עבודה זו נתמכה על ידי המכונים הלאומיים לבריאות גרנט R01 GM54408 הוענק LC גריפית. ברצוננו להודות פרד וולף על כל העזרה שלו בעיצוב חדר מרובע שלנו בהקמת assay שלנו, פרנק מלו בחנות אוניברסיטת ברנדייס מכונה לבניית החדר שלנו, דן ולנטה וטים Lebestky לשיחות מועילות בנושאים ניתוח.

חלק 1: האכלה וניהול של זבובים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובים צריכים להיות בוגרים בבקבוקים המכילים שמרים ללא מדיה סטנדרטי. אתה צריך כמויות גדולות של זבובים, כך חוצה צריך להגדיר בהתאם. זבובים צריכים להיות מבוגר אור של 12 שעות: מחזור חשוך במהירות של 25 º C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובים יש לאסוף מיד לאחר eclosion (1-3 ימים). זבובים יכול להיות עבד עם בשלב זה באמצעות מפזר פחמן דו חמצני, ויש מיון לתוך מבחנות המכילות מדיה autoclaved או ללא שמרים. אנו משתמשים רק זכרים, לאחסן 10 עד מבחנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר לפחות יום או יומיים לאחר שימוש של פחמן דו חמצני לפני הפעלת ניסויים התנהגותיים. אנחנו רצים זבובים assay התנהגותיים שלנו 3-5 ימים לאחר ECLOSION. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבחני תמיד צריך להיעשות בתוך החלון שעה באותו 2-3 זמן בכל יום, כדי למנוע בעיות קצב היממה. </li></ol> חלק 2: הקמת מערכת מעקב בסביבה מבוקרת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כל הניסויים נעשים בחדר סביבה אשר שומרת על טמפרטורה קבועה של 25 º C עם לחות 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשעות מצלמת וידאו דיגיטלית על פני השטח שיירשמו (המצלמה פונה כלפי מטה). מאז תוכנת מעקב שלנו היא בניגוד מבוסס, אנו משעים את המצלמה מעל תיבת האור. רשומות קטעי וידאו המצלמה ישירות למחשב באמצעות חיבור Dell firewire. אנו משתמשים במצלמה שארפ וידאו דיגיטלי, התחברה למחשב של Dell עם Windows MovieMaker (גרסת Vista) לרכישת וידאו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פולסים האוויר תנוהל בפרוטוקול זה, אז מקור זרימת האוויר חייב להיות נוכח בחדר. באמצעות צינור גומי, לחבר את מקור האוויר מסנן פחם לסינון אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות צינור גומי יותר, לחבר את הצד השני של פחמן המסנן בקבוק Erlenmeyer באמצעות פקק גומי חלול, ולמלא את הבקבוק עם כחצי סנטימטר מים. זה יהיה ללחלח את האוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הבקבוק צריך להיות גם אקדח, אשר יתחבר שסתום Y בצורת באמצעות צינור גומי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סניף אחד של שסתום ה-Y צריך להיות מחובר flowmeter. הסניף השני אמור לספק אוויר לתא תנועה בכיכר. </li></ol> חלק 3: אספקת זבובים לחדר תנועה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החדר תנועה בכיכר מבוסס על העיצוב של וולף et al. 2002 1, עם תוספת של מגשי טיפה קטנה כדי למנוע זבובים מעופפים בתוך החדר. החדר צריך להיות מפורק, וכל הרכיבים יש לנגב ביסודיות למטה עם 70% אתנול ו מיובש לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדמה מיד לפני ביצוע assay התנהגות עלולה לפגוע בביצועים. כדי למנוע זאת, זבובים הם דפק בעדינות לתוך תא באמצעות משפך עם שקע קטן. כדי להפוך את פורקן בגודל הנכון, לצרף טיפ כחול פיפטה (עבור P1000) לסוף משפך. השתמש במספריים לחתוך את הקצה מאוד של קצה פיפטה לעשות פתיחת מספיק גדול בשביל להטיס לעבור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלקו העליון של החדר שלנו היא פיסה קטנה של פרספקס מאובטח על ידי ברגים בקצוות. כאשר את הברגים מוסרים, החורים יכול לשמש כדי לספק זבובים לתוך החדר. המיקום העליון פרספקס כך חור הבורג יושב ישירות על החדר הפנימי, במקום שבו בורג בדרך כלל יושבת. קחו מבחנה המכילה את הזבובים במקום זה הפוך על המשפך, אשר אמור אז להיות ממוקם לתוך החור בורג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תזיז את המשפך, כמו זה יכול לפגוע או לגרום נזק זבובים. במקום זאת, בעדינות המפץ חדר שלם, משפך וכל, עד זבובים כולם בתוך החדר. לדפוק זה צריך להיעשות על משטח עכבר לספוג את ההלם של מכה זו. כאשר נמצאים בתוך זבובים, להסיר את המשפך, מחדש במיקום העליון פרספקס על מיטות בורג. אז מחדש בורג העליון פרספקס למקומו. </li></ol> חלק 4: הפעלת Assay של תנועה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר זבובים נטענים כמו שצריך, לתת להם להסתגל בחדר במשך 30 דקות. תקופת ההסתגלות אמורה להתקיים בסביבה מבוקרת (25 מעלות צלזיוס, לחות 70%), ובית הנבחרים צריך להיות ממוקם על גבי תיבת אור (שאמור להיות מופעל). כבה את האורות בחדר אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר תקופת הסתגלות, מתג ה-Y שסתום במערכת זרימת אוויר כזה באוויר רק לזרום flowmeter. הפעל באוויר, כבש את האוויר עד למהירות הרצויה (4.0-6.0 L / min). אנו משתמשים בדרך כלל 5.0-5.5 ליטר / דקה, אבל בכל מהירות בטווח זה יעבוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר המהירות הרצויה מושגת, להחליף את שסתום ה-Y, כך האוויר זורם אל חדר תנועה. זה זמן אוויר הדופק במשך 15 שניות, ואז פתאום להפוך את האוויר מעל. כפי שאתה להפוך את האוויר מעל, לעבור את המצלמה כדי להקליט במצב. (חלק זה לוקח בפועל לעשות הכל בבת אחת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצור את ההקלטה לאחר זמן הרצוי ולשמור. אנו רושמים 30 ניסויים השני 10 מסגרות לשנייה (לפחות 8 משפטים לכל גנוטיפ). </li></ol> חלק 5: ניתוח סרטי וידאו <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אנו משתמשיםתמונה דינמית ניתוח מערכות (דיאס) 3.2 תוכנה עבור ההצעה מעקב 2. כדי להשתמש בתוכנה זו, אנחנו הראשונים להמיר קטעי וידאו שלנו בתבנית קובץ AVI עם Quicktime 7.5.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לעקוב אחר הזבובים על בסיס לעומת זאת, אנו משתמשים &quot;Autotrace ידי סף&quot; פונקציה. אנחנו מכן להשתמש &quot;הפוך מן הנתיב Trace&quot; פונקציה לספרת אלה עקבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי התפוקה במהירויות מיידי של זבוב אחד, אנו משתמשים &quot;Compute פרמטרים&quot; פונקציה כדי להפיק קובץ מסד הנתונים (דיאס ספציפי). שימוש בפונקציה זו, אנו גם חלקה את הנתונים באמצעות &quot;5,15,60,15,5&quot; חלון טיוקי החלקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מידע זה outputted כקובץ מסד נתונים, אותו ניתן לפתוח ב-Microsoft Excel. אנו משתמשים תסריט Matlab כדי לקמפל את מהירויות מיידי בתוך להצטיין לחשב פרמטרים נוספים הדרושים להבנת הדינמיקה התנועה מבנה התקף. </li></ol> נציג תוצאות: איור 1 מציג עקבות נציג אורגניזמים סוג קנטון S בר (איור 1, פאנל משמאל) זבובים null עבור הגן dCASK אשר נוצרו על ידי מעבר בשני מחיקות חופפים גדול (DF (3R) x307 ו DF (3R) x313) (איור 1 , נכון פאנל). זבובים dCASK null בעבר הראו בעיות של תנועה באמצעות פרדיגמה של Buridan 3, ועל הפרדיגמה שלנו, לעומת קנטון S, הם מראים ירידה מאוד תנועה. אנחנו תמיד לרוץ אורגניזמים סוג בר הראשון לוודא כי התנאים התנהגות בטווח התקין ביום נתון. ראינו סטיות תקן התגובות% פחות מ 5 ימים של בדיקות. הבדלים אלה בדרך כלל ניתן לייחס בעיות עם פרמטרים של סביבה מבוקרת שלנו. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> באיור 1. דיאס שנוצר עקבות של שני S קנטון זבובים בר סוג (לעיל, משמאל) של תנועה מחסר Null dCASK זבובים שנוצר מחיקות חופפים (למעלה, מימין). עקבות מייצגים מה לראות קטעי וידאו מוקלטים. שני contrain עקבות תמונות 8-10 זבובים לרוץ במשך 30 שניות ב assay מעקב וידאו הבאים הדופק אוויר. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> איור 2. זבובים מסוג Wild נוהלו assay של תנועה (לעיל) בעקבות דופק אוויר (ברים סגול) וללא דופק האוויר (כחול). בכל הפרמטרים מחושב על ידי תוכנית הניתוח, לא היו הבדלים משמעותיים בין שני תנאים (נקבע עם התלמיד שני זנב t-test). זה מדגים כי בעקבות דופק אוויר, זבובים locomote בדרך כלל ההתקנה שלנו.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

ב ההתקנה שלנו, דופק אוויר חזק בינוני transiently עוצר את התנועה לעוף. כאשר הדופק האוויר נגמר, הזבובים משתחררים ממצב זה נייחים locomote בדרך כלל, כפי שמוצג באיור 2. כי זה דופק האוויר ביעילות מסנכרן תנועה של האוכלוסייה, אנחנו משתמשים בו כדי להתחיל את הניסוי, כדי שנוכל ללמוד גם את ת?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

זבובים לספק מודל חשוב ללימוד התנהגות מורכבת בשל שפע של כלים גנטיים לרשות החוקרים בתחום זה. לימוד התנהגות של תנועה ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; נשענת על היכולת להיות מסוגל לכמת שינויים בתנועה במהלך או בתגובה משימה מסוימת. מסיבה זו, ברזולוציה גבוהה מערכת מעקב וידאו, כמו זה אנו מתארים במאמר זה, הוא כלי בעל ערך למדידת תנועה בזמן אמת. פרוטוקול שלנו כרוכה בשימוש הדופק אוויר הראשונית לשבור את המומנטום זבובים, ואחריה תקופת הצילומים לשלושים השני חדר מרובע. תוכנית המעקב לאחר מכן נעשה שימוש כדי לחשב את מהירות מיידית של כל לטוס בתוך תא ב 10 במרווחים msec. תוכנת ניתוח אז זה הידור נתונים, יציאות מגוון רחב של פרמטרים כמו מהירות ממוצעת, מהירות מקסימלית, משך הזמן בתנועה, האצה וכו &#39;פרוטוקול זה יעסוק האכלה לניהול תקין של זבובים למשימות התנהגותי, טיפול זבובים ללא הרדמה או immobilization , הקמת סביבה מבוקרת, ולהפעיל את assay מתחילתו ועד סופו.

Watch this Scientific Journal Video about High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster at JoVE.com

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

המחקר של התנהגות של תנועה מורכבת<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; תלוי היכולת לכמת שינויים בתנועה לטוס נתן. מאמר זה מדגים כיצד לעשות זאת באמצעות מערכת מעקב ברזולוציה גבוהה.

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K Views.  Brandeis. המחקר של התנהגות של תנועה מורכבת תסיסנית melanogaster תלוי היכולת לכמת שינויים בתנועה לטוס נתן. מאמר זה מדגים כיצד לעשות זאת באמצעות מערכת מעקב ברזולוציה גבוהה.

Video: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Dissection של מערכת העצבים המרכזית הזחל ב תסיסנית melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

ראייה ריח מעקב מתווכת במהלך טיסה ב תסיסנית

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

Dissection של Oenocytes מן למבוגרים תסיסנית melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

בידוד תסיסנית melanogaster האשכים

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

הזרקת אינסולין ו Extraction Hemolymph כדי למדוד את הרגישות לאינסולין אצל מבוגרים תסיסנית melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

מדידה של תוחלת חיים ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

תחזוקה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; אוכלוסיית קייג

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

קביעת אזור שרירים חתך הרוחב אופטי שרירי תעופה עקיף למבוגרים דרוזופילה Melanogaster

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

זיהום חיידקי הפה ו Shedding ב דרוזופילה melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...