Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הערכת ההבדלים האנטומיים בין חתכי העלים C3 ו- C4 מסייעת להבין את יעילות הפוטוסינתזה. מאמר זה מתאר הכנה ובדיקה של חתכי עלים חופשיים ודקים למחצה, יחד עם האזהרות בהכנה למיני היבול Triticum aestivum ו-Zea mays.

Abstract

היעילות המשופרת של פוטוסינתזה C4 , בהשוואה למנגנון C3 , נובעת מיכולתו לרכזCO2 בתאי מעטפת צרור. היעילות של פוטוסינתזה C4 ויעילות השימוש הפנימי במים קשורות ישירות לחלקם של תאי עלי מזופיל וצרור, גודל וצפיפות של נדן צרור, וגודל, צפיפות ועובי דופן התא של תאי מעטפת צרור. ניתוח מיקרוסקופי מהיר של תכונות אלה יכול להתבצע על מקטעים חופשיים ודקים למחצה באמצעות מיקרוסקופ אור קונבנציונלי, ומספק מידע רב ערך על יעילות פוטוסינתטית בגידולי C4 באמצעות זיהוי ובחינה של סוגי תאים ספציפיים. בנוסף, מוצגות טעויות בהכנת חתך חופשי וחצי דק המשפיעות על מדידות אנטומיות ואבחנות סוג התא, כמו גם כיצד להימנע משגיאות אלה. גישה מיקרוסקופית זו מציעה אמצעי יעיל לאיסוף תובנות על הסתגלות פוטוסינתטית לשונות סביבתית ומסייעת בסינון מהיר של יבולים לאקלים עתידי.

Introduction

פוטוסינתזה היא תהליך בסיסי שבו אנרגיית האור מומרת לאנרגיה כימית, ומשמשת כאבן הפינה של רשתות טרופיות יבשתיות. רוב הצמחים עוקבים אחר מסלול C3 של פוטוסינתזה, שבו המוצר הפוטוסינתטי העיקרי הוא תרכובת שלושת הפחמן גליצראט 3-פוספט. פוטוסינתזה C3 התפתחה לפני יותר מ-2 מיליארד שנה באטמוספירה השופעתCO2 ונמוכה ב-O21. האנזים הפוטוסינתטי העיקרי ריבולוז 1,5 ביספוספט קרבוקסילאז/אוקסיגנאז (רוביסקו), שהתפתח בתנאים אלה, אינו אופטימלי לתנאי CO2 גבוהים O2 הנוכחיים מכיוון שהוא מגיב באופן תחרותי עם O2, ומתחיל פוטו-נשימה2. פוטו-נשימה היא מסלול בזבזני שצורך אנרגיה במקום לייצר אותה ולשחררCO2 כתוצר לוואי. כתוצאה מכך, חיוני לשמור על ריכוז CO2 גבוה סביב רוביסקו בכלורופלסטים כדי למנוע חמצון 3,4. בשל חוסר היכולת של צמחי C3 לרכז CO2, יש משיכה משמעותית של CO2 מאוויר הסביבה לכלורופלסטים, מה שמרסן את הפוטוסינתזה ומשפיע על צמיחת הצמחים וייצור ביומסה 2,5,6.

בצמחי C3, הפוטוסינתזה מוגבלת על ידי כניסתCO2 דרך פיוניות, דיפוזיה שלו דרך מזופיל, והפעילות הביוכימית של אנזימים פוטוסינתטיים. כניסתCO2 מוגבלת תחילה על ידי מוליכות סטומטלית, הנשלטת על ידי תנאים סביבתיים כגון טמפרטורת אוויר ולחות. לאחר מכןCO2 מתפזר דרך הפאזה הגזית והנוזלית הפנימית של העלה לרוביסקו7. בצמחי C3, כל שלבי הפוטוסינתזה מתרחשים בכלורופלסטים של תאי מזופיל, וצמחים צריכים לשמור על זרימה קבועה שלCO2 מהאטמוספרה לכלורופלסטים. התלות של זמינותCO2 בכלורופלסטים בפתיחות סטומטלית, ארכיטקטורת מזופיל ומאפיינים בודדים של תאים וכלורופלסטים מותירה צמחים רגישים לאילוצים סביבתיים שבסופו של דבר משפיעים על הפוטוסינתזה, כמו זמינות מים נמוכה וטמפרטורות גבוהות 7,8,9,10, במיוחד מדגישות את פגיעותם לתנאי שינוי האקלים 11.

בהתחשב באתגרים שמציב חוסר היעילות של מסלול C3, כמו גם מגבלות בשמירה על רמות CO2 אופטימליות ורגישות לגורמים סביבתיים, בצמחים מסוימים, התפתח מסלול אחר, מסלול פוטוסינתזה C4. באופן אופייני, לצמחי C4 יש שני מסלולים ביוכימיים מופרדים מרחבית; קיבועCO2 הראשוני מתרחש בתאי מזופיל על ידי פוספונולפירובט קרבוקסילאז, שיש לו זיקה גבוהה יותר ל-CO2 מאשר רוביסקו וגם חסר פעילות חמצון. תוצר C4 שנוצר מועבר עוד יותר לתאי מעטפת צרור, שם הוא עובר דה-קרבוקסילציה, ו-CO2 משתחרר שוב ומקובע על ידי רוביסקו (C3 פוטוסינתזה)12,13,14. הזיקה הגדולה יותר של PEP carboxylase ל-CO2 ודפנות תאים עבות של תאי מעטפת צרור מאפשרת ריכוזCO2 בתאי מעטפת צרור, ולכן, צמחי C4 ממזערים את הפוטו-נשימה על ידי הפרדה מרחבית של קיבוע CO2 ומחזור קלווין. אימוץ מסלול C4 מציג את התגובה האדפטיבית של הטבע לאילוצים סביבתיים, ומציע תובנות לגבי אסטרטגיות אפשריות לשיפור פריון היבול ועמידותו בתנאי אקלים משתנים15.

האנטומיה המיוחדת של מבנה העלה בצמחי C4 מאופיינת בורידים המוקפים בתאי מעטפת צרור וסקולריים מוגדלים המכילים כלורופלסטים ובסידור רדיאלי של תאי מזופיל בטבעת חיצונית המעוצבת סביב תאי מעטפת צרור. תאי המזופיל נמצאים בסמיכות לתאי מעטפת הצרור, מה שמאפשר מעבר מהיר ורציף של מטבוליטים בין שני סוגי התאים. סידור התא אופייני לצמחי C4 ומכונה אנטומיה16 של קרנץ. במינים מסוג C3, ההתמחות והנטייה של תאי מזופיל יכולות להשתנות, אך תאי מעטפת צרור קטנים יותר באופן מובהק ויש בהם מעט כלורופלסטים או ללא כלורופלסטים כלל. אנטומיה ספציפית של Kranz מאפשרת ריכוזCO2 בכלורופלסטים בתאי מעטפת צרור שבהם נמצא האנזים C 3-carboxylating Rubisco ומעכבת למעשה את הנשימה הפוטו-רספירטיבית 4,17,18. למרות הסידור המורכב לכאורה, שינויים אלה התרחשו באופן עצמאי מספר פעמים באבולוציה של אנגיוספרם, מה שמצביע על כך שמדובר במסלול אבולוציוני אפשרי יחסית 19,20,21, וטקסות שונות הוכחו כנמצאות בשלב ביניים בין מטבוליזם פחמן C3 ו- C 4, המכונה C3-C 4 או C2, בעל יכולות ריכוז והטמעה מחדש של CO2 22,23,24,25.

צמחי C4 רבים הם גידולים בעלי חשיבות כלכלית גבוהה, והנדסה גנטית של גידולי C3, כמו אורז, כדי לשפר את החוסן האקלימי שלהם ולהבטיח את היבול הייתה נושא מעניין בעשורים האחרונים26,27. עם זאת, מאמצי ההנדסה דורשים הבנה מפורטת של האנטומיה המיוחדת של C4 וכיצד היא שולטת בפוטוסינתזה 2,28.

ביסוס האנטומיה של C4 Kranz הוא תנאי מוקדם להשגת היעד השאפתני של הנדסת פוטוסינתזה C4 לתוך C3 גידולים25. עם זאת, ההבנה הנוכחית של ויסות האנטומיה של קרנץ ושיטות לסינון מהיר של תכונותיו האנטומיות העיקריות מוגבלת, מה שמקשה על זיהוי מינים היברידיים. מחקרים קודמים הראו כי תכונות מפתח המווסתות את היעילות הפוטוסינתטית בצמחי C3 ו- C4 כוללות את המרחק הבין-ורידי, קוטר קומפלקס מעטפת הצרור וגודל תאי מעטפת הצרור14,29. ניתן לסנן תכונות אלה בקלות באמצעות חתכים חופשיים ולנתח כמותית באמצעות חתכים דקים למחצה. במאמר זה נתאר את שיטת הערכת התכונות המאפשרות אבחון התמיינות אנטומית C3 ו-C4 באמצעות מיקרוסקופ הצלבה ואור ביד חופשית, כלומר אזור מעטפת הצרור, המרחק הבין-ורידי ותדירות הוורידים.

Protocol

1. תנאי גידול הצמח

  1. בחר חיטה (Triticum aestivum L. Var. Winter Wheat, "Fredis") ותירס (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") כצמחים מייצגים C3 ו- C4 , בהתאמה. לגדל את שני מיני הצמחים בתא גידול מבוקר סביבה מזרעים.
  2. שמור על לחות יחסית ב 55% עם טמפרטורת האוויר ב 25 °C / 18 °C (יום/לילה) עם תקופת אור 12 שעות. שמור על צפיפות שטף פוטונים פוטוסינתטי (Q) על פני השטח של הצמח ב 1200 μmol/m2/s כדי לייצג את תנאי הגידול הטבעיים שלהם. לגדל את כל הצמחים בריכוזCO2 סביבתי של 400 μmol/mol.
  3. השקו צמחיםכל יומיים במים מזוקקים ודישנו עם התמיסה של Hoagland 10 ימים לאחר הופעת השתילה. לגדל את הצמחים בתנאים הנתונים במשך 60 יום ולהשתמש עלים מורחבים לחלוטין לניתוחים מיקרוסקופיים.

2. הכנה וצפייה בקטעים ביד חופשית

  1. בחרו 3 עלים בוגרים שאינם מזדקנים מכל צמח ושמרו אותם במים מזוקקים. באמצעות סכין גילוח חד-צדדי חדש, בצע חיתוך פילוס אחד כדי ליצור זווית ישרה עם משטח העלה כדי להבטיח שהחתכים יהיו חתכים רוחביים המאונכים לפני השטח של העלה.
  2. הניחו את דגימת העלה על צלחת זכוכית על פיסת שעווה דנטלית כדי לייצב את הדגימה ולמנוע החלקה. חותכים על ידי הזזת הלהב ישר למטה על דגימת העלה כדי לחתוך בצורה נקייה דרך תאים. שמור את חתכי הרוחב במים מזוקקים.
  3. הרכיבו את הדגימות על מגלשת זכוכית על ידי הנחתן על טיפת מים וכיסוין בכיסוי זכוכית לצפייה והדמיה מיקרוסקופית. הימנעו מלכידת בועות אוויר.
  4. הצג את השקופית תחת מיקרוסקופ אור מורכב בהגדלה של 10x ו- 20x. שמור תמונות לפי מדריך התוכנה, יחד עם קנה המידה הרלוונטי.

3. הכנת חלקים דקים למחצה

  1. חתכו קטעים בגודל של כ-3X5 מ"מ מאזורים בין-קוסטליים לצד הצלע האמצעית מעלים של Z. mays ו-T. aestivum על צלחת זכוכית כמו בשלב 2.2. ודא שאורך החלק החתוך עובר לאורך גרגר העלה.
  2. מניחים את החומר הצמחי במזרק עם 1 מ"ל של חיץ קיבוע (4% אלדהיד גלוטרי בחיץ פוספט 0.1 M, pH = 6.9, טבלה 1).
  3. החזיקו את המזרק במאונך, הוציאו את האוויר, ובהחזקת אצבע על קצהו, שאבו את המזרק ליצירת ואקום. חזור על הפעולה עד שהדגימות שוכבות בתחתית המזרק, דבר המצביע על חדירה מוצלחת.
  4. העבירו את תכולת המזרק לבקבוקון זכוכית מסומן ואחסנו בטמפרטורה של 4°C למשך 48 שעות לפני השלב הבא (טבלה 2).
  5. עבור כל בקבוקון, להסיר בעדינות את הקיבוע עם פיפטה ולהוסיף את חיץ פוספט עד הדגימה מכוסה. להשאיר למשך 30 דקות. חזור על שלב זה 3x.
  6. הסר את חיץ הפוספט עם פיפטה והוסף את האוסמיום טטרוקסיד (זהירות) עד לכיסוי הדגימה. דגימות וחומר אורגני אחר יהפכו שחורים. יש להשתמש בכפפות כפולות. להשאיר למשך שעה.
  7. הסר את הפתרון הקודם עם פיפטה ולכסות את הדגימות עם מים מזוקקים. השאירו למשך 30 דקות חזור על שלב זה 3 פעמים והשתמש בכפפות כפולות.
  8. הסר את התמיסה הקודמת עם פיפטה ולכסות את הדגימות עם 50/50 מים מזוקקים אתנול פתרון. להשאיר למשך 30 דקות. חזור על שלב זה עם תמיסות מים-אתנול מזוקקות בסדרות הבאות: 30/70, 20/80, 10/90 ו-2x ב-100% אתנול. דגימות בכל אחד מתמיסות אלה ניתן להשאיר לילה ב 4 °C (75 °F).
  9. הסר את הפתרון הקודם עם פיפטה ולכסות את הדגימות עם 1/3 תמיסת שרף-אתנול. מניחים את הדגימות על צלחת מיקסר ומשאירים למשך שעתיים. חזור על שלב זה עם תמיסות שרף-אתנול בסדרות הבאות: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 ו-2x ב-100% שרף. דגימות בכל אחד מתמיסות אלה ניתן להשאיר לילה ב 4 °C (75 °F).
  10. מכסים את החללים של תבנית הטבעה שטוחה (16 חללים, מידות חלל: 14 L x 4.8 W x 3 D (מ"מ)) בשרף 100% ומניחים את הדגימות בקצה אחד של החלל. הכינו תוויות נייר כתובות בעיפרון לכל דגימה והניחו אותן בקצה השני של החלל.
  11. מלאו לחלוטין את כל החללים ב-100% שרף ויישרו את הדגימות והתוויות אם הן זזו. מכסים את התבנית בסרט הטבעה ועושים פולימריזציה בתנור בהתאם להנחיות מוצר שרף אקרילי.
  12. הגדר את הבלוק הפולימרי עם הדגימה במחזיק הדגימה של האולטרה-מיקרוטום. חותכים את הבלוק באמצעות סכין זכוכית מחוספסת עד שהרקמה הופכת גלויה ועודף שרף מסולק.
  13. חותכים חלקים דקים למחצה לרוחב (1 מיקרומטר) באמצעות סכין זכוכית או יהלום. אספו את המקטעים באמצעות לולאת חיסון מתכתית מפני המים והניחו אותם על מגלשת זכוכית. יבשו את המגלשה על פלטה חמה (60°C) כדי לקבע את החלקים על הזכוכית.
  14. צובעים את החלקים הקבועים בכחול טולוידין (תמיסה מימית 1%) למשך 5 שניות לפני שטיפה במים מזוקקים ומייבשים שוב על הפלטה החשמלית.
    הערה: יש לוודא שתהליך הקיבוע הכימי מתבצע תחת מכסה אדים. יש להחליף סכיני זכוכית מעת לעת כדי להבטיח חתכים חדים המאפשרים חתכים ללא קרעים או עיוותים.

4. הדמיה של דגימות

  1. הדמיה של קטעי עלים טריים
    1. הגדר את מיקרוסקופ האור המורכב עם התוכנה הנלווית בהתאם למדריך.
    2. הניחו את מגלשת הזכוכית על הבמה. התאם את העינית והצג את המקטע ב- 10x כדי לקבל סקירה, ולאחר מכן ביעדים של 20x ו- 40x.
    3. בכל מטרה, נווט בערוץ החי, התמקד בתחום העניין ואתר את תאי מעטפת הצרור סביב הווריד.
    4. לאחר ההתמקדות, לחץ על לחצן הקפא והוסף את קנה המידה על-ידי לחיצה על לחצן סרגל קנה המידה בכרטיסיה כלים. שמור את התמונה ב- . פורמט TIF לניתוח תמונות.
  2. הדמיה של חתכים שחדרו לשרף
    1. הגדר את מיקרוסקופ האור האוטומטי בקשר עם התוכנה הנלווית במחשב.
    2. טען את הערוץ השקוף והנח את השקופית על במת המיקרוסקופ. התמקד במקטע באמצעות הגדלה אובייקטיבית של 40x וכוונן את הבהירות כדי להבטיח שכל מבני התאים גלויים.
    3. הגדר את אזור המיקום של המקטע באמצעות פונקציית הנווט כדי לוודא שהמקטע כולו מצולם ולחץ על הלחצן תפר .
    4. לחץ על סיום ולאחר מכן על התחל כדי לאפשר למיקרוסקופ לצלם את המקטע כולו. פתח את תוכנת ניתוח התמונה ופתח את האריחים שצולמו במיקרוסקופ.
    5. באמצעות התכונה 'יישור', ודא שהאריחים אינם חופפים. לאחר יצירת התמונה, התאם את המיקום, הבהירות והסיבוב באמצעות הכרטיסייה התאמה.
    6. הדפס את קנה המידה על התמונה לפני השמירה ב- . פורמט TIF.
  3. מדידות אנטומיות באמצעות תוכנת ImageJ
    1. פתח את תוכנת ImageJ וטען את התמונה על ידי גרירתה לחלון.
    2. בעזרת הכלי קו, כיילו את קנה המידה באופן הבא: ציירו קו מעל סרגל קנה המידה, בחרו 'נתח' >'קבע קנה מידה', שנו את המרחק הידוע לאורך סרגל קנה המידה ושנו את יחידת האורך ליחידה הנכונה.
    3. מדוד את התכונה הפוטנציאלית על-ידי בחירה בכלי קו, ציור קו לרוחב אזור העניין והקשה על מקש M .
    4. למדידות שטח, בחרו בכלי בחירת מצולע וציירו מסביב לרקמה המעניינת. סיים בלחיצה על מקש M . המדידות מופיעות כחלון מוקפץ, שניתן להעתיק לגיליון אלקטרוני לצורך ניתוח נתונים נוסף.

תוצאות

איור 1A מראה את הכיוון הנכון לחיתוך העלה הן עבור חתך טרי והן עבור מיקרוסקופ אור. את השיטה לחיתוך מקטעים טריים באמצעות סכין גילוח חד-צדדי ויריעת שעווה דנטלית ניתן לראות באיור 1B. המקטעים המתקבלים מוצגים באיור 1C.

איור 2...

Discussion

במאמר זה נדון הן בשיטות הכמותיות והן בשיטות האיכותיות למדידת אנטומיה של עלים ובדרכים שבהן ניתן לייעל אותן. יתר על כן, המתודולוגיה מיושמת על מיני יבולים מייצגים כדי לקבוע אילו תכונות אנטומיות הן השימושיות ביותר בהבחנה בין חתכי C3 ו- C4 . הבנת תכונות אלה חיונית ככל שמינים היברידיים...

Disclosures

המחברים מצהירים כי אין ניגודי עניינים.

Acknowledgements

המחברים מודים לתוכנית H2020 של האיחוד האירופי (פרויקט GAIN4CROPS, GA מס' 862087). מרכז המצוינות AgroCropFuture Agroecology וגידולים חדשים באקלים עתידי ממומן על ידי משרד החינוך והמחקר, אסטוניה. ברצוננו להודות לפרופסור אוולין לויט-הארו על אספקת זרעים של T. aestivum ו-Z. mays, פאולה פלמט ו-Vaiko Vainola על עזרתם בהכנת חתכי עלים, ולז'ואאו פאולו דה סילבה סוזה על הסיוע בניתוח. כל התמונות התקבלו מיחידת המיקרוסקופ של האוניברסיטה האסטונית למדעי החיים תחת פרויקטים שונים.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Danger: Highly inflammable liquid and vapour.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Danger: Fatal if inhaled. Toxic if swallowed. Causes severe skin burns and eye damage. May cause respiratory irritation. Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Danger: Causes skin irritation. Causes severe eye irritation May cause respiratory irritation. May cause drowsiness or dizziness Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Danger: Fatal if swallowed, in contact with skin or if inhaled. Causes severe skin burns and eye damage Wear double protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4 . 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

References

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92 (2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478 (2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818 (2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618 (2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592 (2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485 (2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505 (2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14 (2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE209C4Triticum AestivumZea Mays

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved