Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

C3 veC4 yaprak kesitleri arasındaki anatomik farklılıkların değerlendirilmesi, fotosentez verimliliğinin anlaşılmasına yardımcı olur. Bu makale, Triticum aestivum ve Zea mays mahsul türleri için hazırlıktaki uyarılarla birlikte serbest el ve yarı ince yaprak kesitlerinin hazırlanması ve incelenmesini açıklamaktadır.

Özet

C4 fotosentezinin C3 mekanizmasına kıyasla artan verimliliği, CO2'yi demet kılıf hücrelerinde konsantre etme yeteneğinden kaynaklanmaktadır. C4 fotosentezinin etkinliği ve içsel su kullanım verimliliği, mezofil ve demet yaprak hücrelerinin payı, demet kılıflarının boyutu ve yoğunluğu ve demet kılıf hücrelerinin boyutu, yoğunluğu ve hücre duvarı kalınlığı ile doğrudan bağlantılıdır. Bu özelliklerin hızlı mikroskobik analizi, geleneksel ışık mikroskobu kullanılarak serbest el ve yarı ince kesitler üzerinde gerçekleştirilebilir ve belirli hücre tiplerinin tanımlanması ve incelenmesi yoluylaC4 mahsullerinde fotosentetik verimlilik hakkında değerli bilgiler sağlar. Ek olarak, anatomik ölçümleri ve hücre tipi teşhislerini etkileyen serbest el ve yarı ince kesit hazırlama hatalarının yanı sıra bu hataların nasıl önleneceği de gösterilmektedir. Bu mikroskobik yaklaşım, çevresel varyasyona fotosentetik adaptasyon hakkında bilgi toplamak için etkili bir yol sunar ve gelecekteki iklimler için mahsullerin hızlı bir şekilde taranmasına yardımcı olur.

Giriş

Fotosentez, ışık enerjisinin kimyasal enerjiye dönüştürüldüğü ve karasal trofik ağların temel taşı olarak hizmet eden temel bir süreçtir. Bitkilerin çoğu, birincil fotosentetik ürünün üç karbonlu bileşik gliserat 3-fosfat olduğuC3 fotosentez yolunu takip eder. C3 fotosentezi, 2 milyar yıldan fazla bir süre önce, CO2'de bol veO21'de düşük olan atmosferde gelişti. Bu koşullar altında gelişen anahtar fotosentetik enzim ribuloz 1,5 bifosfat karboksilaz/oksijenaz (Rubisco), O2 ile rekabetçi bir şekilde reaksiyona girerek fotorespirasyon2'yi başlattığı için mevcut düşük CO2 yüksek O2 koşulları için yetersizdir. Fotorespirasyon, enerjiyi üretmek yerine tüketen ve yan ürün olarak CO2 salan savurgan bir yoldur. Sonuç olarak, oksijenasyonu önlemek için kloroplastlarda Rubisco çevresinde yüksek CO2 konsantrasyonunun korunması çok önemlidir 3,4. C3 bitkilerinin CO2'yi konsantre edememesi nedeniyle, ortam havasından kloroplastlara önemli bir CO2 düşüşü olur, bu da fotosentezi engeller ve bitki büyümesini ve biyokütle üretimini etkiler 2,5,6.

C3 bitkilerinde fotosentez, CO2'nin stoma yoluyla girişi, mezofil yoluyla difüzyonu ve fotosentetik enzimlerin biyokimyasal aktivitesi ile sınırlıdır. CO2'nin girişi ilk olarak hava sıcaklığı ve nem gibi çevresel koşullar tarafından kontrol edilen stoma iletkenliği ile sınırlıdır. Daha sonra CO2 yaprağın iç gaz ve sıvı fazından Rubisco7'ye yayılır. C3 bitkilerinde, fotosentezin tüm aşamaları mezofil hücrelerinin kloroplastlarında meydana gelir ve bitkilerin atmosferden kloroplastlara sürekli bir CO2 akışı sağlaması gerekir. Kloroplastlardaki CO2 mevcudiyetinin stoma açıklığına, mezofil mimarisine ve bireysel hücre ve kloroplast özelliklerine bağımlılığı, bitkileri düşük su mevcudiyeti ve yüksek sıcaklıklar 7,8,9,10 gibi sonunda fotosentezi etkileyen çevresel kısıtlamalara karşı hassas hale getirir ve özellikle iklim değişikliği koşullarına karşı savunmasızlıklarını vurgular11.

C3 yolunun verimsizliklerinin ortaya çıkardığı zorlukların yanı sıra optimal CO2 seviyelerinin korunmasındaki sınırlamalar ve çevresel faktörlere duyarlılık göz önüne alındığında, bazı bitkilerde başka bir yol olanC4 fotosentez yolu gelişmiştir. Karakteristik olarak,C4 bitkilerinin mekansal olarak ayrılmış iki biyokimyasal yolu vardır; ilk CO2 fiksasyonu, mezofil hücrelerinde, CO2 için Rubisco'dan daha yüksek bir afiniteye sahip olan ve aynı zamanda oksijenasyon aktivitesinden yoksun olan fosfoenolpiruvat karboksilaz ile meydana gelir. OluşanC4 ürünü ayrıca dekarboksilatlandığı demet kılıf hücrelerine taşınır ve CO2 tekrar salınır ve Rubisco (C3 fotosentezi) ile sabitlenir12,13,14. PEP karboksilazın CO2'ye ve demet kılıf hücrelerinin kalın hücre duvarlarına daha fazla afinitesi, demet kılıf hücrelerinde CO2 konsantrasyonuna izin verir ve bu nedenle,C4 bitkileri, CO2 fiksasyonunu ve Calvin döngüsünü uzamsal olarak ayırarak fotorespirasyonu en aza indirir. C4 yolunun benimsenmesi, doğanın çevresel kısıtlamalara uyarlanabilir tepkisini sergileyerek, değişen iklim koşullarında mahsul verimliliğini ve direncini artırmak için potansiyel stratejiler hakkında içgörüler sunar15.

C4 bitkilerindeki yaprak yapısının özel anatomisi, kloroplast içeren genişlemiş vasküler demet kılıf hücreleri ile çevrili damarlar ve demet kılıf hücreleri etrafında bir dış halka deseninde mezofil hücrelerinin radyal bir düzenlemesi ile karakterize edilir. Özofil hücreleri, iki hücre tipi arasında metabolitlerin hızlı ve sürekli bir şekilde taşınmasını sağlayan demet kılıf hücrelerine yakındır. Bu hücrenin düzeniC4 bitkileri için tipiktir ve Kranz anatomisi16 olarak adlandırılır. C3 türlerinde, mezofil hücresi uzmanlaşması ve eğilimi değişebilir, ancak demet kılıf hücreleri belirgin şekilde daha küçüktür ve birkaç kloroplast içerir veya hiç kloroplast içermez. Spesifik Kranz anatomisi, C 3-karboksilatlayıcı enzim Rubisco'nun bulunduğu demet kılıf hücrelerindeki kloroplastlarda CO2'nin konsantre edilmesine izin verir ve fotorespirasyonu etkili bir şekilde engeller 4,17,18. Görünüşte karmaşık düzenlemesine rağmen, bu değişiklikler kapalı tohumluların evriminde bağımsız olarak birçok kez meydana gelmiştir, bu da bunun nispeten uygulanabilir bir evrimsel yol olduğunu gösterir 19,20,21 ve çeşitli taksonlarınC3-C 4 veya C2 olarak adlandırılan C3 ve C4 karbon metabolizması arasında bir ara aşamada olduğu gösterilmiştir. CO2 22,23,24,25'i konsantre etme ve yeniden özümseme yeteneklerine sahip olmak.

BirçokC4 bitkisi, yüksek ekonomik öneme sahip ürünlerdir ve iklim direncini artırmak ve verimi güvence altına almak için pirinç gibiC3 bitkilerinin genetik mühendisliği, son on yılda ilgi konusu olmuştur26,27. Bununla birlikte, mühendislik çabaları,C4 özel anatomisinin ve fotosentezi nasıl kontrol ettiğinin ayrıntılı bir şekilde anlaşılmasını gerektirir 2,28.

C4 Kranz anatomisini oluşturmak, C4 fotosentezini C3 ekinlerine25 mühendislik gibi iddialı bir hedefe ulaşmak için bir ön koşuldur. Bununla birlikte, Kranz anatomisinin düzenlenmesi ve temel anatomik özelliklerinin hızlı bir şekilde taranması için kullanılan yöntemlere ilişkin mevcut anlayış sınırlıdır ve bu da melez türlerin tanımlanmasını zorlaştırmaktadır. Önceki çalışmalar,C3 veC4 bitkilerinde fotosentetik verimliliği düzenleyen temel özelliklerin damarlar arası mesafeyi, demet kılıf kompleksinin çapını ve demet kılıf hücrelerinin boyutunuiçerdiğini göstermiştir 14,29. Bu özellikler, serbest el kesitleri kullanılarak kolayca taranabilir ve yarı ince kesitler kullanılarak kantitatif olarak analiz edilebilir. Burada, serbest el çapraz ve ışık mikroskobu yoluylaC3 veC4 anatomik farklılaşma teşhisine izin veren özellikleri, yani demet kılıf alanı, damarlar arası mesafe ve damar frekansını değerlendirme yöntemini açıklıyoruz.

Protokol

1. Bitki büyüme koşulları

  1. SırasıylaC3 ve C4bitkilerini temsili olarak buğday (Triticum aestivum L. Var. Kış Buğdayı, "Fredis") ve mısırı (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") seçin. Her iki bitki türünü de tohumlardan çevre kontrollü bir büyüme odasında büyütün.
  2. 55 saatlik ışık periyodu ile 25 °C/18 °C (gündüz/gece) hava sıcaklığı ile bağıl nemi %12'te tutun. Doğal yetiştirme koşullarını temsil etmek için bitki yüzeyindeki fotosentetik foton akı yoğunluğunu (Q) 1200 μmol/m2/s'de tutun. Tüm bitkileri 400 μmol/mol ortam CO2 konsantrasyonunda yetiştirin.
  3. Bitkileri her2 günde bir damıtılmış su ile sulayın ve fide çıktıktan 10 gün sonra Hoagland solüsyonu ile gübreleyin. Bitkileri 60 gün boyunca verilen koşullarda büyütün ve mikroskobik analizler için tamamen genişlemiş yapraklar kullanın.

2. Serbest el bölümlerinin hazırlanması ve görüntülenmesi

  1. Her bitkiden 3 olgun yaşlanmayan yaprak seçin ve bunları damıtılmış suda tutun. Yeni bir tek taraflı tıraş bıçağı kullanarak, bölümlerin yaprak yüzeyine dik olarak yapılmış enine kesitler olduğundan emin olmak için yaprak yüzeyi ile dik bir açı oluşturmak için bir tesviye kesimi yapın.
  2. Numuneyi stabilize etmek ve kaymayı önlemek için yaprak numunesini bir parça diş mumu üzerindeki cam bir plakaya yerleştirin. Hücreleri temiz bir şekilde kesmek için bıçağı yaprak numunesi üzerinde düz bir şekilde aşağı hareket ettirerek kesin. Kesitleri damıtılmış suda tutun.
  3. Numuneleri bir su damlası üzerine yerleştirerek ve mikroskobik görüntüleme ve görüntüleme için bir cam lamel ile kaplayarak bir cam slayt üzerine monte edin. Hava kabarcıklarını hapsetmekten kaçının.
  4. Slaytı bileşik ışık mikroskobu altında 10x ve 20x büyütmede görüntüleyin. Görüntüleri, ilgili ölçekle birlikte yazılım kılavuzuna göre kaydedin.

3. Yarı ince kesitlerin hazırlanması

  1. Adım 2.2'deki gibi bir cam plaka üzerinde hem Z. mays hem de T. aestivum'dan elde edilen yapraklardan orta kaburga ile birlikte interkostal alanlardan yaklaşık 3 mm x 5 mm boyutlarında kesitler kesin. Kesilen bölümün uzunluğunun yaprağın tanesi boyunca uzandığından emin olun.
  2. Bitki materyalini 1 mL fiksasyon tamponu olan bir şırıngaya yerleştirin (0.1 M fosfat tamponunda% 4 glutarik aldehit, pH = 6.9, Tablo 1).
  3. Şırıngayı dikey olarak tutun, havayı çıkarın ve ucunda bir parmağınızı tutarak, bir vakum oluşturmak için şırıngayı pompalayın. Numuneler şırınganın dibine gelene kadar tekrarlayın, bu da başarılı bir sızma olduğunu gösterir.
  4. Şırınganın içeriğini etiketli bir cam şişeye aktarın ve bir sonraki adımdan önce 4 ° C'de 48 saat saklayın (Tablo 2).
  5. Her flakon için, sabitleyiciyi bir pipetle nazikçe çıkarın ve numune kaplanana kadar fosfat tamponunu ekleyin. 30 dakika bekletin. Bu adımı 3 kez tekrarlayın.
  6. Fosfat tamponunu bir pipetle çıkarın ve numune kaplanana kadar osmiyum tetroksit (DİKKAT) ekleyin. Numuneler ve diğer organik maddeler siyaha dönecektir. Çift eldiven kullanın. 1 saat bekletin.
  7. Önceki çözeltiyi bir pipetle çıkarın ve numuneleri damıtılmış suyla örtün. 30 dakika bekletin: Bu adımı 3 kez tekrarlayın ve çift eldiven kullanın.
  8. Önceki çözeltiyi bir pipetle çıkarın ve numuneleri 50/50 damıtılmış su-etanol çözeltisi ile örtün. 30 dakika bekletin. Bu adımı aşağıdaki seride damıtılmış su-etanol çözeltileri ile tekrarlayın: 30/70, 20/80, 10/90 ve 2x %100 etanolde. Bu çözeltilerden herhangi birindeki numuneler gece boyunca 4 °C'de bırakılabilir.
  9. Önceki çözeltiyi bir pipetle çıkarın ve numuneleri 1/3 reçine-etanol çözeltisi ile örtün. Numuneleri bir mikser plakasına koyun ve 2 saat bekletin. Bu adımı aşağıdaki serideki reçine-etanol çözeltileri ile tekrarlayın: %100 reçinede 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 ve 2x. Bu çözeltilerden herhangi birindeki numuneler gece boyunca 4 °C'de bırakılabilir.
  10. Düz bir gömme kalıbının boşluklarını (16 boşluk, boşluk boyutları: 14 U x 4,8 G x 3 D (mm)) %100 reçine ile örtün ve numuneleri boşluğun bir ucuna yerleştirin. Her numune için kurşun kalemle yazılmış kağıt etiketler hazırlayın ve bunları boşluğun diğer ucuna yerleştirin.
  11. Tüm boşlukları tamamen %100 reçine ile doldurun ve hareket etmişlerse numuneleri ve etiketleri düzeltin. Kalıbı gömme film ile örtün ve akrilik reçine ürün yönergelerine göre bir fırında polimerize edin.
  12. Polimerize bloğu, numune ile ultramikrotomun numune tutucusuna yerleştirin. Doku görünür hale gelene ve fazla reçine elimine edilene kadar sert bir cam bıçak kullanarak bloğu kesin.
  13. Bir cam veya elmas bıçak kullanarak yarı ince kesitleri enine (1 μm) kesin. Su yüzeyinden metal bir aşılama halkası kullanarak bölümleri toplayın ve bunları bir cam slayt üzerine yerleştirin. Bölümleri cama sabitlemek için sürgüyü sıcak bir plaka (60 °C) üzerinde kurutun.
  14. Damıtılmış su ile durulamadan ve sıcak plaka üzerinde tekrar kurutmadan önce sabit bölümleri 5 saniye boyunca toluidin mavisi (% 1 sulu çözelti) ile boyayın.
    NOT: Kimyasal sabitleme işleminin çeker ocak altında yapıldığından emin olun. Yırtılma veya bozulma olmayan bölümlere izin veren keskin kesimler sağlamak için cam bıçaklar periyodik olarak değiştirilmelidir.

4. Numunelerin görüntülenmesi

  1. Taze yaprak kesitlerinin görüntülenmesi
    1. Bileşik ışık mikroskobunu, beraberindeki yazılımla birlikte verilen kılavuza göre kurun.
    2. Cam slaytı sahneye yerleştirin. Göz merceğini ayarlayın ve genel bir bakış elde etmek için bölümü 10x'te, ardından 20x ve 40x objektiflerde görüntüleyin.
    3. Her hedefte, Canlı kanalda gezinin, ilgi alanına odaklanın ve damarın etrafındaki demet kılıf hücrelerini bulun.
    4. Odaklandıktan sonra, Dondur düğmesine tıklayın ve Araçlar sekmesindeki Ölçek Çubuğu düğmesine basarak ölçeği ekleyin. Görüntüyü içine kaydedin. Görüntü analizi için TIF formatı.
  2. Reçine ile sızan bölümlerin görüntülenmesi
    1. Otomatik ışık mikroskobunu, bilgisayardaki eşlik eden yazılımla bağlantılı olarak ayarlayın.
    2. Şeffaf kanalı yükleyin ve slaytı mikroskop tablasına yerleştirin. 40x objektif büyütme kullanarak bölüme odaklanın ve tüm hücre yapılarının görünür olduğundan emin olmak için parlaklığı ayarlayın.
    3. Tüm bölümün görüntülendiğinden emin olmak için gezgin işlevini kullanarak bölümün konum alanını ayarlayın ve Birleştir düğmesine tıklayın.
    4. Mikroskobun tüm bölümü görüntülemesine izin vermek için Bitti'ye ve ardından Başlat'a tıklayın. Görüntü analiz yazılımını açın ve mikroskop tarafından çekilen karoları açın.
    5. Hizala özelliğini kullanarak döşemelerin üst üste gelmediğinden emin olun. Görüntüyü oluşturduktan sonra, Ayarla sekmesini kullanarak konumlandırmayı, parlaklığı ve dönüşü ayarlayın.
    6. 'a kaydetmeden önce ölçeği görüntünün üzerine yazdırın. TIF formatı.
  3. ImageJ yazılımını kullanarak anatomik ölçümler
    1. ImageJ yazılımını açın ve görüntüyü pencereye sürükleyerek yükleyin.
    2. Çizgi aracını kullanarak ölçeği aşağıdaki gibi kalibre edin: Ölçek çubuğunun üzerine bir çizgi çizin, Ölçeği Analiz Et > Ayarla'yı seçin, ölçek çubuğunun uzunluğuna olan bilinen mesafeyi değiştirin ve uzunluk birimini doğru birimle değiştirin.
    3. Çizgi Aracını seçerek, ilgi alanı boyunca bir çizgi çizerek ve M tuşuna basarak olası özelliği ölçün.
    4. Alan ölçümleri için Poligon Seçim Aracı'nı seçin ve ilgilenilen dokunun etrafını çizin. M tuşuna basarak sonlandırın. Ölçümler, daha fazla veri analizi için bir elektronik tabloya kopyalanabilen bir açılır pencere olarak görünür.

Sonuçlar

Şekil 1A , hem taze kesitleme hem de ışık mikroskobu için yaprağın kesitlendirilmesi için doğru yönü göstermektedir. Tek taraflı bir tıraş bıçağı ve bir diş cilası tabakası kullanarak taze kesitleri kesme yöntemi Şekil 1B'de görülebilir. Ortaya çıkan bölümler Şekil 1C'de gösterilmiştir.

Şekil 2 , C3 bitkisi T. aestivum ve ...

Tartışmalar

Bu yazıda, yaprak anatomisini ölçmenin hem nicel hem de nitel yöntemlerini ve bunların nasıl optimize edilebileceğini tartışıyoruz. Ayrıca, metodoloji,C3 veC4 kesitlerini ayırt etmede hangi anatomik özelliklerin en yararlı olduğunu belirlemek için temsili mahsul türlerine uygulanır. C2 fotosentezi olarak adlandırılan melez türler daha umut verici bir araştırma yolu haline geldiğinden, bu özellikleri anlamak çok önemlidir. Şu an itibariyle, sadece bir mahsul tü...

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

Yazarlar, Avrupa Birliği H2020 Programını (proje GAIN4CROPS, GA no. 862087) kabul etmektedir. AgroCropFuture Agroecology ve gelecekteki iklimlerde yeni mahsuller Mükemmeliyet Merkezi, Estonya Eğitim ve Araştırma Bakanlığı tarafından finanse edilmektedir. T. aestivum ve Z. mays'ın tohumlarını sağladığı için Profesör Evelin Loit-Harro'ya, yaprak kesitlerinin hazırlanmasındaki yardımları için Paula Palmet ve Vaiko Vainola'ya ve analiz konusundaki yardımları için João Paulo de Silva Souza'ya teşekkür ederiz. Tüm görüntüler Estonya Yaşam Bilimleri Üniversitesi mikroskopi ünitesinden çeşitli projeler kapsamında elde edildi.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Danger: Highly inflammable liquid and vapour.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Danger: Fatal if inhaled. Toxic if swallowed. Causes severe skin burns and eye damage. May cause respiratory irritation. Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Danger: Causes skin irritation. Causes severe eye irritation May cause respiratory irritation. May cause drowsiness or dizziness Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Danger: Fatal if swallowed, in contact with skin or if inhaled. Causes severe skin burns and eye damage Wear double protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4 . 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

Referanslar

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92 (2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478 (2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818 (2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618 (2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592 (2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485 (2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505 (2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14 (2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

JoVE de Bu AySay 209C4Triticum AestivumZea MaysBundle SheathMezofilH cre AnatomisiH cre DuvarMikroskopiSerbest El KesitleriYar nce KesitlerFotosentetik VerimlilikSu Kullan m Verimlili i

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır