JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מתאר הליך פשוט לרכישה וניתוח הטופוגרפיה של פוטנציאלים מעוררים חזותיים אפיקרניאליים עם אלקטרודות סרט דק רב-ערוציות בעכבר.

Abstract

פוטנציאלים מעוררים חזותיים (VEP) מאפשרים אפיון של תפקוד הראייה במודלים פרה-קליניים של עכברים. קיימות שיטות שונות למדידת VEPs בעכברים, החל מ-EEG לא פולשני, אלקטרודות חד-עוריות תת-עוריות ו-ECoG ועד להקלטות פולשניות לחלוטין של קליפת המוח הראייתית הרב-ערוצית. זה יכול להיות שימושי לרכוש אפיון גלובלי טופוגרפי ברמת EEG של תגובות חזותיות לפני מדידות מיקרואלקטרודות תוך-קורטיקליות מקומיות במסגרות ניסוי אקוטיות. לדוגמה, מקרה שימוש אחד הוא להעריך שינויים צולבים גלובליים בטופוגרפיה של VEP במודלים של חירשות לפני לימוד ההשפעות שלה ברמה התוך-קורטיקלית המקומית. EEG אפיקרניאלי רב-ערוצי הוא שיטה חזקה לרכישת מדד סקירה כזה של פעילות חזותית בקליפת המוח. EEG אפיקרניאלי רב-ערוצי מספק תוצאות דומות באמצעות גישה סטנדרטית ועקבית, למשל, לזיהוי שינויים חוצי מודלים, פתולוגיים או הקשורים לגיל בתפקוד הראייה בקליפת המוח. המחקר הנוכחי מציג שיטה להשגת ההתפלגות הטופוגרפית של VEPs מעוררי הבזק עם מערך אלקטרודות EEG של 32 ערוצים בעכברים מורדמים. בשילוב עם ניתוח בתחום הזמן והתדירות, גישה זו מאפשרת אפיון וסינון מהיר של הטופוגרפיה ותכונות הראייה הבסיסיות של תפקוד הראייה בקליפת המוח של העכבר, שניתן לשלב עם הגדרות ניסוי חריפות שונות.

Introduction

עכברים הם מודל פרה-קליני של תהליכים ניווניים של ראייה ומחלות עיניים 1,2,3,4. פוטנציאלים מעוררים חזותיים (VEPs) משמשים בדרך כלל למדידת תפקוד הראייה בקליפת המוח ולמשל, להערכת ניוון חזותי במודלים פתולוגיים 5,6. חביון ה-VEP, זמן ההולכה, המשרעת, המאפיינים המולטיפוקאליים או החדות המרחבית של פוטנציאלים מעוררים חזותיים בקליפת המוח מספקים מידע אבחוני על השלמות התפקודית של מערכת הראייה 7,8,9.

בעכברים, ניתן למדוד פוטנציאלים מעוררים חזותיים בקליפת המוח על פני קני מידה מרחביים שונים בשיטות בעלות מורכבות שונה החל מ-EEG לא פולשני, אלקטרודות מחט תת-עוריות וברגים מושתלים בגולגולת, לגישות תוך גולגולתיות פולשניות לחלוטין עם ECoG אפיקורטיקלי, ועד להקלטות אלקטרודות תוך-קורטיקליות 10,11,12,13,14,15,16,17 . לשיטות אלה יש חוזקות וחולשות שונות. לדוגמה, מספר נמוך של אלקטרודות מספק רק מידע מוגבל על התפלגות VEP בקליפת המוח, בעוד שאלקטרודות מחט תת עוריות לרוב אינן מצליחות להבטיח מיקומי הקלטה עקביים. יתר על כן, ברגים מושתלים או שיטות פולשניות לחלוטין דורשים נזק, חדירה או הסרה של הגולגולת ולעתים קרובות מספקים מידע מקומי בלבד.

בניסויים אקוטיים, לעתים קרובות רצויה סקירה גלובלית ראשונה של תפקוד הראייה בקליפת המוח, שלאחריה בסופו של דבר באים שלבים ניסיוניים נוספים ומושווים להקלטות תוך-קורטיקליות מקומיות. לדוגמה, מקרה שימוש פוטנציאלי אחד מנוצל תחילה כדי לחקור את ההשפעות ברמת ה-EEG של ארגון מחדש חזותי של חירשות או אובדן שמיעה על טופוגרפיה של VEP ופעילות חזותית בקליפת המוח18,19 לפני לימוד ההשפעות ברמה התוך-קורטיקלית המקומית.

הקלטות EEG רב-ערוציות עם מערכי מרובי אלקטרודות בסרט דק יכולות לספק טופוגרפיה שיטתית של VEP מגולגולת העכבר 20,21,22,23,24. להקלטות אפיקרניאליות כאלה יכולים להיות יתרונות על פני הקלטות ECoG על ידי השארת שלמות הגולגולת שלמה והימנעות ממניפולציה ישירה של פני השטח בקליפת המוח. בנוסף, ריבוי אלקטרודות בסרט דק מספקות תצורת אלקטרודה סטנדרטית, המאפשרת השוואה של פעילות מוחית מרחבית-זמנית מעוררת חזותית בין ניסויים בדומה למערכת EEG סטנדרטית בבני אדם25. מסגרת סטנדרטית מאפשרת גם שימוש בארגזי כלים נפוצים לניתוח EEG (למשל, Fieldtrip, Chronux, EEGLAB ו-ERPLAB) כדי לנתח EEG של עכברים בתחום הזמן והתדר או במונחים של קישוריות 26,27,28,29,30,31.

הפרוטוקול הנוכחי מתאר הליך להקלטות VEP טופוגרפיות בעכברים באמצעות אלקטרודת סרט דק בעלת 32 ערוצים. זה יכול לשמש כחלק מניסויים אקוטיים ואחריהם שלבים ניסיוניים נוספים, כגון הקלטות מיקרואלקטרודות תוך-קורטיקליות מאזורים ספציפיים במוח. כאן מודגם כיצד להקליט באופן אמין VEPs מעוררי הבזק אפיקרניאלי עם אלקטרודות סרט דק של 32 ערוצים מהעכבר. בנוסף, מוצג ניתוח מופתי של הקלטות VEP טופוגרפיות בתחום הזמן והתדר.

Protocol

כל בעלי החיים טופלו ושוכנו על פי הגרמנים (TierSchG, BGBl. I S. 1206, 1313) והאיחוד האירופי (ETS 123; הנחיה 2010/63/EU) הנחיות למחקר בבעלי חיים. הניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי רשויות המדינה הגרמניות (המשרד להגנת הצרכן ובטיחות המזון של סקסוניה התחתונה, LAVES) והיו תחת פיקוח של קצין רווחת בעלי החיים באוניברסיטה. עכבר זכר בן 3 חודשים C57BL/6J שימש למחקר הנוכחי.

1. פרטי בעלי חיים

  1. בצע את מדדי ה-VEP בעכברים המתאימים לשאלת המחקר הספציפית.
  2. היו מודעים למוזרויות של זן עכברים בפיזיולוגיה שיכולות להשפיע על הניסוי על ידי שינוי רגישויות הרדמה, רגישות להתקפים, גיל או רקע גנטי.
    הערה: זני עכברים עם רקע גנטי שונה עשויים לעתים קרובות לפתח ליקויים חושיים אחרים (למשל, ליקוי שמיעה מתקדם C57BL/6), שעלולים להיעלם מעיניהם אך משפיעים בעקיפין על העיבוד החזותי (למשל, השפעות צולבות19).

2. אינדוקציה של הרדמה כללית

  1. הכן שדה כירורגי באתר ההקלטה. קבע את המשקל הטרום ניתוחי של העכבר.
  2. יש להשרות הרדמה עם קטמין/קסילזין, במינון של 100 מ"ג/ק"ג קטמין-הידרוכלוריד, 4 מ"ג/ק"ג קסילזין-הידרוכלוריד ו-5 מ"ג/ק"ג קרפרופן (ראה טבלת חומרים).
  3. מיד לאחר ההזרקה, החזר את העכבר לכלוב.
  4. הנח מנורת חימום אינפרא אדום (ראה טבלת חומרים) במרחק מתאים והמתן לאינדוקציה מלאה של הרדמה כללית למשך 5 דקות לפחות.
  5. שימו לב להפסקת תנועות ספונטניות ואובדן רפלקס היישור. בדוק אם יש אובדן של רפלקס צביטת הבוהן.

3. ניטור פיזיולוגי ותחזוקה של הרדמה כללית

  1. העבר את העכבר לאתר ההקלטה על כרית חימום.
  2. השתמש בבדיקת טמפרטורה רקטלית המחוברת למערכת בקרת טמפרטורה כדי לשמור על טמפרטורת הליבה של הגוף על 37.6-37.8 מעלות צלזיוס.
  3. הקפידו על טמפרטורת גוף אופטימלית של העכבר. בנוסף לכרית החימום, צמצם את אובדן החום על ידי הגדלת טמפרטורת החדר במידת הצורך.
  4. הנח שתי אלקטרודות חוט כסף תת עוריות (קוטר 0.2 מ"מ, ראה טבלת חומרים) ליד כתף ימין ורגל אחורית שמאלית לניטור א.ק.ג.
  5. חבר את אלקטרודות האק"ג של חוט הכסף ל-ECG ampחיים יותר.
  6. עקוב אחר קצב הלב וגלי האק"ג באוסילוסקופ (ראה טבלת חומרים) במהלך הניסוי.
    הערה: במהלך הרדמה מספקת של קטמין/קסילזין, קצב הלב יכול לנוע בין 160-250 פעימות לדקה32,33. קצב הלב יכול להשתנות בהתאם למאמץ העכבר, לגיל ולמצב הפיזיולוגי.
  7. בדוק את רפלקס צביטת הבוהן והסימנים החיוניים. היעדר תגובת רפלקס צביטת הבוהן מעיד על רמת הרדמה מספקת.
  8. יש לעקוב מקרוב אחר מצב ואיכות העיניים במהלך ההליך, ולמרוח טיפות עיניים או ג'ל.
  9. עקוב אחר רמות הרדמה נאותות על ידי בדיקה קבועה של פרמטרים פיזיולוגיים, דופק, רפלקסים ופעילות EEG.
  10. אם רמת ההרדמה הכללית הופכת קלה מדי, יש למרוח מנה נוספת של קטמין/קסילזין (i.p).
  11. המשך במהירות עם שלבי הניסוי כדי למזער את משך ההרדמה הכללית ואת מספר המנות הבאות של קטמין/קסילזין נוספים המשמשים לשמירה על הרדמה כללית.

4. מיקום אלקטרודות והגדרת הקלטה

  1. באתר ההקלטה, הערך מחדש את עומק ההרדמה המתאים על ידי בדיקת רפלקס צביטת הבוהן.
  2. לגלח את החלק העליון של הראש עם מכונת גילוח חשמלית.
  3. כדי לאפשר שדה ראייה חופשי, אין לקבע את העכברים במסגרת סטריאוטקטית במהלך הניסוי.
  4. מרחו לידוקאין (אם נדרש בנוסף על פי הנחיות המוסד המקומי לטיפול בבעלי חיים).
  5. בצע חתך של 1 ס"מ בקו האמצע של הקרקפת.
  6. משוך את העור לשני הצדדים באמצעות מהדקי כלי דם קטנים כדי להחזיק את העור במקומו ולחשוף את הגולגולת.
  7. נקו את פני הגולגולת בעזרת צמר גפן ומלח NaCl (0.9%).
  8. חבר אלקטרודת ייחוס חוט כסף (קוטר 0.2 מ"מ) עבור ה-EEG תת עורי מעל האף (התייחסות לאף) או מאחורי האוזן (מסטואיד).
  9. חבר את הפניית האף דרך מחבר הבדיקה לפלט ההתייחסות לראש ה-stage (ראה טבלת חומרים).
  10. לאחר מכן, חבר את אלקטרודת ה-EEG ל-headstage באמצעות מתאם המחובר ל-headstage באמצעות מחבר בדיקה ומחובר למחזיק אלקטרודה (ראה טבלת חומרים).
  11. הנח את אלקטרודת ה-EEG הרב-ערוצית עם סרט דק (ראה טבלת חומרים) על הגולגולת עם ברגמה כמיקום ייחוס כדי להבטיח מיקום אלקטרודה סטנדרטי לכל ניסוי.
  12. השתמש בטיפת מלח כדי להתאים את מיקום האלקטרודה. בעוד שמשטח הגולגולת עדיין רטוב, האלקטרודה ניתנת להזזה בקלות. לאחר מכן, יבש את הגולגולת בזהירות בעזרת צמר גפן.
  13. המתן עד שתמיסת המלח תתייבש והאלקטרודה תתחבר היטב לגולגולת.
  14. כסו את האלקטרודה בטיפה קטנה של שמן סיליקון כדי למנוע הידבקות של האלקטרודה לעור שמעליה. שלב זה עוזר להסיר בקלות את האלקטרודה לאחר ההקלטה.
    הערה: היזהר לא למרוח יותר מדי שמן סיליקון כדי למנוע הידרדרות במגע האלקטרודה עם הגולגולת.
  15. סגור את העור מעל האלקטרודה להגנה ולמזעור רעש חשמלי.
  16. מרחו טיפה קטנה של דבק רקמות (ראו טבלת חומרים) על העור כדי למנוע פתיחה מחדש של חתך העור.

5. הקלטת EEG ומדידת VEP

  1. סנן אותות EEG במהלך הרכישה עם מסנן רחב בין 1-9000 הרץ. השתמש בהגדרות סינון רחבות לשליטה בחפצים. בצע רעש וסינון הולם מאוחר יותר במהלך עיבוד לא מקוון.
  2. בדוק את איכות האות של פעילות ה-EEG המתמשכת על ידי בדיקת רעש חשמלי בתדר גבוה, חפצים של 50/60 הרץ וחפצי א.ק.ג. החל חיבורי הארקה והתייחסות נאותים לבעל החיים ולציוד או החל מיגון מתאים.
  3. בדוק את עומק ההרדמה על ידי התבוננות בפעילות EEG. נסה להימנע ממצב הרדמה 'עמוק מדי' המאופיין בהתרחשות של פעילות EEG מדכאת פרץ. שקול את מהלך הזמן של הניסוי וודא שההרדמה לא תהיה קלה מדי במהלך ההקלטה.
  4. השתמש בסטרובוסקופ LED (או סוגים אחרים של גירוי חזותי) כדי לייצר הבזקים קצרים במיוחד (ראה טבלת חומרים) (איור 1).
  5. הנח את הסטרובוסקופ במרחק של 30 ס"מ לגירוי חזותי דו-עיני מול העכבר.
    הערה: העכבר והסטרובוסקופ ממוקמים בתא חשוך ואטום לרעש במהלך הניסוי.
  6. התאימו את העכברים לחושך למשך 5 דקות לפני הגירוי.
  7. עורר סטרובוסקופ מהבהב על ידי הפעלת הסטרובוסקופ עם דופק TTL.
    הערה: חפץ גירוי יכול להתרחש עקב המתח הגבוה של הסטרובוסקופ. ניתן להחליש זאת על ידי הגדלת המרחק או מיגון האלקטרודה.
  8. צור טריגרים של TTL חומרה עם התקן קלט/פלט רב תכליתי (ראה טבלת חומרים) הנשלט על ידי מחשב גירוי כדי להפעיל את מקור האור (כלומר, סטרובוסקופ).
  9. שלח אות TTL במקביל למערכת הרכישה כדי לספק חותמות זמן ברמת דיוק גבוהה לתחילת הגירוי.
  10. שלח פלט TTL, המסונכרן עם הפלאש, מהסטרובוסקופ LED כמשוב וכבקרה שנייה לחותמות זמן מדויקות של התחלת הגירוי. רשום זאת יחד עם ההקלטות.
  11. הגדר את קצב הגירוי (למשל, מרווח בין גירויים = 2 שניות). הגדר את מספר חזרות הגירוי (למשל, n = 150 חזרות)
  12. כוונן את העוצמות באופן ידני בסטרובוסקופ (למשל, משך הבזק של 512 מיקרון בערך קבוע של 3000 lm).
    הערה: עם זאת, יש להתאים את זה לשאלת הניסוי הספציפית.
  13. התחל את מצגת הגירוי, הקלט את אותות ה-EEG עם תוכנת הקלטה (ראה טבלת חומרים), ושמור את הנתונים במחשב ההקלטה.

6. סיום הניסוי, הסרת אלקטרודות וניקוי אלקטרודות

  1. אם ההקלטה היא חלק מפרוטוקול ארוך יותר, המשך בשלבים ניסיוניים נוספים.
  2. בסיום הניסוי, המתת חסד של בעל החיים על פי הנחיות מוסדיות23,34.
  3. הסר את אלקטרודת ה-EEG בזהירות (מכיוון שניתן לעשות בהם שימוש חוזר).
  4. לאט לאט עם מריחת נוזל הסר את האלקטרודה מהגולגולת.
    הערה: האלקטרודות יכולות להיצמד למשטח הגולגולת; הימנע מנזק לאתרי הפלטינה במהלך ההסרה.
  5. נקו את האלקטרודה לאחר הניסוי עם NaCl מי מלח איזוטוני (0.9%) וטבלו אותה במסיר חלבון ותמיסת חיטוי (ראה טבלת חומרים) למשך 30 דקות.
  6. אחסן את מערך האלקטרודות במקום יבש ומוגן.

7. עיבוד אותות VEP בסיסי: תחום זמן ותדר

  1. ייבא את קובצי הנתונים הגולמיים לתוכנת הניתוח (ראה טבלת חומרים).
  2. סנן אותות EEG עם מסנן אפס פאזה של Butterworth בין 1-100 הרץ.
    הערה: בחר סוגי מסננים ופרמטרים מתאימים בהתאם לשאלת המחקר המתאימה 27,35,36.
  3. דגימת האותות ל-1000 הרץ.
  4. פלח את אותות ה-EEG לניסויים וממוצע הניסויים כדי להניב פוטנציאלים מעוררים חזותיים ולקבוע את חביון השיא של N1.
    הערה: ניתן לבצע הפניה מחדש במצב לא מקוון במידת הצורך (למשל, הפניה ממוצעת נפוצה, הפניה דו-קוטבית, הפניה ממוצעת מקומית "לפלסיאן")23.
  5. קבע את ערכי המתח בנקודות זמן ספציפיות של עניין והתווה מפות חלוקת מתח באמצעות תוכנת הניתוח.
  6. חשב את עוצמת השדה הגלובלית37 על ידי חישוב סטיית התקן המרחבית של כל ערוצי האלקטרודות.
  7. חשב ספקטרוגרמה מרובת תדר זמן עם Chronux Toolbox28,31. השתמש במוצר רוחב פס TW = 3 ו- K = 5 מתחדדים עם גודל חלון של 300 אלפיות השנייה וגודל צעד של 30 אלפיות השנייה.

תוצאות

הקלטת פוטנציאלים מעוררים חזותיים עם EEG רב-ערוצי מאפשרת הערכה של הטופוגרפיה של אמפליטודות VEP, חביון או רכיבי תדר בעכברים. איור 2A מציג דוגמה לטופוגרפיה של VEP מעוררת הבזק שתועדה עם EEG אפיקרניאלי בן 32 ערוצים מעכבר C57BL/6J זכר בן 3 חודשים. הפעילות המעוררת החזותית ה?...

Discussion

מאמר זה מתאר שיטה לרישום EEG רב-ערוצי אפי-גולגולתי עם אלקטרודות סרט דק וכיצד לרכוש ייצוג טופוגרפי עקבי של פוטנציאלים מעוררים חזותיים בעכבר. כאן, הראינו לדוגמה גירוי הבזק דו-עיני, אך ניתן ליישם גישה זו גם עם סוגים אחרים של גירויים חזותיים (כלומר, סורגים חד-עיריים, מרחביים, שד...

Disclosures

המחברים מצהירים שאין אינטרסים פיננסיים מתחרים או ניגודי אינטרסים אחרים.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי קרן המחקר הגרמנית (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Cluster of Excellence 2177 "Hearing4all", פרויקט מספר 390895286).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Bepanthen 5% DexpantheolBayerOphtamic gel
Cheetah software 5.11NeuralnyxVersion 5.11Recording software for neurophysiologcal signals
Digital Lynx SXNeuralynxDigital Lynx 16SXRecording system
ECG differential amplifierOtoconsultWDA2 V1.0
Electric shaverAesculapGT420
Electrode HolderTSE Systems430005-HE
Examination lightHeineHL 5000Cold light source lamp
Heating Pad + Temperature Control systemCWETC-1000 Mouse
Histoacryl 0.5 mLB.BraunTissue adhesive
Infrared heat lamp SanitasSIL 06
Ketamine 10% WDTKetaminhydrochlorid
LED stroboscope MonarchNova Strobe PBLVisual stimulation
Matlab 2021aThe Mathworks2021aStimulus control and analysis
Moria Vessel ClampFine Science Tools18320-11
Mouse EEG electrode NeuroNexusH32 (Reticular)32-channel EEG electrode. Thickness: 20 μm; length: 8.6 mm; width 6.8 mm. Platinum sites: 500 μm diameter
Mouse Frame custom madeInformation available on request
Multifunction I/O deviceNational InstrumentsPCIe-6353 with BNC 2090AAnalog stimulus generation, output, and trigger
NaCl 0.9%B.BraunIsotonic, sterile, nonpyrogenic
Neuralynx HS36 NeuralynxHS-36Headstage
Neuronexus probe connectorNeuralynxADPT-HS36-N2T-32AElectrode connector
OscilloscopeTektronixTDS 2014B
Progent Intensive CleanerMeniconProtein remover and disinfecting solution for rigid gas permeable lenses
Recording PC HPHP Z800Recording PC
Rimadyl (Carprofen)ZoetisCarprofen
Silicon Oil M 1000Carl Roth4045.1
Silver wire Science ProductsAG-8WDiameter 203 µm; ECG and reference electrode
Sound proof chamberIAC acoustics
Stereotactic MicromanipulatorTSE Systems430005-M/PFor EEG electrode placement
Stimulation PCDellDell Precision T5810Stimulation PC
Surgical microscopeZeissOp-Mi Focus
Surgical tape3M1527-01.25 cm x 9.1 m
Thilo-Tears 3 mg/gAlcon Pharma GmbHOphtamic gel
Vaselin LichtensteinWinthropWhite vaselin ointment
Xylazin 2%  BernburgXylazinehydrochlorid
Xylocaine Spray (10 mg/puff)AspenLidocaine

References

  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837 (2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948 (2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15 (2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927 (2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927 (2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011 (2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036 (2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -. O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562 (2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53 (2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316 (2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326 (2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591 (2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442 (2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869 (2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213 (2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233 (2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755 (2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855 (2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

EEGVEPEEGVEPs

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved