Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מודל השתלת הכליה האורתטופית של חולדה תורם לחקר המנגנון של דחיית כליות. המודל הנוכחי מגביר את הישרדותם של המושתלים ללא הפרעה לאספקת הדם ולרפלוקס ורידי של פלג הגוף התחתון באמצעות אנסטומוזיס מקצה לקצה של השתלת כליות ושיטת "מנהרה" מקצה לקצה של אנסטומוזיס בשלפוחית השתן של השופכן.

Abstract

דחיית כליות מגבילה את ההישרדות ארוכת הטווח של חולים לאחר השתלת כליה. השתלת כליה אורתוטופית של חולדות היא מודל חיוני לחקר המנגנון של דחיית אלוגרפט כלייתי במחקרים פרה-קליניים, ועשויה לסייע בפיתוח גישות חדשניות לשיפור ההישרדות ארוכת הטווח של אלוגרפטים כלייתיים. השתלת כליה של תורמים בהשתלת כליה אורתוטופית של חולדה מבוצעת בדרך כלל על ידי אנסטומוזיס מקצה לקצה לאבי העורקים של המושתלים ולווריד קאווה נחות. במודל זה, הכליה של התורם הושתלה באמצעות אנסטומוזיס מקצה לקצה לעורק הכליות וווריד הכליות של המושתלים. השופכן של התורם הוכנס לשלפוחית השתן של המקבל בשיטת 'מנהרה' מקצה לקצה. מודל זה תורם לריפוי טוב יותר של אנסטומוזיס בשלפוחית השתן ומגביר את הישרדותם של המושתלים על ידי הימנעות מהפרעה לאספקת הדם ולרפלוקס ורידי של פלג הגוף התחתון. מודל זה יכול לשמש כדי לחקור את המנגנונים של דחייה חיסונית ופתולוגית חריפה וכרונית של allografts הכליות. כאן, המחקר מתאר את הפרוטוקולים המפורטים של השתלת כליה אורתוטופית זו בין חולדות.

Introduction

השתלת כליות הפכה לגישה הטיפולית היעילה ביותר עבור חולים עם כשל בתפקוד הכליות בשלב הסופי. עם זאת, דחייה חריפה בתיווך תאי T ודחייה חיסונית הומורלית בתיווך אלואנטיבי גורמות לפגיעה פתולוגית של אלוגרפטים כלייתיים ומגבילות את ההישרדות לטווח הקצר והארוך של חולים לאחר השתלת כליה 1,2,3. למרבה הצער, התרופות היעילות המונעות את הדחייה של allografts הכליות עדיין חסרות, כי המנגנונים המדויקים של דחייה חיסונית ופתולוגית של allografts כליות אינם ברורים. כתוצאה מכך, המחקרים הפרה-קליניים המבהירים את המנגנונים של דחייה חיסונית ופתולוגית של allografts כלייתיים תורמים למציאת מטרות חדשות ולפיתוח תרופות יעילות רלוונטיות כדי למנוע דחייה של allografts כליות ובסופו של דבר להאריך את הישרדותם של חולים.

מנגנונים אימונולוגיים ופתופיזיולוגיים פוטנציאליים רבים של דחיית אלוגרפט כלייתי הוצעו לאחרונה במחקרי מודל חולדות של השתלת כליה אורתוטופית 4,5,6,7,8. ממצאים אלה מציעים מספר מטרות חדשניות וגישות מפריעות רלוונטיות כטיפולים מבטיחים לדיכוי דחיית אלוגרפט כלייתי, כגון גורמים רגולטוריים משלימים ונוגדנים נגד CD596, אימונופרוטאזום ומעכבי אפוקסיקטון 7,8. לפיכך, השתלת כליה אורתוטופית של חולדות היא מודל פרה-קליני אידיאלי לחקור את המנגנונים של דחייה חיסונית ופגיעה פתולוגית של כלביות לאחר השתלת כליה.

השתלת כליה של חולדות עברה בהדרגה מהשתלה הטרוטופית של כליות התורם9 להשתלת כליות אורתוטופית באמצעות אנסטומוזיס מקצה לקצה של כלי הדם או באמצעות אנסטומוזה מקצה לקצה של השופכן בשיטת השרוול 10,11,12. המחקר הנוכחי מתאר פרוטוקולים מפורטים של השתלת כליה אורתוטופית בין חולדות המשתמשות באנסטומוזיס מקצה לקצה לעורק הכליות ולווריד הכליות של המושתלים, ושיטת "מנהרה" מקצה לקצה של אנסטומוזיס שלפוחית השתן בשופכן, אשר מונעת את האיסכמיה של פלג הגוף התחתון ואת הפקקת של ורידים קאווה נחותים ומפחיתה את דליפת השתן לאחר הניתוח ואת הפיתול של השופכן.

Protocol

זכרים גזעיים בני 8-10 שבועות F344 וחולדות לואיס (200 גרם עד 250 גרם) הושגו באופן מסחרי. השתלת כליה שמאלית אלוגנית בוצעה בין זכרי F344 לחולדות לואיס. חולדות F344 שימשו כתורמים וכנמענים סינגניים, וחולדות לואיס שימשו כמושתלים אלוגניים. כל נהלי הטיפול בבעלי חיים נערכו בהתאם להנחיות לטיפול בחיות מעבדה ולשימוש בהן שפורסמו על ידי NIH, וכל פרוטוקולי הניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים ולשימוש בהם של בית החולים לסרטן של אוניברסיטת צ'ונגצ'ינג. כל הציוד המשמש במהלך הניתוח, כולל כלי ניתוח ופתרונות, הם סטריליים. סכימה של הפרוטוקול מוצגת באיור 1.

1. הליך התורם

  1. לגרום להרדמה כללית בחולדה על ידי שאיפת איזופלורן של 5% באמצעות תא אינדוקציה. לאחר מכן, מזריקים באופן תת עורי בופרנורפין במינון של 0.1 מ"ג/ק"ג כדי לבצע משכך כאבים מונע בו-זמני.
  2. הניחו את החולדה על גבה ושמרו על הרדמה עם שאיפת איזופלורן של 2% באמצעות מסכת פנים מעל האף והפה. יש למרוח חומר סיכה לעיניים על העיניים כדי למנוע ייבוש של הקרנית. קצב וקצב נשימה איטיים, היעלמות רפלקס הקרנית וחוסר תגובה לצביטת הבוהן מצביעים על יעילות ההרדמה.
  3. לגלח את שיער הבטן באמצעות סכין גילוח חשמלי ולעקר את העור באמצעות 0.5% יוד ו-70% אלכוהול.
  4. מזריקים באופן תת עורי 0.5% לידוקאין לאורך קו האמצע מהסימפיזיס פוביס ועד תת-אקסיפואיד למשככי כאבים מקומיים, ואז מסובבים את הבטן ופותחים את החתך באמצעות נסוג.
  5. מוציאים את המעיים מהצד הימני של החתך ועוטפים אותם בגאזה לחה כדי למנוע מהם להתייבש. לאחר מכן, חשוף את הכליה השמאלית.
  6. הפרד את רקמות השומן מהכליה השמאלית ואת השופכן באמצעות צמר גפן, ולאחר מכן נתק את עורק הכליה השמאלי ואת הווריד באמצעות המיקרו-מלקחיים תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה של פי 20. Coagulate כל דימום באמצעות קרישה חשמלית, במידת הצורך.
  7. בצע קשירת אבי העורקים כ -5 מ"מ מעל עורק הכליה השמאלי עם תפר מונופילמנט פוליאמיד 4-0. לאחר מכן, להעביר את וריד הכליה השמאלית דיסטלית לשילוב של וריד איברי המין השמאלי ווריד יותרת הכליה.
  8. יש לשטוף את הכליה בתמיסת UW קרה כקרח בתוספת הפרין (100 U/mL) באמצעות מחט קרקפת של 24 גרם מאבי העורקים שמתחת לעורק הכליה השמאלי עד שהדם דועך בצבעו. זמן איסכמיה חם הוא 5 דקות בממוצע.
  9. לאחר כריתת עורק הכליה השמאלי כ -2 מ"מ ליד אבי העורקים, נתק את הכליה ואת השופכן בעזרת מיקרו מלקחיים (לשמר את רקמות החיבור ההיקפיות כדי להבטיח אספקת דם לשופכן). לאחר מכן, העבירו את השופכן שליד שלפוחית השתן ושמרו על הכליה השמאלית של התורם בתמיסת UW קרה כקרח.
  10. להקריב את החולדה התורמת עם אובדן דם על ידי מעבר לאבי העורקים ולאחר מכן הכנסתה לתוך תיבת CO2 כדי להבטיח מוות.

2. הליך הנמען

  1. חזור על ההליך המתואר בשלבים 1.1-1.5 עבור החולדה המקבלת.
  2. נתקו את הכליה והשופכן השמאליים, כמו גם את עורק הכליה השמאלי ואת וריד הכליה של החולדה המושתלת באמצעות צמר גפן מטושים ומיקרו-מלקחיים תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה של פי 20.
  3. קצצו את עורק הכליה השמאלי ואת וריד הכליה בשורש על ידי מלחציים מיקרו-וסקולריים לא פולשניים. ליגט את השופכן השמאלי בערך 2-3 ס"מ מתחת לכליה עם 8-0 תפר מונופילמנט פוליאמיד ומתעלה אותו בקשירתו.
  4. נתחו את הכליה השמאלית המקורית של הנמען על ידי מעבר עורק הכליה השמאלי במרחק של 2 מ"מ מהדק המיקרו-וסקולרי, והעתקת וריד הכליה הפרוקסימלי לשילוב של וריד איברי המין השמאלי ווריד יותרת הכליה. Coagulate את וריד יותרת הכליה באמצעות electrocoagulation, במידת הצורך.
  5. שתלו את הכליה התורמת בפוסה הכליתית השמאלית של החולדה המקבלת והניחו קרח סביב הכליה התורמת המושתלת. Anastomose העורק הכליתי של התורם ואת הווריד הכליתי לעורק הכליות של המקבל ואת וריד הכליה בתבנית מקצה לקצה באמצעות 10-0 תפרים מונופילמנט פוליאמיד תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה של פי 45, כדלקמן.
  6. Anastomose עורק הכליה עם תפרים מופרעים.
    1. מקם את תפרי השהייה בשעה 12 ו -6 עמדות של אנסטומוזיס, בהתאמה. תפר באופן שווה צד אחד של האנסטומוזה בין שני תפרי השהייה עם 2-3 תפרים באמצעות תפר מונופילמנט פוליאמיד 10-0.
    2. הופכים את תפרי השהייה ובאופן דומה תופרים את הצד השני של האנסטומוזה בין שני תפרים להישאר עם 2-3 תפרים.
  7. Anastomose את וריד הכליה עם תפרים מתמשכים.
    1. מקם את תפרי השהייה בשעה 6 ו -12 בעמדות של אנסטומוזיס, בהתאמה. לתפור צד אחד של האנסטומוזיס ממצב השעה 12 עם 4-5 תפרים באמצעות התפרים הפועלים, ולאחר מכן לקשור את תפר הריצה לתפר השהייה במצב השעה 6 עם תפר מונופילמנט פוליאמיד 10-0.
    2. הופכים את תפרי השהייה ותופרים באופן דומה את הצד השני של האנסטומוזיס ממצב השעה 6, ולבסוף קושרים את תפר הריצה לתפר השהייה בתנוחת השעה 12.
  8. להחדיר מחדש את הכליה התורמת על ידי שחרור המהדק המיקרו-וסקולרי הלא פולשני של וריד הכליה תחילה; לאחר מכן, זהה את אתרי הדימום ובצע תפרים נוספים.
  9. שחררו את המהדק המיקרו-וסקולרי הלא פולשני של עורק הכליה, זיהו את אתרי הדימום ועשו תפרים נוספים. זמן איסכמיה קרה הוא 45 דקות בממוצע.
  10. תפר את קצה השופכן התורם בתפר מונופילמנט פוליאמיד 4-0 כגרירה כדי לגרור את הקצה דרך "המנהרה" של שלפוחית השתן של המקבל תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה של פי 20. לאחר מכן, העבירו את קצה השופכן התורם עם התפר מחוץ לשלפוחית השתן של המקבל. תנו לשופכן התורם להתכווץ בחזרה לשלפוחית השתן של המקבל.
  11. לתקן את השופכן התורם עם שלפוחית השתן של המקבל על ידי תפירת האדוונטיציה של השופכן התורם עם שכבת השרירים של שלפוחית השתן של המקבל בחוץ בארבע תנוחות שוות באמצעות 8-0 תפר מונופילמנט פוליאמיד תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה של פי 45.
  12. מחזירים את המעיים לחלל הבטן וסוגרים את חתך הבטן עם תפרים רציפים בשכבת השריר תחילה ולאחר מכן בשכבת העור עם תפר מונופילמנט פוליאמיד 4-0.
  13. מניחים את החולדה המקבלת על כרית חימום של 37 מעלות צלזיוס בכלוב יבש ונקי. המתן עד שהחולדה תתאושש מהרדמה.
  14. תת עורית מזריקה בופרנורפין (0.05 מ"ג/ק"ג) לחולדה המקבלת כל 6 שעות למשך 48 שעות לשיכוך כאבים לאחר הניתוח. תוך שרירית מזריקים לפניצילין (50,000 U/kg) לחולדה המקבלת פעם ביום למשך 3 ימים למניעת זיהום. החולדה המקבלת מוקרבת על ידי הכנסתה לתוך תיבת CO2 כדי לבחון את הדחייה הכרונית של allograft הכליה לאחר 10 שבועות של השתלה.

תוצאות

במודל השתלת כליה אורתוטופית זו של חולדה, החולדות המושתלות נעות כרגיל לאחר הניתוח. כדי לבחון את הדחייה הכרונית של אלוגרפט הכליות, החולדות המקבלות גדלות במשך 10 שבועות לאחר ההשתלה, ושיעור ההישרדות הכולל של החולדות המקבלות בנקודת זמן זו הוא כ -90%. סיבות המוות העיקריות הן דימום ודליפה של שתן לאח...

Discussion

השתלת כליה בחולדה היא עבודה מאתגרת הדורשת רמה גבוהה של טכניקות מיקרו-ניתוח וטכניקות הניתוח עברו אופטימיזציה מספר פעמים. מההתחלה, גונזלס ואחרים השתילו את הכליה התורמת בצווארו של המקבל והעבירו את השופכן התורם לעור9. עם זאת, בגלל השכיחות הגבוהה של זיהום בדרכי השתן והיצרות של השו...

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (81870304) לג'ון לי ועל ידי קרן אלזה קרנר-פרסניוס-ספניוס (מס ' 2017_A28) למרכוס גרוטרופ.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
 10-0 Polyamide Monofilament sutureB.Braun Medical Inc.G0090781
 4-0 Polyamide Monofilament sutureB.Braun Medical Inc.C1048451
 8-0 Polyamide Monofilament sutureB.Braun Medical Inc.C2090880
BuprenorphineUS Biological life Sciences352004
ElectrocoagulatorElectrocoagulatorZJ1099
F344 and Lewis ratsCenter of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China)NA
GauzeHenan piaoan group Co., LTD10210402
Heating padGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LTDDK0032
HeparinNorth China Pharmaceutical Co., LTD2101131-2
Injection syringe (1 ml and 10 ml)Shandong weigao group medical polymer Co., LTD20211001
IsofluraneRWD Life Science Co., LTD21070201
Penicillin G SodiumWuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd69-57-8
Scalp needle (24 G)Hongyu Medical Group20183150210
ShaverBeyotimeFS600
Small animal anesthesia machineRWD Life ScienceR500
Small Animal Surgery KitBeyotimeFS500
Sodium chloride injectionSouthwest pharmaceutical Co., LTDH50021610
Surgical operation microscopeTiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, ChinaSZX-6745
SwabYubei Medical Materials Co., LTD21080274
TapeMinnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD1911N68
UW solutionBristol-Myers Squibb Company17HB0002

References

  1. Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
  2. Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
  3. Colvin, R. B., Smith, R. N. Antibody-mediated organ-allograft rejection. Nature Reviews Immunology. 5 (10), 807-817 (2005).
  4. Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
  5. Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
  6. Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
  7. Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
  8. Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
  9. Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. Kidney transplantation in the rat. Nature. 194, 309-310 (1962).
  10. Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
  11. Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
  12. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
  13. Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
  14. Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
  15. Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
  16. Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
  17. Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

180

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved