이 작품은 LC 그리피스에게 수여 보건 부여 R01 GM54408 국립 연구소에 의해 지원되었다. 우리는 광장 챔버 설계 및 실내 건축 및 분석 문제에 대해 도움이 대화를 댄 발렌테 및 팀 Lebestky에 대한 브랜다 이스 대학 기계 공장에서 우리의 분석, 프랭크 멜로를 설정하는 모든 도움 프레드 울프 감사하고 싶습니다.

1 부 : 파리의 수유 및 관리 <ol><li> 파리는 누룩없는 표준 매체를 포함하는 병 재배한다. 당신은 파리의 큰 숫자가 필요합니다, 그래서 십자가는 적절하게 설정해야합니다. 25 º C.에 어두운주기 : 파리는 12 시간 조명으로 성장해야 </li><li> 파리는 (1-3일) 곧 eclosion 후 수집되어야합니다. 파리는 이산화탄소 디퓨저를 사용하여이 단계에서 같이 일한 수 있으며, autoclaved 또는 효모없이 미디어를 포함하는 테스트 튜브로 정렬되어야합니다. 우리는 테스트 튜브에만, 저장 남성 10를 사용합니다. </li><li> 행동 실험을 실행하기 전에 이산화탄소의 사용 후 적어도 하루나 이틀이 소요됩니다. 우리는 ECLOSION 다음 3-5일 우리의 행동 분석에 파리를 실행합니다. </li><li> Assays 항상 circadian 리듬에 문제가 발생하지 않도록 동일한 2-3시간 시간 창 매일 내에서 이루어져야한다. </li></ol> 2 부 : 제한된 환경에서 추적 시스템을 설정 <ol><li> 모든 실험은 70 % 습도가 25 º C의 일정한 온도를 유지하는 환경 룸에서 이루어집니다. </li><li> (카메라가 아래쪽으로 향하게) 기록으로 그 지역에있는 디지털 비디오 카메라를 일시 중지합니다. 우리 추적 소프트웨어가 대비 기반이기 때문에, 우리는 가벼운 상자를 통해 카메라를 일시 중지합니다. 카메라 기록 동영상 직접 FireWire를 연결을 통해 델 컴퓨터에. 우리는 비디오 수집에 대해 Windows 영화 제작자와 델 컴퓨터에 매여 급 디지털 비디오 카메라를 (비스타 버전)을 사용합니다. </li><li> 에어 펄스가이 프로토콜에 실시되고, 공기 흐름에 대한 소스가 방에 존재되어야한다. 고무 튜브를 사용하여 공기 정화를위한 탄소 필터 공기 소스를 연결합니다. </li><li> 더 고무 튜브를 사용하면, 중공 고무 마개를 통해 Erlenmeyer 플라스크에 필터 탄소의 다른 측면을 연결하고 물을 한 30 인치와 술병을 입력합니다. 이것은 공기를 ...을 축이다 것입니다. </li><li> 플라스크는 고무 튜브를 통해 Y - 모양의 밸브에 연결하는 권총을 가지고해야합니다. </li><li> Y - 밸브 중 하나 지점은 유량계에 연결되어 있어야합니다. 다른 지점은 사각형 운동 챔버에 공기를 제공해야합니다. </li></ol> 파트 3 : 운동 챔버에 파리를 제공 <ol><li> 사각형 운동 챔버는 늑대 외의 디자인을 기반으로합니다. 2002 1, 챔버 내의 비행에서 파리를 방지하기 위해 작은 드롭 트레이를 추가. 챔버는 따로 복용해야하고, 모든 구성 요소는 철저하게 70 %의 에탄올과 함께 닦여 및 사용하기 전에 건조해야합니다. </li><li> 즉시 행동 분석을 실시하기 전에 마취는 잠재적으로 성능을 손상하실 수 있습니다. 이것을 방지하려면, 파리는 부드럽게 작은 콘센트가있는 깔때기를 사용하여 챔버에 기절입니다. 오른쪽 크기의 콘센트를 확인하려면, 퍼널의 끝에 파란색 피펫 팁을 (P1000)을 첨부합니다. 통과 비행 충분한 자리가 크게 만들기 위해 피펫 팁의 가장 끝부분을 잘라 가위를 사용합니다. </li><li> 우리 챔버의 상단 가장자리 나사에 의해 보안 플렉시 글라스의 작은 조각이다. 나사가 제거되면, 구멍은 챔버에 파리를 전달하는 데 사용할 수 있습니다. 나사 구멍은 나사가 정상적으로 자리가 어디 대신 내부 챔버를 통해 직접 앉아 있도록 플렉시 글라스의 위로 위치. 파리가 들어있는 시험관을 가지고 다음 나사 구멍에 배치되어야하는 깔때기, 위에 뒤집어 놓으십시오. </li><li> 이것은 파리를 다치게하거나 손상될 수 있듯이, 깔때기를 이동하지 마십시오. 모든 파리는 챔버 내부에까지 대신, 부드럽게, 모든, 전체 챔버 쾅 퍼널합니다. 이것은 노킹이 닌가의 충격을 흡수하기 위해 마우스 패드에서 수행되어야합니다. 파리 안에되면 깔때기를 제거하고 나사 침대 위에 다시 위치 플렉시 글라스 톱. 장소에 다음 다시 나사 플렉시 글라스 톱. </li></ol> 파트 4 : 전위의 어세를 실행 <ol><li> 파리가 제대로로드되면, 그들이 30 분 동안 챔버에 순응하자. 이 acclimation 기간은 통제된 환경 (25 º C, 70 % 습도)에 자리을해야하고, 챔버는 (어떤 기능이 설정되어 있어야 함) 빛의 상자의 상단에 위치해야합니다. 다른 방에 불을 끄십시오. </li><li> acclimation 기간에 따라, 공기만을 유량계로 유량 것이다 이러한 공기 흐름 시스템의 Y - 밸브를 전환합니다. 공기 켜고하고 원하는 속도 (4.0-6.0 L / 분)로 공기를 램프. 우리는 일반적으로 5.0-5.5 L / 분,하지만 그 범위에 속도가 작동을 사용합니다. </li><li> 원하는 속도는이 달성되면 공기가 운동 챔버에 흐르는 있도록 Y - 밸브를 전환합니다. 시간이 공기 15 초 동안 맥박, 그리고 갑자기 공기를 끄십시오. 당신이 공기를 끌로 모드를 기록하는 카메라를 전환합니다. (이 부분은 한 번에 모든 것을 할 연습이 필요). </li><li> 원하는 시간 후에 녹화를 중지하고 저장합니다. 우리는 초당 10 프레임 (유전자형 당 최소한 8 재판)에서 30초 재판을 기록합니다. </li></ol> 제 5 부 : 비디오 분석 <ol><li> 우리는을 사용하여동적 이미지 분석 시스템 (이틀) 2를 추적하는 움직임을위한 소프트웨어 3.2. 이 소프트웨어를 사용하기 위해, 먼저 퀵타임 7.5.5로 AVI 파일 형식으로 우리의 동영상을 변환합니다. </li><li> 반면에 따라 파리를 추적하기 위해, 우리는 기능 &quot;임계값에 의해 Autotrace&quot;를 사용합니다. 그러면 이러한 디지털화 흔적 함수를 &quot;추적에서 확인 경로&quot;를 사용합니다. </li><li> 각 비행의 순간 속도를 출력하기 위해, 우리는 (이틀 특정) 데이터베이스 파일을 생성하기 위해 &quot;컴퓨트 매개 변수&quot;기능을 사용하십시오. 이 기능을 사용하여, 우리는 &quot;5,15,60,15,5&quot;Tukey 스무딩 창을 사용하여 데이터를 부드럽게. </li><li> 이 정보는 데이터베이스 파일과 같은 출력되면, 그것은 Microsoft Excel에서 열 수 있습니다. 우리는 엑셀 이내에 순간 속도를 컴파일하고 운동 역학과 한판 승부 구조를 이해하는 데 필요한 추가 매개 변수를 계산 Matlab 스크립트를 사용합니다. </li></ol> 대표 결과 : 그림 1은 야생 유형 광동 S 생물 (그림 1, 왼쪽 패널)에서 대표 흔적을 보여주는 두 개의 대형 중복 삭제 (DF (3R) x307와 DF (3R) x313) (그림 1 횡단에 의해 생성되었습니다 dCASK 유전자에 대해 NULL을 날아 , 오른쪽 패널). dCASK의 NULL의 파리는 이전 광동 S에 비해 Buridan의 패러다임 3을 사용 전위의 문제가 같이 우리의 패러다임에있다, 그들은 크게 운동을 감소 보여줍니다. 우리는 항상 조건과 행동은 하루에 정상 범위 내에 있는지 확인 먼저 야생 타입 생물을 실행합니다. 우리는 시험 일의 5 % 미만의 표준 반응의 편차를 감찰하러 온 적도 있습니다. 이러한 차이는 일반적으로 우리가 통제 환경의 매개 변수 문제에 기인 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> 그림 1. 디어스 생성 캔턴 S 야생 유형 파리 (위, 왼쪽)와 중복 삭제 (위, 오른쪽)에서 발생하는 전위의 - 결함 dCASK의 널 파리 모두의 흔적. 흔적이 기록된 동영상에서 본 것을 나타냅니다. 80-10 파리에서 두 사진 contrain의 흔적은 공기 펄스 다음 비디오 추적 분석에서 30 초 동안 실행됩니다. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> 그림 2. 와일드 타입 빠르다는 공기 펄스 (자주색 바) 다음과 같은 전위의 분석 (위)과 공기 펄스 (파란색)없이 실행되었습니다. 분석 프로그램에 의해 계산된 모든 매개 변수에서 두 가지 조건 사이에는 큰 차이가 (2 꼬리 학생 T - 테스트로 결정)가 없었다. 이것은 공기 펄스 다음, 우리 설정에서 일반적으로 locomote 빠르다 보여줍니다.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

우리의 설치 프로그램에서 적당히 강한 공기 펄스 transiently 플라이 운동을 중지합니다. 공기 펄스가 끝날 때, 파리는 그림 2에 표시된이 고정 상태와 일반적으로 locomote에서 발표됩니다. 이 공기 펄스 효과적으로 인구의 운동을 동기화하기 때문에, 우리는 또한 모멘텀적인 자극의 다음과 같은 운동의 발병을 공부할 수 있도록 재판을 시작하기 위해 그것을 사용합니다. 개시 다음과 같은 전위의 매?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

파리는이 분야에서 연구자에게 제공 유전 도구의 과다로 인해 복잡한 동작을 연구에 중요한 모델을 제공합니다. 에서 전위의 행동을 공부<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; 중 또는 해당 작업에 대한 응답으로 움직임의 변화를 계량 할 수있는 능력에 의존합니다. 이런 이유로 들어, 우리가이 논문에서 설명하는 것과 고해상도 영상 추적 시스템은 실시간으로 운동을 측정하는 유용한 도구입니다. 우리 프로토콜은 사각형 챔버에 삼십이분의 일 촬영 기간 다음에 파리의 추진력을 깰 초기 공기 펄스의 사용을 포함한다. 추적 프로그램은 다음 10 밀리초 단위의 챔버 내에서 각 비행의 순간 속도를 계산하는 데 사용됩니다. 분석 소프트웨어는 다음이 데이터를 컴파일하고, anesthetization 또는 고정하지 않고 파리를 처리,이 프로토콜은 행동 작업을 위해 파리의 적절한 먹이 및 관리에 대해 설명합니다 같은 평균 속도, 최대 속도, 모션에서 보낸 시간, 가속도 등 매개 변수의 다양한 출력 , 통제된 환경을 설정하고,에서 분석을 실행하면 끝까지 시작합니다.

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High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

에서 복잡한 운전하는 동작의 연구<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; 주어진 파리의 움직임의 변화를 계량하는 능력에 의존적일 수 밖에 없습니다. 이 문서는 고해상도 추적 시스템을 사용하여이 작업을 수행하는 방법을 보여줍니다.

성인 Drosophila Melanogaster의 로코의 고해상도 비디오 추적

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K 조회수.  Brandeis. 에서 복잡한 운전하는 동작의 연구 Drosophila melanogaster 주어진 파리의 움직임의 변화를 계량하는 능력에 의존적일 수 밖에 없습니다. 이 문서는 고해상도 추적 시스템을 사용하여이 작업을 수행하는 방법을 보여줍니다.

비디오: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila Melanogaster에서 애벌레 CNS의 해부

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

연구

생물학

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Drosophila의 유충에서 냄새 기반 행동의 고해상도 측정

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Drosophila의 비행 중 시각 인한 악취 추적

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

성인에서 Oenocytes의 해부 Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

의 분리 Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

인슐린 주입 및 성인에서 인슐린 민감도를 측정하는 Hemolymph 추출 Drosophila melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

의 수명 측정<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

(A)의 유지 보수<em&gt; 노랑 초파리</em&gt; 인구 케이지

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

초파리 Melanogaster 성인 간접 비행 근육의 광 단면 근육 면적 결정

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

세균성 감염 및 Shedding 초파리 melanogaster 에

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...