Este trabalho foi financiado pelo National Institutes of Health Grant R01 GM54408 concedido a LC Griffith. Gostaríamos de agradecer a Fred Wolf para toda a sua ajuda na elaboração de nosso quarto quadrado e criação de nosso ensaio, Frank Mello na loja de máquina Brandeis University para a construção de nossa câmara, e Dan Valente e Tim Lebestky para conversas úteis em relação às questões de análise.

Parte 1: Alimentação e Gestão de moscas <ol><li> Moscas devem ser cultivadas em frascos contendo levedura livre de mídia padrão. Você vai precisar de um grande número de moscas, por isso atravessa precisa ser configurado de acordo. Moscas devem ser cultivadas em uma de 12 horas luz: ciclo escuro a 25 º C. </li><li> Moscas devem ser coletadas logo após a eclosão (1-3 dias). Moscas podem ser trabalhados com nesta fase usando um difusor de dióxido de carbono, e devem ser classificados em tubos de ensaio contendo meio autoclavado ou yeast-free. Usamos somente machos, armazenados de 10 a um tubo de ensaio. </li><li> Permitir que pelo menos um ou dois dias após o uso de dióxido de carbono antes de executar os experimentos comportamentais. Corremos voa em nosso ensaio comportamental 3-5 dias após a eclosão. </li><li> Ensaios deve ser sempre feito dentro da mesma janela de tempo de 2-3 horas por dia para evitar problemas de ritmo circadiano. </li></ol> Parte 2: Configurando o sistema de rastreamento em um ambiente controlado <ol><li> Todos os experimentos são feitos em uma sala de ambiente que mantém uma temperatura constante de 25 º C com umidade de 70%. </li><li> Suspender uma câmera de vídeo digital sobre a área a ser gravada (câmera virada para baixo). Desde o nosso software de rastreamento é baseado em contraste, nós suspendemos a câmera sobre uma caixa de luz. Registros os vídeos da câmera diretamente em um computador Dell através de uma conexão firewire. Nós usamos uma câmera de vídeo da Sharp digital, ligado a um computador Dell com o Windows Moviemaker (versão Vista) para aquisição de vídeo. </li><li> Pulsos de ar será administrado nesse protocolo, portanto, uma fonte de fluxo de ar deve estar presente na sala. Usando tubos de borracha, conecte a fonte de ar para um filtro de carbono para a filtração de ar. </li><li> Usando tubos de borracha mais, conecte o outro lado do filtro de carbono para um Erlenmeyer através de uma rolha de borracha oco, e encher o balão com cerca de meia polegada de água. Isto irá umidificar o ar. </li><li> O frasco também deve ter uma arma, que vai ligar a uma válvula em forma de Y através de tubos de borracha. </li><li> Um ramo do Y-válvula deve ser conectada a um fluxômetro. O outro ramo deve fornecer ar à câmara de locomoção quadrados. </li></ol> Parte 3: Disponibilizar voa para a câmara de locomoção <ol><li> A câmara de locomoção quadrado é baseado no projeto de Wolf et al. 2002 1, com a adição de bandejas pequena queda para impedir que as moscas de voar dentro da câmara. A câmara deve ser desmontado, e todos os componentes devem ser cuidadosamente limpo com álcool 70% e secadas antes de usar. </li><li> Anestesia imediatamente antes de realizar um ensaio de comportamento pode comprometer o desempenho. Para evitar isso, as moscas são gentilmente bateu para dentro da câmara usando um funil com uma pequena saída. Para fazer uma tomada do tamanho certo, coloque uma ponteira azul (para P1000) até o fim de um funil. Use uma tesoura para cortar o final da ponta da pipeta para fazer a abertura grande o suficiente para uma mosca passar. </li><li> No topo da nossa câmara é um pequeno pedaço de plexiglass garantidos por parafusos em torno das bordas. Quando os parafusos são removidos, os buracos podem ser usados ​​para entregar voa para a câmara. Posicione a parte superior de acrílico para que o orifício do parafuso fica diretamente sobre a câmara interna em vez de um parafuso, onde normalmente se senta. Pegue um tubo de ensaio contendo as moscas e colocá-lo de cabeça para baixo sobre o funil, que deve então ser colocado no orifício do parafuso. </li><li> Não mova o funil, pois isso poderia prejudicar ou danificar as moscas. Em vez disso, gentilmente bater toda a câmara, funil e todos, até que todas as moscas estão no interior da câmara. Este batendo deve ser feito em um mouse pad para absorver o choque deste batendo. Quando as moscas estão dentro, remova o funil, e re-posição superior a plexiglass sobre as camas parafuso. Em seguida, re-parafuso superior do plexiglass no lugar. </li></ol> Parte 4: Executando o Ensaio Locomotor <ol><li> Uma vez que as moscas são devidamente carregado, deixá-los se aclimatar na câmara por 30 minutos. Este período de aclimatação deve ocorrer em ambiente controlado (25 º C, umidade 70%), ea câmara deve ser colocada no topo da caixa de luz (que deve ser ligado). Acender as luzes outro quarto fora. </li><li> Após o período de aclimatação, mudar o Y-válvula no sistema de fluxo de ar de tal forma que o ar só de fluxo para o medidor de vazão. Ligue o ar, o ar e rampa até a velocidade desejada (4,0-6,0 L / min). Geralmente usamos 5,0-5,5 L / min, mas qualquer velocidade nessa faixa vai funcionar. </li><li> Uma vez que a velocidade desejada seja atingida, mudar o Y-válvula de modo que o ar flui para a câmara de locomoção. Esse tempo de pulso de ar por 15 segundos, e então abruptamente desligar o ar desligado. Como ligar o ar desligado, ligue a câmera ao modo de gravação. (Esta parte requer prática para fazer todas de uma vez). </li><li> Parar a gravação após a hora desejada e SAVE. Nós registramos 30 ensaios segundo em 10 quadros por segundo (pelo menos 8 ensaios por genótipo). </li></ol> Parte 5: Análise de Vídeos <ol><li> Usamos oSistema de Análise de dinâmica de imagem (DIAS) software 3.2 para o movimento de rastreamento 2. , A fim de usar este software, primeiro converter os nossos vídeos para um formato de arquivo AVI com o Quicktime 7.5.5. </li><li> Para acompanhar as moscas com base em contrário, usamos o &quot;AutoTrace pela Threshold&quot; função. Em seguida, usamos o &quot;Caminho Faça da Trace&quot; função para digitalizar esses traços. </li><li> Para a saída a velocidade instantânea de cada voar, usamos o &quot;Compute Parâmetros&quot; função de produzir um arquivo de banco de dados (DIAS-específicas). Usando esta função, também suavizar a dados usando um &quot;5,15,60,15,5&quot; Tukey Janela Smoothing. </li><li> Uma vez que esta informação é passada como um arquivo de banco de dados, ele pode ser aberto no Microsoft Excel. Nós usamos um script Matlab para compilar as velocidades instantânea dentro de excel e calcular parâmetros necessários para a compreensão dinâmica do movimento e da estrutura luta. </li></ol> Resultados representativos: A Figura 1 mostra os vestígios de organismos representativos tipo selvagem Canton S (Figura 1, painel esquerdo) e moscas nulo para o gene dCASK que foram gerados pelo cruzamento de duas grandes deleções sobrepostas (Df (3R) X307 e Df (3R) x313) (Figura 1 , à direita do painel). moscas nula dCASK já sido demonstrado que têm problemas de locomoção usando Paradigma de Buridan 3, e no nosso paradigma, em comparação com Canton S, eles mostram grande diminuição de locomoção. Corremos sempre organismos do tipo selvagem para ter certeza de que as condições e comportamento estão dentro da faixa normal em um determinado dia. Temos observado desvios padrão respostas em menos de 5% dos dias de testes. Essas diferenças podem normalmente ser atribuídas a problemas com os parâmetros de nosso ambiente controlado. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> Figura 1. DIAS gerado traços de ambos Canton S moscas do tipo selvagem (acima, à esquerda) e Locomotor deficiente Null dCASK moscas gerados a partir de exclusões sobrepostas (acima, à direita). Os traços representam o que é visto nos vídeos gravados. Ambos os traços imagens contrain 8-10 moscas executado por 30 segundos no teste de monitoramento de vídeo após um pulso de ar. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> Figura 2. Moscas tipo selvagem foram executados no ensaio locomotor (acima), após um pulso de ar (barras de roxo) e sem um pulso de ar (azul). Em todos os parâmetros calculados pelo programa de análise, não houve diferenças significativas entre as duas condições (determinado com bicaudal estudante t-teste). Isso demonstra que, após um pulso de ar, voa locomover normalmente em nossa configuração.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

Em nossa configuração, um pulso de ar moderadamente forte transitoriamente pára movimento voar. Quando o pulso de ar termina, as moscas são liberados a partir deste estado estacionário e locomover normalmente, como mostrado na figura 2. Porque este pulso de ar efetivamente sincroniza a locomoção da população, nós usá-lo para iniciar o estudo para que possamos também estudar o início do movimento após um estímulo impulso quebrar. O ensaio pode, no entanto, ser feito sem um pulso de ar desde parâmetros de ...

<table><tbody><tr><td>Square Chamber</td><td>Tool</td><td>Machine Shop</td><td>N/A</td><td>Design from Wolf &lt;em&gt;et al.&lt;/em&gt; 2002&lt;sup&gt;1&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Digital Camera</td><td>Camera</td><td>Sharp</td><td>ViewcamZ VL-23</td><td></td></tr><tr><td>Flowmeter</td><td>Tool</td><td>Cole-Parmer</td><td>SY-32003-12</td><td></td></tr><tr><td>Light Box</td><td>Tool</td><td>DNASTAR</td><td>Seq-Easy</td><td></td></tr><tr><td>Charcoal Filter</td><td>Tool</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-744-37</td><td></td></tr><tr><td>DIAS 3.2</td><td>Software</td><td>Soll technologies</td><td>N/A</td><td>www.solltechnologies.com</td></tr></tbody></table>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

Moscas fornecer um importante modelo para estudar o comportamento complexo devido à multiplicidade de ferramentas genéticas disponíveis para pesquisadores da área. Estudar o comportamento locomotor em<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Depende da capacidade de ser capaz de quantificar as mudanças no movimento durante ou em resposta a uma dada tarefa. Por esta razão, uma de alta resolução sistema de monitoramento de vídeo, como a que descrevemos neste artigo, é uma valiosa ferramenta para medir locomoção em tempo real. Nosso protocolo envolve o uso de um pulso de ar inicial para quebrar o ímpeto moscas, seguido por um período de filmagem trigésimo segundo em uma câmara quadrados. Um programa de rastreamento é então usado para calcular a velocidade instantânea de cada voar dentro da câmara em incrementos de 10 ms. Software de análise, em seguida, compila estes dados, e saídas de uma variedade de parâmetros como velocidade média, velocidade máxima, tempo gasto em movimento, aceleração, etc Este protocolo irá discutir alimentação adequada e manejo de moscas para tarefas comportamentais, manuseio voa sem anestesiados ou imobilização , a criação de um ambiente controlado, e correndo o ensaio do início ao fim.

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High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

O estudo do comportamento locomotor complexos em<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Depende da capacidade de quantificar as mudanças no movimento de uma mosca dado. Este artigo demonstra como fazer isso usando um sistema de rastreamento de alta resolução.

De alta resolução de vídeo de Rastreamento Locomotion em Adult Drosophila melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K visualizações.  Brandeis. O estudo do comportamento locomotor complexos em Drosophila melanogaster Depende da capacidade de quantificar as mudanças no movimento de uma mosca dado. Este artigo demonstra como fazer isso usando um sistema de rastreamento de alta resolução.

Vídeo: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila larvae, and fish, which all engage in undulatory movements (like crawling or swimming) as their primary mode of locomotion. However, a more sophisticated understanding of the individual motor neuron (MN) specification&#8212;at least in terms of informing disease therapies&#8212;demands an equally tractable system that better models the complex appendage-based locomotion schemes of vertebrates. The adult Drosophila locomotor system in charge of walking meets all of these criteria with ease, since in this model it is possible to study the specification of a small number of easily distinguished leg MNs (approximately 50 MNs per leg) both using a vast array of powerful genetic tools, and in the physiological context of an appendage-based locomotion scheme. Here we describe a protocol to visualize the leg muscle innervation in an adult fly.

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Here we describe a protocol to visualize the axonal targeting with a florescent protein in adult legs of Drosophila by fixation, mounting, imaging, and post-imaging steps.

Visualizar Drosophila perna neurônio Motor axônios através da cutícula adulto

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila ...

Biologia do Desenvolvimento

Fully Automated Leg Tracking in Freely Moving Insects using Feature Learning Leg Segmentation and Tracking (FLLIT)

The Drosophila model has been invaluable for the study of neurological function and for understanding the molecular and cellular mechanisms that underlie neurodegeneration. While fly techniques for the manipulation and study of neuronal subsets have grown increasingly sophisticated, the richness of the resultant behavioral phenotypes has not been captured at a similar detail. To be able to study subtle fly leg movements for comparison amongst mutants requires the ability to automatically measure and quantify high-speed and rapid leg movements. Hence, we developed a machine-learning algorithm for automated leg claw tracking in freely walking flies, Feature Learning-based Limb segmentation and Tracking (FLLIT). Unlike most deep learning methods, FLLIT is fully automated and generates its own training sets without a need for user annotation, using morphological parameters built into the learning algorithm. This article describes an in depth protocol for carrying out gait analysis using FLLIT. It details the procedures for camera setup, arena construction, video recording, leg segmentation and leg claw tracking. It also gives an overview of the data produced by FLLIT, which includes raw tracked body and leg positions in every video frame, 20 gait parameters, 5 plots and a tracked video. To demonstrate the use of FLLIT, we quantify relevant diseased gait parameters in a fly model of Spinocerebellar ataxia 3.

Fully Automated Leg Tracking in Freely Moving Insects using Feature Learning Leg Segmentation and Tracking FLLIT

We describe detailed protocols for using FLLIT, a fully automated machine learning method for leg claw movement tracking in freely moving Drosophila melanogaster and other insects. These protocols can be used to quantitatively measure subtle walking gait movements in wild type flies, mutant flies and fly models of neurodegeneration.

Rastreamento de pernas totalmente automatizado em insetos em movimento livre usando segmentação e rastreamento de pernas de aprendizagem de recursos (FLLIT)

The Drosophila model has been invaluable for the study of neurological function and for understanding the molecular and cellular mechanisms that underlie ...

Comportamento

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Um sistema de imagem de alta definição ajustável para estudos comportamentais de adultos drosophila

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinação da atividade locomotora espontânea em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Neurociência

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While these systems can provide a wealth of behavioral information, the cost and complexity of these systems can be prohibitive for many labs. We have developed a low-cost assay for measuring locomotive behavior and seizure movement in D. melanogaster. The system uses a web-cam to capture images that can be processed using a combination of inexpensive and free software to track the distance moved, the average velocity of movement and the duration of movement during a specified time-span. To demonstrate the utility of this system, we examined a group of D. melanogaster mutants, the Bang-sensitive (BS) paralytics, which are 3-10 times more susceptible to seizure-like activity (SLA) than wild type flies. Using this novel system, we were able to detect that the BS mutant bang senseless (bss) exhibits lower levels of exploratory locomotion in a novel environment than wild type flies. In addition, the system was used to identify that the drug metformin, which is commonly used to treat type II diabetes, reduces the intensity of SLA in the BS mutants.

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Using a webcam and a combination of free and inexpensive software programs, locomotive patterns in Drosophila melanogaster can be analyzed to detect differences in the speed, distance, and time of various motor activities.

Um método de baixo custo para análise de Apreensão-como atividade e movimento em<em&gt; Drosophila</em

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A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

Uma técnica simples para avaliar a atividade locomotora em Drosophila

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Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of the nervous system often produce viable larvae and adults that have locomotion defective phenotypes that are difficult to adequately describe with text or completely represent with a single photographic image. Current modes of scientific publishing, however, support the submission of digital video media as supplemental material to accompany a manuscript. Here we describe a simple and widely accessible microscopy technique for acquiring high-quality digital video of both Drosophila larval and adult phenotypes from a lateral perspective. Video of larval and adult locomotion from a side-view is advantageous because it allows the observation and analysis of subtle distinctions and variations in aberrant locomotive behaviors. We have successfully used the technique to visualize and quantify aberrant crawling behaviors in third instar larvae, in addition to adult mutant phenotypes and behaviors including grooming.

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Here we describe a simple and widely accessible microscopy technique to acquire high-quality digital video of Drosophila adult and larval mutant phenotypes from a lateral perspective.

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Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

De alta resolução Quantificação do Comportamento Odor-guiada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Usando a<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

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<meta charset="utf8"></head><body>Imagem ao vivo estendida da morfogênese da perna de pupa de Drosophila sem pupúrio

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Descobrindo estruturas epiteliais dinâmicas durante o desenvolvimento de Drosophila

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

Imagem ao vivo de longo prazo do desenvolvimento da perna de pupa de Drosophila após a remoção do pupário

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

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