדוד גם למוח וגם לחוט השדרה. מאמר זה מתאר שיטה למתן MSCs לתעלת עמוד השדרה (הזרקת חלל תוך עמוד השדרה) שיכולה לכוון למוח ולחוט השדרה במודל של חולדות. מיליון MSCs הוזרקו לתעלות עמוד השדרה של חולדות ברמה של חוליות מותניות 2-3. לאחר מתן החולדות הורדמו ב-0, 6 ו-12 שעות לאחר ההזרקה. הדמיה אופטית ותגובת שרשרת פולימראז כמותית בזמן אמת (qPCR) שימשו למעקב אחר MSCs שהוזרקו. תוצאות המחקר הנוכחי הראו כי ניתן לזהות MSCs הניתנים דרך חלל עמוד השדרה לאחר מכן הן במוח והן בחוט השדרה לאחר 12 שעות. להזרקת חלל תוך עמוד השדרה יש יתרון בכך שאינה דורשת הרדמה כללית ויש לה מעט תופעות לוואי. עם זאת, יש להתגבר על החיסרון של קצב הנדידה הנמוך של MSCs למוח.

Introduction

תאי גזע מזנכימליים
בתנאי מחלה, MSCs מפרישים חומרים טיפוליים ספציפיים למחלה באמצעות פעולות פרקריניות1 שדווחו כמווסתות את התגובות החיסוניות, משקמות רקמות פגועות ומסלק חומרים רעילים2. לכן, טיפול MSC נחשב ליעיל יותר מטיפול חד-ממוקד בטיפול במחלות מולטי-פקטוריאליות כגון מחלת אלצהיימר וסרקופניה 3,4,5,6. בנוסף, בניגוד לתרופות, ל-MSCs יש אפקט ביות, העובר לאזור הרקמה הפגועה על ידי זיהוי ציטוקינים או כימוקינים דלקתיים בגוף 7,8. לרוע המזל, רק תת-קבוצה של התאים מגיעה לאזור הפגוע, והכדאיות של MSCs פוחתת במהלך הנדידה 9,10,11,12. לפיכך, כדי למקסם את היעילות הטיפולית של MSCs, יש צורך להעביר תאים ברי קיימא לאתר המטרה. לכן, בעת מתן MSCs, חשוב לבחור את דרך המתן הנכונה, בהתבסס על אופי מחלת המטרה.

מסלול הזרקה
ישנם מסלולים רבים בהם ניתנים חומרים טיפוליים לחולים. השיטות הנפוצות ביותר הן הזרקה תוך ורידית למחזור הדם המערכתי, מתן דרך הפה והזרקה תת עורית או תוך שרירית. במחלות נוירודגנרטיביות, המכשול העיקרי בהעברת חומרים טיפוליים למוח הוא מחסום הדם-מוח (BBB). ה-BBB מגן על המוח מפני פתוגנים חיצוניים באמצעות צמתים הדוקים בין כלי הדם לפרנכימה של המוח13,14. עם זאת, ה-BBB גם מונע באופן פרדוקסלי מחומרים טיפוליים להיכנס לפרנכימה המוחית. לכן, המעבר דרך ה-BBB הוא המכשול העיקרי בפיתוח טיפולים למחלות מוח 15,16. הזרקה תוך מוחית מבוצעת כדי להתגבר על חיסרון זה על ידי הזרקת חומרי מטרה ישירות למוח באמצעות פעולה כירורגית 17,18,19. עם זאת, יש לקחת בחשבון את תופעות הלוואי של התערבויות כירורגיות, במיוחד מכיוון שהמחט פוגעת בתאי עצב במהלך ההליך.

מתן חלל תוך-שדרה
מתן תוך-תאי - מתן תרופות לתעלת עמוד השדרה או לחלל התת-עכבישי - מעביר תרופות למוח או לנוירוקסיס דרך נוזל המוח השדרתי (CSF) ומהווה אלטרנטיבה בת קיימא להזרקה תוך מוחית. ניתן לחלק את הזריקות התוך-תקליות לפי אתר ההזרקה: חדר לרוחב, בור מים וחלל עמוד השדרה. כל שלושת המסלולים מאפשרים לתרופות או לתאים להתפזר ברחבי ה-CSF למוח ולחוט השדרה. העברת תרופות למוח עשויה להיות יעילה יותר במקרה של זריקות מגנה תוך מוחיות ותוך ציסטרנה מכיוון שהחומר מוזרק קרוב למוח. עם זאת, להזרקת חלל תוך עמוד השדרה יש יתרונות בכך שאינה דורשת הרדמה כללית או ניתוח להחדרת מאגר תוך חדרי, בהיותה בטוחה בדרך כלל20, וניתן לבצע אותה שוב ושוב במידת הצורך.

מטרת מחקר זה הייתה לאמת מתן חלל תוך עמוד השדרה כאמצעי להעברת MSCs הן למוח והן לחוט השדרה. ראשית, החלל התוך-שדרתי הוקם במודל חולדה. לאחר מכן, MSCs סומנו עם עוקב ליפופילי DiD (DiIC18(5); 1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-tetramethylindodicarbocyanine, מלח 4-chlorobenzenesulfonate), כדי להעריך את יעילות נדידת תאי הגזע לחוט השדרה ולמוח. הדמיה אופטית ex vivo בוצעה כדי להעריך את פיזור התאים. פרוטוקול פשוט זה יכול להתבצע ללא התערבות כירורגית וניתן להשתמש בו לא רק לצורך מתן תאי גזע, אלא גם תרופות, נוגדנים, חומרי ניגוד וחומרים אחרים המיועדים להעברה לחוט השדרה או למוח.

Protocol

הערה: מחקר זה אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (מספר אישור: 20170125001, תאריך: 25 בינואר 2017) של מכון המחקר הביו-רפואי של סמסונג (SBRI) במרכז הרפואי של סמסונג. כמתקן מוסמך של האגודה להערכה והסמכה של טיפול בחיות מעבדה בינלאומיות, SBRI פועל בהתאם להנחיות שנקבעו על ידי המכון למשאבי חיות מעבדה.

1. הכנת MSCs אנושיים שמקורם בג'לי וורטון

  1. גידול תאי גזע מזנכימליים שמקורם בג'לי של וורטון (WJ-MSCs)
    1. הפשירו בקבוקון של WJ-MSCs אנושיים במהירות באמבט מים של 37 מעלות צלזיוס. העבירו את ה-WJ-MSCs לצינור חרוטי של 50 מ"ל, והוסיפו מצע גידול בנפח של לפחות פי 10 מזה של התאים (v/v). צנרת למעלה ולמטה כדי לתלות את התאים.
    2. צנטריפוגה בחום של 300 × גרם למשך 5 דקות. השליכו בזהירות את הסופרנטנט והשעו מחדש את התאים.
      הערה: היזהר לא להשליך את גלולת התא.
    3. זרעי WJ-MSCs בצלוחיות T175 בצפיפות של 5,000-6,000 תאים/ס"מ2. דגירה של WJ-MSCs בחממת CO2 של 37 מעלות צלזיוס. שנה את מצע הגידול כל 72 שעות עד ש-WJ-MSCs יגיעו למפגש של 80-90%.
      הערה: בדרך כלל, לוקח 3-4 ימים עד שה-MSCs מגיעים למפגש של 80-90%.
  2. תת-גידול של WJ-MSCs אנושיים
    1. השליכו את מצע הגידול ושטפו את התאים עם 10 מ"ל של מי מלח עם חוצץ פוספט (PBS). הסר את ה-PBS והוסף 5 מ"ל של 0.25% חומצה טריפסין-דיסודיום אתילנדיאמין-טראצטית (EDTA) (ראה טבלת החומרים). דגרו את התאים בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס בחממת CO2 למשך 3 דקות עד שה-WJ-MSCs מתנתקים מבקבוק התרבית.
    2. הוסף 5 מ"ל של מצע גידול המכיל 10% סרום בקר עוברי כדי לנטרל את 0.25% טריפסין-EDTA. אוספים את תערובת התאים ומעבירים אותה לצינור חרוטי של 50 מ"ל. שטפו את בקבוק תרבית התאים עם 10 מ"ל של מדיום גידול, ואספו את התאים בצינור של 50 מ"ל באמצעות פיפט סרולוגי סטרילי.
    3. צנטריפוגה את תערובת התאים בחום של 300 × גרם למשך 5 דקות. השליכו את הסופרנטנט, השעו מחדש את התאים ב-10 מ"ל של מצע גידול, וספרו את מספר ה-WJ-MSCs.
      זהירות: היזהר לא להשליך את גלולת התא.
    4. זרע WJ-MSCs בצפיפות של 4,000-6,000 תאים/סמ"ר, תלוי בניסוי.
  3. תיוג WJ-MSCs עם צבע DiD והכנת WJ-MSCs להזרקת חלל תוך עמוד השדרה
    הערה: הליך תיוג הצבע של DiD בוצע בהתאם להוראות היצרן.
    1. נתק WJ-MSCs כאשר הם מגיעים למפגש של 80%, באמצעות ההליך שהוזכר לעיל. השעו WJ-MSCs בצפיפות של 1 ×10 6/מ"ל במדיום חיוני מינימלי נטול פנול אדום (MEM) α ללא סרום.
    2. הוסף 5 מיקרוליטר של תמיסת תיוג DiD לכל 1 מ"ל של תרחיף תאים; מערבבים בעדינות עם פיפטינג.
    3. דגירה למשך 15 דקות בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס; צנטריפוגה את תרחיף התאים בטמפרטורה של 300 × גרם למשך 5 דקות.
    4. הסר את הסופרנטנט והשהה מחדש את ה-WJ-MSCs ב-MEM נטול פנול-אדום α בצפיפות של 1 × 106/0.2 מ"ל.

2. הזרקת חלל תוך עמוד השדרה של WJ-MSCs

  1. הכנה להזרקת חלל תוך עמוד השדרה
    1. להרדים חולדות ספראג-דולי בנות 6 שבועות עם 5% איזופלורן; לאחר מכן, שמור על הרדמה עם איזופלורן 2% לאורך כל ההליך הכירורגי.
      הערה: בצע אופטימיזציה של תנאי ההרדמה לפני תחילת הניסוי.
    2. לגלח את אזור הניתוח באמצעות מכונת גילוח חשמלית לבעלי חיים קטנים.
      הערה: ניתן להחליף את מכונת הגילוח החשמלית בסכין גילוח ידני וג'ל גילוח.
    3. חיטוי אזור הניתוח באמצעות פובידון-יוד. צור חתך של 3 ס"מ בעור בעזרת להב כירורגי. כרת את רקמת העור והשריר שנותרה באמצעות להב כירורגי ומספריים. חשוף את התהליכים הקוצניים במותני 2-3 (L2-3).
  2. הזרקת WJ-MSCs עם תווית DiD דרך החלל התוך-עמוד השדרה
    1. הניחו את החולדה במצב נוטה. כופפו את עמוד השדרה של החולדה כראוי כדי להרחיב את המרחק בין התהליכים הקוצניים הסמוכים, תוך שימוש בכמויות מספיקות של רקמת נייר או חומרים אחרים שיכולים לסייע בשמירה על המיקום המתאים.
    2. מלאו מזרק של 1 מ"ל ב-0.2 מ"ל של WJ-MSCs עם תווית DiD. הניחו שילוב של מזרק-מחט 23 גרם אנכית בין התהליכים הקוצניים של L2 ו-L3, והכניסו את המחט עד שהיא נוגעת בגוף החוליות.
    3. כאשר המחט נוגעת בגוף החוליות, משוך אותה בכ- 0.5 ס"מ, והניח את קצה המחט בתעלת עמוד השדרה. הטה את המזרק, והנח את קצה המחט כך שיצביע לכיוון הרוסטרל. הזרקת WJ-MSCs לחלל עמוד השדרה במשך תקופה של דקה.
      הערה: יש לייעל את מהירות ההזרקה מראש.
    4. לאחר ההזרקה, הסר לחלוטין את המזרק מתעלת עמוד השדרה. לתפור את החתך ואז לחטא את אתר הניתוח באמצעות פובידון-יוד.
  3. טיפול לאחר ההליך
    1. ייצב ורסן את החולדה כדי למנוע כל תנועה, והניח אותה הפוכה בזווית של 45 מעלות למשך 15 דקות, כשהיא עדיין תחת הרדמה. לאחר 15 דקות, יש להפסיק את ההרדמה ולהמתין עד שהחולדה תתעורר.

3. הערכת הזרקת חלל תוך עמוד השדרה

  1. המתת חסד של החולדות ובידוד המוח וחוט השדרה ב-0, 6 ו-12 שעות לאחר ההזרקה
    1. להרדים את חיות הניסוי עם 5% איזופלורן; לשמור על הרדמה עם 2% איזופלורן במהלך זלוף PBS.
    2. בצע חתך מתחת לסרעפת באמצעות מספריים כירורגיים. פתחו את החתך בעזרת מלקחיים, וחתכו את כלוב הצלעות בחוזקה כדי לחשוף את הלב.
    3. צרו חור קטן באטריום הימני, והכניסו מחט פרפר לחדר השמאלי. יש להחדיר 100 מ"ל PBS קר לחדר השמאלי למשך 4-5 דקות, עד שהכבד מתנקה מדם.
    4. לאחר הזלוף, בצע חתך ארוך בצד האחורי מהראש לזנב באמצעות להב כירורגי לאורך מישור האורך. בודד את המוח הנותר ואת כל עמוד השדרה באמצעות מספריים כירורגיים, מלקחיים וחותך עצמות. הסר את הצלעות הנותרות, העצמות המחוברות והבשר.
  2. הדמיה אופטית פלואורסצנטית Ex vivo DiD
    1. הנח את הרקמות המבודדות בתא של מכשיר ההדמיה האופטי.
    2. הגדר את הפרמטרים כדלקמן: פליטה, 700 ננומטר; עירור, 605 ננומטר; וזמן חשיפה, 2 שניות, כפוטונים לשנייה לסנטימטר בריבוע לסטרדיאן (p/s/cm2/sr). צלם את התמונות האופטיות.
      הערה: יש לרכוש את כל התמונות עם הגדרות תאורה זהות (lamp כרךtagה, מסננים, f/stop, שדה ראייה וbinning).
    3. צייר שלושה אזורי עניין מלבניים (ROI) בגודל שווה ערך לחוט השדרה ומעגל אחד ROI למוח באמצעות כלי הציור. מדוד את עוצמות הפלואורסצנט של החזר ה-ROI.
  3. מיצוי DNA גנומי (gDNA) מחוט השדרה ורקמת המוח
    1. הסר את הגולגולת ועמוד השדרה בזהירות באמצעות מלקחיים כירורגיים, מספריים ורונגור.
    2. קצור את המוח וחוט השדרה מהגולגולת ועמוד השדרה. חותכים את חוט השדרה לשלושה חלקים (צוואר הרחם, בית החזה והמותני).
      הערה: יש לאחסן את הרקמות שנקטפו בטמפרטורה של -80 מעלות צלזיוס אם הן לא מנותחות מיד.
    3. טוחנים את הרקמות באמצעות טיט מקורר מראש, עלי וחנקן נוזלי. חלץ gDNA באמצעות מוצרים מסחריים, בהתאם להוראות היצרן.
  4. תגובת שרשרת פולימראז כמותית בזמן אמת (qPCR)
    1. כמת את כמות ה-gDNA בכל דגימה באמצעות ספקטרופוטומטר.
    2. בצע qPCR באמצעות 10 ננוגרם של gDNA לדגימה ופריימרים אנושיים של Arthrobacter luteus (ALU) 12,21.
    3. חשב את המספר המדויק של WJ-MSCs בדגימות באמצעות שיטת ΔΔCT 22.

תוצאות

כדי להעריך את היעילות של הזרקת MSCs תוך עמוד השדרה, נעשה שימוש ב-MSCs המסומנים ב-DiD במחקר הנוכחי. לפני הזרקת MSCs לחלל עמוד השדרה, יעילות התיוג הוערכה במבחנה באמצעות הדמיה אופטית ומיקרוסקופיה פלואורסצנטית (איור 1). לאחר צביעת ה-MSCs עם מגיב התיוג DiD באמצעות ההליך המ?...

Discussion

יש לבחור את דרך המתן האופטימלית לטיפול ב-MSCs בהתאם למחלת היעד, מצבו של המטופל וסוג התרופה שתינתן. בטיפולים תאיים, כולל טיפול MSC, יש לשקול הזרקה ישירה של תאי גזע למוח או תוך תא דרך ה-CSF מכיוון שהתאים אינם יכולים לעבור דרך BBB19. הזרקה לחלל השדרה אינה פולשנית יחסית וא...

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי מענקים מתוכנית המחקר הבסיסי באמצעות הקרן הלאומית למחקר של דרום קוריאה (NRF), במימון משרד החינוך (NRF-2017R1D1A1B03035940), ומענק מפרויקט המו"פ של טכנולוגיית הבריאות של קוריאה באמצעות המכון לפיתוח תעשיית הבריאות של קוריאה (KHIDI), במימון משרד הבריאות והרווחה, הרפובליקה של קוריאה (מספרי מענקים: HI14C3484 ו-HI18C0560). ברצוננו להודות ל-Editage (www.editage.co.kr) על העריכה בשפה האנגלית.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.25% Trypsin-EDTAGibco-invitrogen25200114Cell culture
Fetal bovine serumbiowestS1520Culture medium supplement
gentamicinGibco-invitrogen15710-072Culture medium supplement
Gentra Puregene Tissue KitQIAGEN158689gDNA isolation
MEM, no glutamine, no phenol redGibco51200038WJ-MSC fomulation for injection
Miminum Essential Medium alphaGibco-invitrogen12571063WJ-MSC culture medium
Power SYBR Green PCR Master MixApplied Biosystems4368577quantitative real time PCR reagent
QuantStudio 6 Flex Real-Time PCR SystemThermo fisher4485694quantitative real time PCR
trypan blueGibco15250061Injection
Vybrant DiD Cell-Labeling SolutioninvitrogenV22887Stem cell labeling solution
Xenogen IVIS Spectrum systemPerkin Elmer124262Optical imaging device

References

  1. Gnecchi, M., Danieli, P., Malpasso, G., Ciuffreda, M. C. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods in Molecular Biology. 1416, 123-146 (2016).
  2. Liang, X., Ding, Y., Zhang, Y., Tse, H. F., Lian, Q. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cell-based therapy: current status and perspectives. Cell Transplantation. 23 (9), 1045-1059 (2014).
  3. Kang, J. M., Yeon, B. K., Cho, S. J., Suh, Y. H. Stem cell therapy for Alzheimer's disease: a review of recent clinical trials. Journal of Alzheimer's Disease. 54 (3), 879-889 (2016).
  4. Staff, N. P., Jones, D. T., Singer, W. Mesenchymal stromal cell therapies for neurodegenerative diseases. Mayo Clinic Proceedings. 94 (5), 892-905 (2019).
  5. Kim, J., et al. Mesenchymal stem cell therapy and Alzheimer's disease: current status and future perspectives. Journal of Alzheimer's Disease. 77 (1), 1-14 (2020).
  6. Florea, V., Bagno, L., Rieger, A. C., Hare, J. M. Attenuation of frailty in older adults with mesenchymal stem cells. Mechanisms of Ageing Development. 181, 47-58 (2019).
  7. Karp, J. M., Leng Teo, G. S. Mesenchymal stem cell homing: the devil is in the details. Cell Stem Cell. 4 (3), 206-216 (2009).
  8. Regmi, S., Pathak, S., Kim, J. O., Yong, C. S., Jeong, J. H. Mesenchymal stem cell therapy for the treatment of inflammatory diseases: Challenges, opportunities, and future perspectives. European Journal of Cell Biology. 98 (5-8), 151041 (2019).
  9. Kim, H. S., et al. Lowering the concentration affects the migration and viability of intracerebroventricular-delivered human mesenchymal stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (1), 751-757 (2017).
  10. Kim, D. H., et al. Effect of growth differentiation factor-15 secreted by human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells on amyloid beta levels in in vitro and in vivo models of Alzheimer's disease. Biochemical and Biophysical Research Communications. 504 (4), 933-940 (2018).
  11. Park, S. E., et al. Distribution of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells (hUCB-MSCs) in canines after intracerebroventricular injection. Neurobiology of Aging. 47, 192-200 (2016).
  12. Kim, H., et al. Intrathecal injection in a rat model: a potential route to deliver human Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells into the brain. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1272 (2020).
  13. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives Biology. 7 (1), 020412 (2015).
  14. Abbott, N. J., Patabendige, A. A., Dolman, D. E., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  15. Banks, W. A. From blood-brain barrier to blood-brain interface: new opportunities for CNS drug delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 15 (4), 275-292 (2016).
  16. Pardridge, W. M. CSF, blood-brain barrier, and brain drug delivery. Expert Opinion on Drug Delivery. 13 (7), 963-975 (2016).
  17. Elia, C. A., et al. Intracerebral injection of extracellular vesicles from mesenchymal stem cells exerts reduced Aβ plaque burden in early stages of a preclinical model of Alzheimer's disease. Cells. 8 (9), 1059 (2019).
  18. Kim, H. J., et al. Stereotactic brain injection of human umbilical cord blood mesenchymal stem cells in patients with Alzheimer's disease dementia: A phase 1 clinical trial. Alzheimer's & Dementia (N Y). 1 (2), 95-102 (2015).
  19. Park, S. E., Lee, N. K., Na, D. L., Chang, J. W. Optimal mesenchymal stem cell delivery routes to enhance neurogenesis for the treatment of Alzheimer's disease: optimal MSCs delivery routes for the treatment of AD. Histology & Histopathology. 33 (6), 533-541 (2018).
  20. Sandow, B. A., Donnal, J. F. Myelography complications and current practice patterns. American Journal of Roentgenology. 185 (3), 768-771 (2005).
  21. Funakoshi, K., et al. Highly sensitive and specific Alu-based quantification of human cells among rodent cells. Scientific Reports. 7 (1), 13202 (2017).
  22. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  23. Glass, J. D., et al. Lumbar intraspinal injection of neural stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis: results of a phase I trial in 12 patients. Stem Cells. 30 (6), 1144-1151 (2012).
  24. Harris, V. K., et al. Clinical and pathological effects of intrathecal injection of mesenchymal stem cell-derived neural progenitors in an experimental model of multiple sclerosis. Journal of the Neurological Sciences. 313 (1-2), 167-177 (2012).
  25. Janson, C. G., Ramesh, T. M., During, M. J., Leone, P., Heywood, J. Human intrathecal transplantation of peripheral blood stem cells in amyotrophic lateral sclerosis. Journal of Hematotherapy and Stem Cell Research. 10 (6), 913-915 (2001).
  26. Chiu, C., et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 9 (1), 3 (2012).
  27. Bull, E., et al. Stem cell tracking using iron oxide nanoparticles. International Journal of Nanomedicine. 9, 1641-1653 (2014).
  28. Chen, D., et al. Bright polymer dots tracking stem Cell engraftment and migration to injured mouse liver. Theranostics. 7 (7), 1820-1834 (2017).
  29. Lee, N. K., et al. Magnetic resonance imaging of ferumoxytol-labeled human mesenchymal stem cells in the mouse brain. Stem Cell Reviews and Reports. 13 (1), 127-138 (2017).
  30. Bradley, W. G., Haughton, V., Mardal, K. A. Cerebrospinal fluid flow in adults. Handbook Clinical Neurology. 135, 591-601 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

MSCsQPCR

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved