Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Die Beurteilung der anatomischen Unterschiede zwischen den Blattquerschnitten von C3 undC 4 hilft dabei, die Effizienz der Photosynthese zu verstehen. In dieser Arbeit werden die freihändige und halbdünne Blattquerschnittspräparation und -untersuchung sowie die Vorbehalte bei der Präparation für die Kulturarten Triticum aestivum und Zea mays beschrieben.

Zusammenfassung

Die erhöhte Effizienz derC4-Photosynthese im Vergleich zumC3-Mechanismus ergibt sich aus ihrer Fähigkeit, CO2 in Bündelscheidenzellen zu konzentrieren. Die Wirksamkeit der C4-Photosynthese und die intrinsische Wassernutzungseffizienz stehen in direktem Zusammenhang mit dem Anteil von Mesophyll- und Bündelblattzellen, der Größe und Dichte der Bündelscheiden sowie der Größe, Dichte und Zellwanddicke der Bündelscheidenzellen. Eine schnelle mikroskopische Analyse dieser Merkmale kann mit der konventionellen Lichtmikroskopie an Freihand- und Halbdünnschnitten durchgeführt werden, die durch die Identifizierung und Untersuchung spezifischer Zelltypen wertvolle Informationen über die photosynthetische Effizienz in C4-Pflanzen liefert. Darüber hinaus werden Fehler in der Freihand- und Halbschliffvorbereitung aufgezeigt, die sich auf anatomische Messungen und Zelltypdiagnosen auswirken, sowie wie diese Fehler vermieden werden können. Dieser mikroskopische Ansatz bietet ein effizientes Mittel, um Einblicke in die photosynthetische Akklimatisierung an Umweltschwankungen zu gewinnen und hilft bei der schnellen Abschirmung von Nutzpflanzen für zukünftige Klimazonen.

Einleitung

Die Photosynthese ist ein grundlegender Prozess, bei dem Lichtenergie in chemische Energie umgewandelt wird und als Eckpfeiler der terrestrischen trophischen Netzwerke dient. Die meisten Pflanzen folgen demC3-Weg der Photosynthese, bei dem das primäre Photosyntheseprodukt die Drei-Kohlenstoff-Verbindung Glycerat 3-phosphat ist. Die C3-Photosynthese entwickelte sich vor über 2 Milliarden Jahren in der Atmosphäre, die reich an CO2 und arm an O21 ist. Das wichtige photosynthetische Enzym Ribulose-1,5-Bisphosphat-Carboxylase/Oxygenase (Rubisco), das sich unter diesen Bedingungen entwickelt hat, ist für diederzeitigen Bedingungen mit niedrigem CO2 -Gehalt suboptimal, da es kompetitiv mit O2 reagiert und die Photorespiration2 einleitet. Die Photorespiration ist ein verschwenderischer Weg, der Energie verbraucht, anstatt sie zu produzieren und CO2 als Nebenprodukt freizusetzen. Folglich ist es von entscheidender Bedeutung, eine hohe CO2 -Konzentration um Rubisco in den Chloroplasten aufrechtzuerhalten, um eine Sauerstoffversorgung zu verhindern 3,4. Aufgrund der Unfähigkeit von C3 -Pflanzen, CO2 zu konzentrieren, kommt es zu einem signifikanten CO2 -Abbau aus der Umgebungsluft zu den Chloroplasten, was die Photosynthese bremst und das Pflanzenwachstum und die Biomasseproduktion beeinträchtigt 2,5,6.

In C3-Pflanzen wird die Photosynthese durch den Eintritt von CO2 durch die Spaltöffnungen, seine Diffusion durch das Mesophyll und die biochemische Aktivität der photosynthetischen Enzyme begrenzt. Der Eintrag von CO2 wird zunächst durch die stomatäre Leitfähigkeit begrenzt, die durch Umgebungsbedingungen wie Lufttemperatur und Luftfeuchtigkeit gesteuert wird. Dann diffundiert CO2 durch die innere gasförmige und flüssige Phase des Blattes zu Rubisco7. In C3-Pflanzen finden alle Stadien der Photosynthese in den Chloroplasten der Mesophyllzellen statt, und die Pflanzen müssen einen konstanten Einstrom von CO2 aus der Atmosphäre in die Chloroplasten aufrechterhalten. Die Abhängigkeit der CO2 -Verfügbarkeit in Chloroplasten von der Offenheit der Stomata, der Mesophyllarchitektur und den individuellen Zell- und Chloroplasteneigenschaften macht Pflanzen anfällig für Umwelteinflüsse, die sich schließlich auf die Photosynthese auswirken, wie z. B. geringe Wasserverfügbarkeit und hohe Temperaturen 7,8,9,10, was insbesondere ihre Anfälligkeit für den Klimawandel unterstreicht11.

Angesichts der Herausforderungen, die sich aus der Ineffizienz desC3-Signalwegs ergeben, sowie der Einschränkungen bei der Aufrechterhaltung eines optimalen CO2 -Gehalts und der Anfälligkeit für Umweltfaktoren hat sich bei bestimmten Pflanzen ein anderer Weg, derC4-Photosyntheseweg, entwickelt. Charakteristisch für C4-Pflanzen sind zwei räumlich getrennte biochemische Wege; Die anfängliche CO2 -Fixierung erfolgt in Mesophyllzellen durch Phosphoenolpyruvat-Carboxylase, die eine höhere Affinität zu CO2 als Rubisco aufweist und auch keine Oxygenierungsaktivität aufweist. Das gebildete C4 -Produkt wird weiter zu den Bündelscheidenzellen transportiert, wo es decarboxyliert wird, und CO2 wird durch Rubisco (C3 Photosynthese) wieder freigesetzt und fixiert12,13,14. Die größere Affinität der PEP-Carboxylase zu CO2 und die dicken Zellwände der Bündelscheidenzellen ermöglichen eine CO2 -Konzentration in den Bündelscheidenzellen, und somit minimieren C4 -Pflanzen die Photorespiration durch räumliche Segregation der CO2 -Fixierung und des Calvin-Zyklus. Die Einführung des C 4-Signalwegs zeigt die adaptive Reaktion der Natur auf Umwelteinflüsse und bietet Einblicke in mögliche Strategien zur Verbesserung der Produktivität und Widerstandsfähigkeit von Nutzpflanzen bei sich ändernden Klimabedingungen15.

Die spezialisierte Anatomie der Blattstruktur bei C4-Pflanzen ist gekennzeichnet durch Adern, die von vergrößerten Gefäßbündelscheidenzellen umgeben sind, die Chloroplasten enthalten, und durch eine radiale Anordnung von Mesophyllzellen in einem äußeren Ring, der sich um die Bündelscheidenzellen herum bildet. Die Mesophyllzellen befinden sich in unmittelbarer Nähe zu den Bündelscheidenzellen, was einen schnellen und kontinuierlichen Transport von Metaboliten zwischen den beiden Zelltypen ermöglicht. Die Anordnung dieser Zelle ist typisch für C4-Pflanzen und wird als Kranz-Anatomie16 bezeichnet. Bei C 3-Spezies kann die Spezialisierung und Disposition der Mesophyllzellen variieren, aber die Bündelscheidenzellen sind deutlich kleiner und haben wenige oder gar keine Chloroplasten. Die spezifische Anatomie von Kranz ermöglicht die Konzentration von CO2 in Chloroplasten in Bündelscheidenzellen, in denen sich das C 3-carboxylierende Enzym Rubisco befindet, wodurch die Photorespiration wirksam behindertwird 4,17,18. Trotz seiner scheinbar komplexen Anordnung sind diese Veränderungen in der Evolution der Angiospermen mehrfach unabhängig voneinander aufgetreten, was darauf hindeutet, dass es sich um einen relativ praktikablen Evolutionsweg handelt 19,20,21, und es wurde gezeigt, dass sich verschiedene Taxa in einem Zwischenstadium zwischen demC3- und dem C4-Kohlenstoffstoffwechsel befinden, der alsC3-C4 oderC2 bezeichnet wird. mit der Fähigkeit, CO2 2 22,23,24,25 zu konzentrieren und wieder aufzunehmen.

Viele C4-Pflanzen sind Pflanzen mit hoher wirtschaftlicher Bedeutung, und die gentechnische Veränderung von C3-Pflanzen, wie z. B. Reis, zur Verbesserung ihrer Klimaresilienz und zur Sicherung des Ertrags war in den letzten Jahrzehnten ein Thema von Interesse26,27. Die technischen Bemühungen erfordern jedoch ein detailliertes Verständnis derC4-spezialisierten Anatomie und wie sie die Photosynthese steuert 2,28.

Die Etablierung der C4 Kranz-Anatomie ist eine Voraussetzung, um das ehrgeizige Ziel zu erreichen, die C4-Photosynthese in C3-Pflanzen zu entwickeln25. Das derzeitige Verständnis der Regulation der Kranz-Anatomie und der Methoden zum schnellen Screening ihrer wichtigsten anatomischen Merkmale ist jedoch begrenzt, was die Identifizierung von Hybridarten erschwert. Frühere Studien haben gezeigt, dass zu den wichtigsten Merkmalen, die die photosynthetische Effizienz in C3- und C4-Pflanzen regulieren, der Venenabstand, der Durchmesser des Bündelscheidenkomplexes und die Größe der Bündelscheidenzellen gehören14,29. Diese Merkmale können leicht mit Freihandschnitten gescreent und mit halbdünnen Schnitten quantitativ analysiert werden. Im Folgenden wird die Methode zur Beurteilung der Merkmale beschrieben, die eine anatomische Differenzierungsdiagnostik von C3 undC 4 mittels Freihandkreuz- und Lichtmikroskopie ermöglichen, nämlich der Fläche der Bündelscheide, des intervenalen Abstands und der Venenfrequenz.

Protokoll

1. Bedingungen für das Pflanzenwachstum

  1. Weizen (Triticum aestivum L. Var. Winterweizen, "Fredis") und Mais (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") als repräsentative C3 bzw. C4 Pflanzen auswählen. Züchten Sie beide Pflanzenarten in einer umweltkontrollierten Wachstumskammer aus Samen.
  2. Halten Sie die relative Luftfeuchtigkeit bei 55 % und die Lufttemperatur bei 25 °C/18 °C (Tag/Nacht) mit einer Lichtperiode von 12 Stunden. Halten Sie die photosynthetische Photonenflussdichte (Q) an der Pflanzenoberfläche bei 1200 μmol/m2/s, um ihre natürlichen Wachstumsbedingungen darzustellen. Ziehe alle Pflanzen bei einer CO2 -Konzentration von 400 μmol/mol an.
  3. Gießen Sie die Pflanzen jeden 2. Tag mit destilliertem Wasser und düngen Sie 10 Tage nach dem Auflaufen des Sämlings mit Hoaglands Lösung. Ziehen Sie die Pflanzen 60 Tage lang unter den gegebenen Bedingungen an und verwenden Sie vollständig ausgebreitete Blätter für mikroskopische Analysen.

2. Vorbereitung und Sichtung von Freihandsektionen

  1. Wählen Sie von jeder Pflanze 3 reife, nicht seneszente Blätter aus und bewahren Sie sie in destilliertem Wasser auf. Führen Sie mit einer neuen einseitigen Rasierklinge einen Nivellierschnitt durch, um einen rechten Winkel mit der Blattoberfläche zu bilden, um sicherzustellen, dass es sich bei den Abschnitten um Querschnitte handelt, die senkrecht zur Blattoberfläche stehen.
  2. Legen Sie die Blattprobe auf eine Glasplatte auf ein Stück Zahnwachs, um die Probe zu stabilisieren und ein Verrutschen zu vermeiden. Schneiden Sie, indem Sie die Klinge gerade nach unten auf das Blattexemplar bewegen, um sauber durch die Zellen zu schneiden. Bewahren Sie die Querschnitte in destilliertem Wasser auf.
  3. Montieren Sie die Proben auf einem Objektträger, indem Sie sie auf einen Wassertropfen legen und mit einem Glasdeckglas abdecken, um sie mikroskopisch zu betrachten und abzubilden. Vermeiden Sie das Einfangen von Luftblasen.
  4. Betrachten Sie den Objektträger unter einem Compoundlichtmikroskop mit 10- und 20-facher Vergrößerung. Speichern Sie Bilder gemäß der Softwareanleitung zusammen mit dem entsprechenden Maßstab.

3. Vorbereitung von halbdünnen Schnitten

  1. Aus den Zwischenrippenbereichen entlang der Mittelrippe aus Blättern von Z. mays und T. aestivum auf einer Glasplatte wie in Schritt 2.2 Abschnitte von ca. 3 mm x 5 mm Größe aus Blättern von Z. mays und T. aestivum schneiden. Achten Sie darauf, dass die Länge des Schnittabschnitts entlang der Maserung des Blattes verläuft.
  2. Geben Sie das Pflanzenmaterial in eine Spritze mit 1 mL Fixierpuffer (4 % Glutaraldehyd in 0,1 M Phosphatpuffer, pH = 6,9, Tabelle 1).
  3. Halten Sie die Spritze senkrecht, entfernen Sie die Luft und pumpen Sie die Spritze mit einem Finger auf die Spitze, um ein Vakuum zu erzeugen. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die Proben am Boden der Spritze liegen, was auf eine erfolgreiche Infiltration hinweist.
  4. Füllen Sie den Inhalt der Spritze in ein beschriftetes Glasfläschchen um und lagern Sie ihn 48 Stunden lang bei 4 °C, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren (Tabelle 2).
  5. Entfernen Sie bei jedem Fläschchen vorsichtig das Fixiermittel mit einer Pipette und fügen Sie den Phosphatpuffer hinzu, bis die Probe bedeckt ist. 30 Min. ziehen lassen. Wiederholen Sie diesen Schritt 3x.
  6. Entfernen Sie den Phosphatpuffer mit einer Pipette und fügen Sie das Osmiumtetroxid (VORSICHT) hinzu, bis die Probe bedeckt ist. Proben und andere organische Stoffe werden schwarz. Verwenden Sie Doppelhandschuhe. 1 Stunde ruhen lassen.
  7. Entfernen Sie die vorherige Lösung mit einer Pipette und bedecken Sie die Proben mit destilliertem Wasser. 30 Minuten einwirken lassen Wiederholen Sie diesen Schritt 3x und verwenden Sie Doppelhandschuhe.
  8. Entfernen Sie die vorherige Lösung mit einer Pipette und bedecken Sie die Proben mit der 50/50 destillierten Wasser-Ethanol-Lösung. 30 Min. ziehen lassen. Wiederholen Sie diesen Schritt mit destillierten Wasser-Ethanol-Lösungen der folgenden Reihen: 30/70, 20/80, 10/90 und 2x bei 100 % Ethanol. Proben in einer dieser Lösungen können über Nacht bei 4 °C belassen werden.
  9. Entfernen Sie die vorherige Lösung mit einer Pipette und bedecken Sie die Proben mit 1/3 Harz-Ethanol-Lösung. Die Proben auf eine Mischplatte geben und 2 h ziehen lassen. Wiederholen Sie diesen Schritt mit Harz-Ethanol-Lösungen der folgenden Reihen: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 und 2x bei 100 % Harz. Proben in einer dieser Lösungen können über Nacht bei 4 °C belassen werden.
  10. Decken Sie die Kavitäten einer flachen Einbettungsform (16 Kavitäten, Kavitätenmaße: 14 L x 4,8 B x 3 T (mm)) mit 100% Harz ab und platzieren Sie die Proben an einem Ende der Kavität. Bereiten Sie für jede Probe mit Bleistift geschriebene Papieretiketten vor und platzieren Sie sie am anderen Ende des Hohlraums.
  11. Füllen Sie alle Kavitäten vollständig mit 100 % Harz und richten Sie die Proben und Etiketten aus, wenn sie sich bewegt haben. Decken Sie die Form mit Einbettfolie ab und polymerisieren Sie sie in einem Ofen gemäß den Produktrichtlinien für Acrylharz.
  12. Legen Sie den polymerisierten Block mit der Probe in den Probenhalter des Ultramikrotoms. Schneiden Sie den Block mit einem rauen Glasmesser ab, bis das Gewebe sichtbar wird und überschüssiges Harz entfernt wird.
  13. Schneiden Sie halbdünne Schnitte quer (1 μm) mit einem Glas- oder Diamantmesser. Sammeln Sie die Abschnitte mit einer Impfschlaufe aus Metall von der Wasseroberfläche und legen Sie sie auf einen Objektträger. Trocknen Sie den Objektträger auf einer heißen Platte (60 °C), um die Abschnitte auf dem Glas zu befestigen.
  14. Die fixierten Abschnitte 5 s lang mit Toluidinblau (1%ige wässrige Lösung) einfärben, dann mit destilliertem Wasser abspülen und auf der Heizplatte erneut trocknen.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der chemische Fixierungsprozess unter einem Abzug durchgeführt wird. Die Glasmesser sollten regelmäßig ausgetauscht werden, um scharfe Schnitte zu gewährleisten, die Schnitte ohne Risse oder Verformungen ermöglichen.

4. Bildgebung der Proben

  1. Bildgebung von frischen Blattschnitten
    1. Richten Sie das Compoundlichtmikroskop mit der zugehörigen Software gemäß Handbuch ein.
    2. Lege den Objektträger auf die Bühne. Stellen Sie das Okular ein und betrachten Sie den Ausschnitt bei 10x, um einen Überblick zu erhalten, dann bei 20x- und 40x-Objektiven.
    3. Navigieren Sie bei jedem Ziel durch den Live-Kanal, konzentrieren Sie sich auf den interessierenden Bereich und lokalisieren Sie die Bündelscheidenzellen um die Vene.
    4. Sobald Sie fokussiert sind, klicken Sie auf die Schaltfläche Einfrieren und fügen Sie die Skala hinzu, indem Sie auf der Registerkarte Werkzeuge auf die Schaltfläche Maßstabsleiste klicken. Speichern Sie das Bild in . TIF-Format für die Bildanalyse.
  2. Bildgebung von harzinfiltrierten Abschnitten
    1. Richten Sie das automatisierte Lichtmikroskop in Verbindung mit der dazugehörigen Software auf dem Computer ein.
    2. Laden Sie den transparenten Kanal und legen Sie den Objektträger auf den Mikroskoptisch. Fokussieren Sie sich mit einer 40-fachen Objektivvergrößerung auf den Ausschnitt und passen Sie die Helligkeit so an, dass alle Zellstrukturen sichtbar sind.
    3. Legen Sie den Positionsbereich des Schnitts mit der Navigatorfunktion fest, um sicherzustellen, dass der gesamte Schnitt abgebildet wird, und klicken Sie auf die Schaltfläche Heften .
    4. Klicken Sie auf Fertig und dann auf Start , damit das Mikroskop den gesamten Schnitt abbilden kann. Öffnen Sie die Bildanalysesoftware und öffnen Sie die Kacheln, die vom Mikroskop aufgenommen wurden.
    5. Stellen Sie mithilfe der Funktion Ausrichten sicher, dass sich die Kacheln nicht überlappen. Passen Sie nach dem Generieren des Bildes die Positionierung, Helligkeit und Drehung auf der Registerkarte Anpassen an.
    6. Drucken Sie die Skala auf das Bild, bevor Sie sie in speichern. TIF-Format.
  3. Anatomische Messungen mit der ImageJ-Software
    1. Öffnen Sie die ImageJ-Software und laden Sie das Bild, indem Sie es in das Fenster ziehen.
    2. Kalibrieren Sie den Maßstab mit dem Linienwerkzeug wie folgt: Zeichnen Sie eine Linie über die Maßstabsleiste, wählen Sie "Analysieren" > "Maßstab festlegen", ändern Sie den bekannten Abstand in die Länge der Maßstabsleiste und ändern Sie die Längeneinheit in die richtige Einheit.
    3. Messen Sie die prospektive Eigenschaft, indem Sie das Linienwerkzeug auswählen, eine Linie über den Interessenbereich zeichnen und die Taste M drücken.
    4. Wählen Sie für Flächenmessungen das Polygonauswahlwerkzeug aus, und zeichnen Sie um das gewünschte Gewebe herum. Schließen Sie ab, indem Sie die Taste M drücken. Die Messungen werden als Popup-Fenster angezeigt, das zur weiteren Datenanalyse in eine Tabelle kopiert werden kann.

Ergebnisse

Abbildung 1A zeigt die korrekte Ausrichtung für das Schneiden des Blattes sowohl für das frische Schneiden als auch für die Lichtmikroskopie. Das Verfahren zum Schneiden frischer Schnitte mit einem einseitigen Rasiermesser und einem Zahnwachsblatt ist in Abbildung 1B zu sehen. Die daraus resultierenden Schnitte sind in Abbildung 1C dargestellt.

Abbildung 2 zeigt Freihandsc...

Diskussion

In diesem Artikel diskutieren wir sowohl die quantitativen als auch qualitativen Methoden zur Messung der Blattanatomie und Möglichkeiten, wie sie optimiert werden können. Darüber hinaus wird die Methodik auf repräsentative Kulturpflanzenarten angewendet, um zu bestimmen, welche anatomischen Merkmale für die Unterscheidung zwischenC3 - undC4-Querschnitten am nützlichsten sind. Das Verständnis dieser Merkmale ist von entscheidender Bedeutung, da Hybridarten, die alsC2-Photosynthese ...

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Die Autoren erkennen das H2020-Programm der Europäischen Union an (Projekt GAIN4CROPS, GA Nr. 862087). Das Kompetenzzentrum AgroCropFuture Agrarökologie und neue Kulturpflanzen in zukünftigen Klimazonen wird vom estnischen Ministerium für Bildung und Forschung finanziert. Wir danken Professor Evelin Loit-Harro für die Bereitstellung von Samen von T. aestivum und Z. mays, Paula Palmet und Vaiko Vainola für ihre Unterstützung bei der Erstellung von Blattquerschnitten und João Paulo de Silva Souza für die Unterstützung bei der Analyse. Alle Bilder wurden von der Mikroskopie-Abteilung der Estnischen Universität für Biowissenschaften im Rahmen verschiedener Projekte gewonnen.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Danger: Highly inflammable liquid and vapour.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Danger: Fatal if inhaled. Toxic if swallowed. Causes severe skin burns and eye damage. May cause respiratory irritation. Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Danger: Causes skin irritation. Causes severe eye irritation May cause respiratory irritation. May cause drowsiness or dizziness Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Danger: Fatal if swallowed, in contact with skin or if inhaled. Causes severe skin burns and eye damage Wear double protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4 . 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

Referenzen

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92 (2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478 (2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818 (2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618 (2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592 (2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485 (2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505 (2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14 (2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

Diesen Monat in JoVEAusgabe 209C4Triticum AestivumZea MaysB ndelscheideMesophyllZellanatomieZellwandMikroskopieFreihandschnitteHalbd nnschnittePhotosyntheseeffizienzWassernutzungseffizienz

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten