Ce travail a été soutenu par les Instituts nationaux de la santé de subvention R01 GM54408 attribué à LC Griffith. Nous tenons à remercier Fred Wolf pour son aide dans la conception de notre chambre carrée et la mise en place de notre test, Frank Mello à la boutique de Brandeis University machines pour la construction de notre chambre, et Dan Valente et Tim Lebestky pour des conversations utiles concernant les questions d&#39;analyse.

Partie 1: L&#39;alimentation et la gestion des mouches <ol><li> Les mouches doivent être cultivées dans des bouteilles contenant de la levure sans support standard. Vous aurez besoin d&#39;un grand nombre de mouches, de sorte traverse besoin d&#39;être mis en place en conséquence. Les mouches doivent être cultivées dans un 12-heures de lumière: obscurité du cycle à 25 º C. </li><li> Les mouches doivent être recueillis peu après l&#39;éclosion (1-3 jours). Les mouches peuvent être travaillé avec à ce stade en utilisant un diffuseur de dioxyde de carbone, et doivent être triés dans des éprouvettes contenant des milieux autoclavés ou sans levure. Nous utilisons les mâles seulement, stocké 10 à un tube à essai. </li><li> Prévoyez au moins un ou deux jours après l&#39;utilisation du dioxyde de carbone avant d&#39;exécuter les expériences comportementales. Nous courons mouches dans notre test de comportement 3-5 jours suivants Eclosion. </li><li> Les analyses devraient toujours être fait dans le même fenêtre de temps de deux à trois heures chaque jour pour éviter les problèmes de rythme circadien. </li></ol> Partie 2: Mise en place du système de suivi dans un environnement contrôlé <ol><li> Toutes les expériences sont faites dans une salle de l&#39;environnement qui maintient une température constante de 25 º C avec une humidité de 70%. </li><li> Suspendre une caméra vidéo numérique sur la zone à être enregistrées (caméra vers le bas). Depuis notre logiciel de suivi de contraste à base, nous suspendons la caméra sur une boîte à lumière. La caméra enregistre des vidéos directement sur un ordinateur Dell via une connexion FireWire. Nous utilisons une caméra vidéo numérique SHARP, relié à un ordinateur Dell avec Windows MovieMaker (version Vista) pour l&#39;acquisition vidéo. </li><li> Impulsions d&#39;air sera administré dans ce protocole, alors une source de flux d&#39;air doivent être présents dans la salle. Utilisant des tubes en caoutchouc, connecter la source d&#39;air à un filtre à charbon pour la filtration de l&#39;air. </li><li> Utilisant des tubes plus de caoutchouc, connectez l&#39;autre côté de la filtre à charbon dans un erlenmeyer au moyen d&#39;un bouchon de caoutchouc creux, et remplissez le flacon avec environ un demi-pouce d&#39;eau. Ce sera humidifier l&#39;air. </li><li> Le flacon devrait également avoir une arme de poing, qui sera connecté à une valve en forme de Y via un tube en caoutchouc. </li><li> Une branche de la Y-valve doit être connecté à un débitmètre. L&#39;autre branche devrait fournir de l&#39;air dans la chambre de la locomotion carrés. </li></ol> Partie 3: Offrir des mouches dans la chambre de la locomotion <ol><li> La chambre de la locomotion carré est basé sur la conception de Wolf et al. 2002 1, avec l&#39;ajout de bacs petite goutte pour empêcher les mouches de voler dans la chambre. La chambre doit être pris à part, et tous les composants doivent être soigneusement essuyées avec 70% d&#39;éthanol et séché avant utilisation. </li><li> Anesthésie immédiatement avant la réalisation d&#39;une analyse comportementale peut potentiellement compromettre la performance. Pour éviter cela, les mouches sont frappa doucement dans la chambre en utilisant un entonnoir avec un petit point de vente. Pour faire une sortie de la bonne taille, attachez une pointe bleue pipette (pour P1000) à la fin d&#39;un entonnoir. Utilisez des ciseaux pour couper la fin de la pointe de la pipette pour faire l&#39;ouverture assez grande pour un avion pour passer à travers. </li><li> Le haut de notre chambre est un petit morceau de plexiglas fixé par des vis sur les bords. Lorsque les vis sont retirées, les trous peuvent être utilisés pour fournir des mouches dans la chambre. Placez le dessus en plexiglass afin que le trou de la vis se trouve directement sur la chambre intérieure au lieu de l&#39;endroit où se trouve une vis normalement. Prenez un tube à essai contenant les mouches et le placer à l&#39;envers sur l&#39;entonnoir, ce qui devrait ensuite être placé dans le trou de la vis. </li><li> Ne déplacez pas l&#39;entonnoir, ce qui pourrait blesser ou endommager les mouches. Au lieu de cela, doucement Bang toute la chambre, l&#39;entonnoir et tous, jusqu&#39;à ce que toutes les mouches sont à l&#39;intérieur de la chambre. Cette frappe doit être fait sur un tapis de souris pour absorber le choc de ce baiser. Quand les mouches sont à l&#39;intérieur, retirez l&#39;entonnoir, et re-positionner le haut en plexiglas sur les lits à vis. Puis re-vis de la partie supérieure en plexiglas en place. </li></ol> Partie 4: Exécution du test locomoteur <ol><li> Une fois que les mouches sont bien chargées, les laisser s&#39;acclimater dans la chambre pendant 30 minutes. Cette période d&#39;acclimatation devrait avoir lieu dans l&#39;environnement contrôlé (25 ° C, humidité 70%), et la chambre doit être placé sur le dessus de la boîte à lumière (qui devrait être allumé). Éteindre les lumières autre pièce off. </li><li> Après la période d&#39;acclimatation, changer le Y-valve dans le système de circulation d&#39;air de telle sorte que l&#39;air ne écoulement vers le débitmètre. Allumez l&#39;air, et la rampe de l&#39;air jusqu&#39;à la vitesse souhaitée (de 4,0 à 6,0 L / min). Nous utilisons généralement de 5,0 à 5,5 L / min, mais toute vitesse dans cette plage de travail. </li><li> Une fois la vitesse désirée est atteinte, passer le Y-vanne de sorte que l&#39;air circule dans la chambre de locomotion. Temps de cette impulsion de l&#39;air pendant 15 secondes, et puis brusquement son tour l&#39;air éteint. Lorsque vous tournez l&#39;air éteint, allumez l&#39;appareil photo au mode d&#39;enregistrement. (Cette partie prend la pratique de faire tout à la fois). </li><li> Arrêtez l&#39;enregistrement après l&#39;heure désirée et SAVE. Nous enregistrons 30 essais seconde à 10 images par seconde (au moins 8 essais par génotype). </li></ol> Partie 5: Analyse des vidéos <ol><li> Nous utilisons lesDynamic System Image Analysis (DIAS) 3.2 pour le logiciel de suivi de mouvement 2. Pour utiliser ce logiciel, nous avons d&#39;abord convertir nos vidéos en un format de fichier AVI avec Quicktime 7.5.5. </li><li> Pour suivre les mouches basée sur le contraste, nous utilisons le «Seuil Autotrace par&quot; la fonction. Nous utilisons ensuite le &quot;Chemin du Faire trace&quot; afin de numériser ces traces. </li><li> Pour la sortie de la vitesse instantanée de chaque volée, nous utilisons le &quot;calculer les paramètres&quot; pour fonction de produire un fichier de base (DIAS-spécifique). En utilisant cette fonction, nous avons également lisser les données en utilisant un &quot;5,15,60,15,5&quot; Lissage de Tukey fenêtre. </li><li> Une fois que cette information est délivrée comme un fichier de base, il peut être ouvert dans Microsoft Excel. Nous utilisons un script Matlab pour compiler les vitesses instantanées dans Excel et calculer les paramètres supplémentaires nécessaires à la compréhension dynamique des mouvements et la structure combat. </li></ol> Les résultats représentatifs: La figure 1 montre des traces d&#39;organismes représentatifs du type sauvage Canton S (figure 1, le panneau de gauche) et les mouches nulles pour le gène dCASK qui ont été générés par le croisement de deux grandes suppressions qui se chevauchent (Df (3R) X307 et Df (3R) X313) (figure 1 , panneau de droite). mouches nulle dCASK ont déjà été montré pour avoir l&#39;aide de problèmes locomoteurs paradigme de Buridan 3, et dans notre paradigme, par rapport à Canton S, ils montrent fortement diminué locomotion. Nous effectuons toujours des organismes de type sauvage d&#39;abord pour s&#39;assurer que les conditions et le comportement sont dans la fourchette normale pour un jour donné. Nous avons observé des écarts de réponses standard en moins de 5% des journées d&#39;essais. Ces différences peuvent généralement être attribués à des problèmes avec les paramètres de notre environnement contrôlé. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> Figure 1. DIAS généré des traces de deux mouches Canton S de type sauvage (ci-dessus, à gauche) et Null dCASK locomoteur déficient mouches générés par des suppressions qui se chevauchent (ci-dessus, à droite). Les traces représentent ce qui est vu dans les vidéos enregistrées. Les deux traces photos contrain 8-10 mouches fonctionner pendant 30 secondes dans l&#39;épreuve de poursuite vidéo suite à une impulsion de l&#39;air. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> Figure 2. Mouches de type sauvage ont été exécutés dans le test locomoteur (ci-dessus) après une impulsion de l&#39;air (barres pourpres) et sans une impulsion d&#39;air (en bleu). Dans tous les paramètres calculés par le programme d&#39;analyse, il n&#39;y avait aucune différence significative entre les deux conditions (déterminé par deux queues test t de Student). Cela démontre que, suite à une impulsion de l&#39;air, les mouches locomote normalement dans notre configuration.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

Dans notre configuration, une impulsion d&#39;air assez fort mouvement s&#39;arrête transitoirement voler. Lorsque l&#39;impulsion de l&#39;air se termine, les mouches sont libérés de cet état stationnaire et locomote normalement, comme le montre la figure 2. Parce que cette impulsion d&#39;air synchronise de manière efficace la locomotion de la population, nous l&#39;utilisons pour commencer le procès, de sorte que nous pouvons également étudier le début du mouvement suite à un stimulus élan révolutionnaire...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

Les mouches de fournir un modèle important pour étudier le comportement complexe en raison de la pléthore d&#39;outils génétiques disponibles pour les chercheurs dans ce domaine. Etudier le comportement locomoteur de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Repose sur la capacité d&#39;être en mesure de quantifier les changements de mouvement au cours ou en réponse à une tâche donnée. Pour cette raison, un système de vidéo haute résolution de suivi, telles que celle que nous décrivons dans ce papier, est un outil précieux pour mesurer la locomotion en temps réel. Notre protocole implique l&#39;utilisation d&#39;une impulsion initiale de l&#39;air à briser l&#39;élan des mouches, suivie d&#39;une période de tournage trente-deuxième dans une chambre carrée. Un programme de suivi est ensuite utilisée pour calculer la vitesse instantanée de chaque volée dans la chambre par incréments de 10 ms. Logiciel d&#39;analyse compile ensuite ces données, et les sorties de divers paramètres comme la vitesse moyenne, vitesse max, le temps passé en mouvement, accélération, etc Ce protocole traitera bonne alimentation et la gestion des mouches pour des tâches comportementales, la manipulation des mouches, sans anesthésie ou l&#39;immobilisation , la mise en place d&#39;un environnement contrôlé, et en exécutant le test de bout en bout.

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High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

L&#39;étude du comportement locomoteur complexes<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Dépend de la capacité à quantifier les changements dans les mouvements d&#39;une mouche donné. Cet article montre comment faire cela en utilisant un système de suivi à haute résolution.

Suivi vidéo haute résolution de la locomotion chez les adultes Drosophila melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

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Research

JoVE Journal

Biology

13.4K vues.  Brandeis. L'étude du comportement locomoteur complexes Drosophila melanogaster Dépend de la capacité à quantifier les changements dans les mouvements d'une mouche donné. Cet article montre comment faire cela en utilisant un système de suivi à haute résolution.

Vidéo: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Dissection de SNC larvaire chez Drosophila melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Recherche

Biologie

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Haute résolution de mesure du comportement Odor-Driven dans les larves de drosophile

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Visuellement Suivi Odeur Mediated Pendant le vol chez la drosophile

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

Dissection de Oenocytes d&#39;adultes Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

Isolement des Drosophila melanogaster Testicules

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

Injection d&#39;insuline et d&#39;extraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité d&#39;insuline dans les adultes Drosophila melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

Mesure de la durée de vie en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Le maintien d&#39;un<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

Détermination de zone optique transversale musculaire des Muscles de vol Indirect adulte de Drosophila Melanogaster

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

Oral Infection bactérienne et excrétion chez Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...