העבודה מומן על ידי מענק מהמכון לרפואה Translational ותרופות, וכן להעניק הכשרה מהמכון לרפואה הנדסה (T32HL007954) באוניברסיטת פנסילבניה, ל &#39;מרלן כהן וג&#39;רום ח Fleisch Scholar גרנט ב אוניברסיטת קונטיקט המרכז לבריאות (LHS) ו - NS-NIH 029331 (FAW).

1. הכנת ציוד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגבו את מסגרת משאבת stereotaxic עם אתנול 75% כדי לצמצם זיהום חיידקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מחט מזרק המילטון סיליקה התמזגו. הערה: אם עיקור כימי משמש, הקפידו לשטוף מספר פעמים במים סטריליים לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב פני השטח של נייר שעווה פרפין עם אתנול 75% ולאפשר לו להתייבש. </li></ol> 2. הכנת עכבר להזרקה הערה: יש עכברים נמסר מתקן בעל החיים שלכם לפחות 7 ימים לפני הניתוח כדי לאפשר להם להסתגל לסביבה החדשה להפחית את הלחץ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכבר על הבסיס טרום ניתוחית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשרות הרדמה עם חמצן 30%, תחמוצת החנקן ב -70%, ו -4% עד Isoflurane מגיב לצבוט זנב </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק עכבר עם עצירות 0.1mg/kg intraperitoneally על כאבים שלאחר הניתוח </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גילוח הקרקפת </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעיל עם עיניים סטריליות וזלין </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הקרקפת בבטאדין x 3 מגבונים, אז לאפשר קרקפת יבש </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא 1 חתך קו האמצע ס&quot;מ sagittal של הקרקפת בעזרת איזמל ניתוחים סטרילי הערה: חתך נדיב יאפשר חשיפה מלאה של ציוני דרך הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבי 1 ס&quot;מ על פני הגחון של הזנב מתחיל 1 ס&quot;מ מבסיס ולהכין בבטאדין x 3 מגבונים </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום העכבר על מסגרת stereotaxic הערה: חשוב לוודא עכבר מאובטח בתוך מסגרת עם משטח מקביל הגולגולת עם בסיס הפריים, עם חשיפה מצוינת גבחת לפחות 3 מ&quot;מ מימין גבחת. </li></ol> 3. דימום intracerebral ניתוח הערות: במהלך הניתוח כולו העכבר הוא הרדים עם חמצן 30%, תחמוצת החנקן ב -70%, ו -% 1-3 Isoflurane, שמרו ברציפות ב 37 ± 0.5 מעלות צלזיוס באמצעות thermistor שבשליטת כרית חימום פיקוח על ידי מדחום רקטלי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מחט סטרילית 27 גרם על מזרק 1 סמ&quot;ק על מסגרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם זרוע stereotaxic עד מחט בדיוק מעל גבחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את הזרוע כך מחט זה ב 2.5 מ&quot;מ לרוחב גבחת התחתון אל פני השטח של הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לסובב ידנית מזרק לעשות חור בר על פני הגולגולת תוך יישום תנועה כלפי מטה עדין של טיפול מסגרת נטילת לא לגמרי לחרר הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר חור המחט בר להשלים באופן ידני עם מזרק / מחט הערה: השלמת חור בר ביד המאפשר הכרה מיידית כאשר יש לך מחורר את השולחן הפנימי של הגולגולת ממזער את הסיכון של בשוגג דוחפים מחט לתוך המוח parenchyma. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך רוחבי על פני השטח הגחון של הזנב באמצעות להב כירורגי סטרילי ומאפשרים 2-3 טיפות גדולות של דם עורקי ליפול על נייר שעווה פרפין. ואז מהר לעצור את הדימום עם לחץ באמצעות גזה סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משיכה 17 μL דם לתוך המזרק המילטון מזרק מקום על המשאבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם זרוע stereotaxic לנקודה 5 ° מדיאלית ביחס לציר האנכי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות להתאים זרוע stereotaxic כך קצה המחט היא מעל החור בר בגולגולת ואז נמוך יותר 3.5 מ&quot;מ מחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 2 דקות ואז למשוך את מחט 0.5 מ&quot;מ (כך טיפ כי הוא עמוק 3 מ&quot;מ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המתן 5 דקות, כדי לאפשר למוח מחדש להרחיב סביב המחט ולמזער את הסיכון של דם refluxing את מסלול החדרת המחט במהלך ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 1 דם μL / דקה עבור μL 7.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המתן 5 דקות כדי לאפשר קרישת דם ראשוני עבור משמרות רקמות להתרחש כדי למזער עליות בלחץ תוך גולגולתי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק את μL הנותרים 7.5 ב μL 1 / דקה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר מחט להישאר במקום במשך 25 דקות על מנת לאפשר קרישת דם הערה: אי להמתין קרישת הדם יביא דם refluxing את אתר הכנסת מחט כאשר משיכת המחט </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט למשוך את המחט מיד לשטוף עם מים חמים כדי למנוע כל הדם שיורית המחט של קרישת להבטיח reusability של מחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את העכבר מהמסגרת ולסגור את הזנב חתכים בקרקפת עם דבק רפואי וטרינרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בטל הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר עכבר להתעורר בעת היותו חימם ברציפות עם גישה חופשית לחלח מזון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור העכבר לכלוב עם להמלטה כאשר ער לחלוטין. המקום המזון גלולה רטוב על רצפת הכלוב כדי לעזור חיות גישה למזון. </li></ol> 4. נציג התוצאות: <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig1.jpg" alt="איור 1"/> באיור 1. סעיף העטרה של המוח עכבר 15 דקות לאחר הניתוח ICH. מיד לאחר להקריב את המוח נבדק להצלחה ICH מבוסס על בדיקה ברוטו של קטע העטרה באתר החדרת המחט. דימומים כי איתר לבסיס המוח, את המסלול מחט בעבר כפיס המוח, או לתוך החדרים נחשבו מוצלחים וכי עכבר חוסל מן מנתח הכל. בסך הכל ICH succeשיעורי ss היו 75-85% ב 50 עכברים עם תמותה 0%. <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2. בדיקות צילינדר מדגים hemiparesis שמאל לאחר ICH זכות הגרעינים הבזליים. (א) העכבר מדגם האחורי לאחר הניתוח ICH. הערה המיקום של forelimb רק זכות על הקיר של הגליל לאחר ICH שמאל הגרעינים הבזליים. (ב) גרף של בדיקות צילינדר 1 תוצאות מקבוצה של עכברים לאחר ניתוח ICH (n = 5) לעומת דמה (n = 4). עכברים שאם היו כל נהלים למעט הזרקת דם (מחט היה מוכנס לתוך המוח). עכבר כל הוצב גליל 12 ס&quot;מ זכוכית שקופה בקוטר נצפו במשך 20 מתנשא. המיקום הראשוני של forelimbs על הקיר של הגליל קלע לכל האחורי. תנועות עוקבות (כגון חקירה לרוחב) לא דורגו עד חזר העכבר אל הקרקע האחורי הבא הבקיע. המדד צדדים היה מחושב (# מיקומים forelimb ימין בצד של גליל - שמאל # מיקומים forelimb) / (# ימין + שמאל + # # שניהם), שבו 0 הצביעו על העדפה forelimb ו 1 הצביעו רק forelimb ימין היה בשימוש .

<ol>
	<li>Hua, Y., Schallert, T., Keep, R. F., Wu, J., Hoff, J. T., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+Tests+After+Intracerebral+Hemorrhage+in+the+Rat.">Behavioral Tests After Intracerebral Hemorrhage in the Rat.</a> Stroke. 33, 2478-2484 (2002).</li><li>James, M., Warner, D., Laskowitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preclinical+Models+of+Intracerebral+Hemorrhage:+A+Translational+Perspective.">Preclinical Models of Intracerebral Hemorrhage: A Translational Perspective.</a> Neurocritical Care. 9, 139-152 (2008).</li><li>Foerch, C., Arai, K., Jin, G., Park, K. -. P., Pallast, S., van Leyen, K., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+Model+of+Warfarin-Associated+Intracerebral+Hemorrhage.">Experimental Model of Warfarin-Associated Intracerebral Hemorrhage.</a> Stroke. 39, 3397-3404 (2008).</li><li>Nakamura, T., Xi, G., Hua, Y., Schallert, T., Hoff, J. T., Keep, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebral+hemorrhage+in+mice:+model+characterization+and+application+for+genetically+modified+mice.">Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 487-494 (2004).</li><li>Rynkowski, M. A., Kim, G. H., Komotar, R. J., Otten, M. L., Ducruet, A. F., Zacharia, B. E., Kellner, C. P., Hahn, D. K., Merkow, M. B., Garrett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+autologous+blood+infusion.">A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion.</a> Nat. Protocols. 3, 122-128 (2008).</li><li>Wang, J., Fields, J., Dor&#233;, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+an+improved+preclinical+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+double+infusion+of+autologous+whole+blood.">The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood.</a> Brain Research. 1222, 214-221 (2008).</li><li>Zhao, X., Sun, G., Zhang, J., Strong, R., Song, W., Gonzales, N., Grotta, J. C., Aronowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematoma+resolution+as+a+target+for+intracerebral+hemorrhage+treatment:+Role+for+peroxisome+proliferator-activated+receptor+&#947;+in+microglia/macrophages.">Hematoma resolution as a target for intracerebral hemorrhage treatment: Role for peroxisome proliferator-activated receptor &#947; in microglia/macrophages.</a> Annals of Neurology. 61, 352-362 (2007).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

מודל זה כירורגית של דימום intracerebral בעכברים באמצעות עצמיים עורק זנב תוצאות דם מודל לשחזור של דימום ספונטני הגרעינים הבזליים. מודל ICH בעכברים מציע את היתרון של הזמינות של חיות טרנסגניות לחקור פתופיזיולוגיה, אולם גודלם הקטן גורם נהלים נוירוכירורגיים קשה יותר מבחינה טכנ?...

מסגרת Stereotaxic לניתוחי מוח העכבר (Stoelting, 51925) Microinfusion המשאבה ואת המעבד (UMP-3 ו Micro4, מכשירים Precision העולם, סרסוטה, פלורידה) עכבר חם (Stoelting, 50300) עכבר הרדמה שאיפת (Braintree Scientific, EZ-AF9000) 25 μL gastight בורוסיליקט המילטון המזרק עם הבוכנה מצופה ולא מחט (חברת המילטון, רינו, NV, מזרק 1702RN: 765,401, טבעת חזוק: 30949, spacer: 30,946) מחט סיליקה התמזגו לחתוך באורך 2 ס&quot;מ (המילטון, 17739) * הערה המילטון מזרק מחט סיליקה התמזגו ניתן לעשות בה שימוש חוזר עבור ניתוחים רבים אם מעוקרים לפני הניתוח כל אחד. חומרים אלה חיוניים כדי למנוע קרישת הדם. כפפות מנתחים סטרילית שמלת כירורגי, מצנפת מסכה בבטאדין 75% אתנול מחט סטרילית 27 גרם (שימוש יחיד) מזרק סטרילי 1 סמ&quot;ק (שימוש יחיד) להב כירורגי סטרילי Cidex מים סטריליים עצירות ו isoflurane גזה סטרילית שעוות פרפין נייר משבצות דבק רפואי וטרינרי (Vetbond, 3M, סנט פול, מינסוטה)

autologous blood injection to model spontaneous intracerebral hemorrhage in mice

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model. While ICH
accounts for 10-15% of all strokes, there remains no specific
effective therapy. The autologous blood injection model in mice
involves the stereotaxic injection of arterial blood into the basal
ganglia mimicking a spontaneous hypertensive hemorrhage in man. The
response to hemorrhage can then be studied in vivo and the
neurobehavioral deficits quantified, allowing for description of the
ensuing pathology and the testing of potential therapeutic agents. The
procedure described in this protocol uses the double injection
technique to minimize risk of blood reflux up the needle track, no
anticoagulants in the pumping system, and eliminates all dead space
and expandable tubing in the system.

Watch this Scientific Journal Video about Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice at JoVE.com

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

הדם עצמיים הזרקה מודל של דימום intracerebral בעכברים המתואר פרוטוקול זה משתמש בטכניקת הזרקה כפולה כדי למזער את הסיכון של ריפלוקס הדם במעלה השביל מחט, אין תרופות נגד קרישת דם במערכת שאיבה, ומונע כל שטח מת צינורות להרחבה במערכת.

הזרקת דם עצמיים על דגם דימום intracerebral ספונטנית עכברים

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model.  While ICH
accounts for 10-15% ...

autologous-blood-injection-to-model-spontaneous-intracerebral

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.6K Views.  University of Connecticut Health Center. הדם עצמיים הזרקה מודל של דימום intracerebral בעכברים המתואר פרוטוקול זה משתמש בטכניקת הזרקה כפולה כדי למזער את הסיכון של ריפלוקס הדם במעלה השביל מחט, אין תרופות נגד קרישת דם במערכת שאיבה, ומונע כל שטח מת צינורות להרחבה במערכת.

Video: Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

Methods to Characterize Spontaneous and Startle-induced Locomotion in a Rotenone-induced Parkinson's Disease Model of Drosophila

Parkinson&#8217;s disease is a neurodegenerative disorder that results from the degeneration of dopaminergic neurons in the central nervous system, primarily in the substantia nigra. The disease causes motor deficiencies, which present as rigidity, tremors and dementia in humans. Rotenone is an insecticide that causes oxidative damage by inhibiting the function of the electron transport chain in mitochondria. It is also used to model Parkinson&#8217;s disease in the Drosophila. Flies have an inherent negative geotactic response, which compels them to climb upwards upon being startled. It has been established that rotenone causes early mortality and locomotion defects that disrupt the flies&#8217; ability to climb after they have been tapped downwards. However, the effect of rotenone on spontaneous movement is not well documented. This study outlines two sensitive, reproducible, and high throughput assays to characterize rotenone-induced deficiencies in short-term startle-induced locomotion and long-term spontaneous locomotion in Drosophila. These assays can be conveniently adapted to characterize other Drosophila models of locomotion defects and efficacy of therapeutic agents.

Methods to Characterize Spontaneous and Startle-induced Locomotion in a Rotenone-induced Parkinson&#039;s Disease Model of Drosophila

Parkinson&#8217;s disease is a neurodegenerative disorder that results from the degeneration of dopaminergic neurons in the central nervous system, causing locomotion defects. Rotenone models Parkinson&#8217;s disease in Drosophila. This paper outlines two assays that characterize both spontaneous and startle-induced locomotion deficiencies caused by rotenone.

שיטות כדי לאפיין ספונטניות ומושרות רתיעת תנועה במודל של מחלת פרקינסון מושרה Rotenone של<em&gt; דרוזופילה</em

Parkinson&#8217;s disease is a neurodegenerative disorder that results from the degeneration of dopaminergic neurons in the central nervous system, ...

Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult

The Zika virus (ZIKV) is a flavivirus currently endemic in North, Central, and South America. It is now established that the ZIKV can cause microcephaly and additional brain abnormalities. However, the mechanism underlying the pathogenesis of ZIKV in the developing brain remains unclear. Intracerebral surgical methods are frequently used in neuroscience research to address questions about both normal and abnormal brain development and brain function. This protocol utilizes classical surgical techniques and describes methods that allow one to model ZIKV-associated human neurological disease in the mouse nervous system. While direct brain inoculation does not model the normal mode of virus transmission, the method allows investigators to ask targeted questions concerning the consequence after ZIKV infection of the developing brain. This protocol describes embryonic, neonatal, and adult stages of intraventricular inoculation of ZIKV. Once mastered, this method can become a straightforward and reproducible technique that only takes a few hours to perform.

Here we describe a method for establishing a model of Zika virus-induced microcephaly in mouse. This protocol includes methods for embryonic, neonatal, and adult-stage intracerebral inoculation of the Zika virus.

יצירת מודלים העכבר עבור וירוס Zika-induced הפרעות נוירולוגיות באמצעות הזרקת גרם אסטרטגיות: עובריים Neonatal, למבוגרים

The Zika virus (ZIKV) is a flavivirus currently endemic in North, Central, and South America. It is now established that the ZIKV can cause microcephaly ...

Rat Model of Widespread Cerebral Cortical Demyelination Induced by an Intracerebral Injection of Pro-Inflammatory Cytokines

Multiple sclerosis (MS) is the most common immune-mediated disease of the central nervous system (CNS) and progressively leads to physical disability and death, caused by white matter lesions in the spinal cord and cerebellum, as well as by demyelination in grey matter. Whilst conventional models of experimental allergic encephalomyelitis are suitable for the investigation of the cell-mediated inflammation in the spinal and cerebellar white matter, they fail to address grey matter pathologies. Here, we present the experimental protocol for a novel rat model of cortical demyelination allowing the investigation of the pathological and molecular mechanisms leading to cortical lesions. The demyelination is induced by an immunization with low-dose myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG) in an incomplete Freund&#39;s adjuvant followed by a catheter-mediated intracerebral delivery of pro-inflammatory cytokines. The catheter, moreover, enables multiple rounds of demyelination without causing injection-induced trauma, as well as the intracerebral delivery of potential therapeutic drugs undergoing a preclinical investigation. The method is also ethically favorable as animal pain and distress or disability are controlled and relatively minimal. The expected timeframe for the implementation of the entire protocol is around 8 - 10 weeks.

The protocol presented here allows the reproduction of a widespread grey matter demyelination of both cortical hemispheres in adult male Dark Agouti rats. The method comprises of intracerebral implantation of a catheter, subclinical immunization against myelin oligodendrocyte glycoprotein, and intracerebral injection of a pro-inflammatory cytokine mixture through the implanted catheter.

מודל חולדה של דמיאלינציה קליפת המוח הנרחבת הנגרמת על ידי הזרקה תוך מוחית של ציטוקינים פרו דלקתיים

Multiple sclerosis (MS) is the most common immune-mediated disease of the central nervous system (CNS) and progressively leads to physical disability and ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

שיטה הנפחי עבור כימות Vasospasm המוחית במודל מאתר של דימום תת-עכבישי

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Minimally Invasive Endoscopic Intracerebral Hemorrhage Evacuation

Intracerebral hemorrhage (ICH) is a subtype of stroke with high mortality and poor functional outcomes, largely because there are no evidence-based treatment options for this devastating disease process. In the past decade, a number of minimally invasive surgeries have emerged to address this issue, one of which is endoscopic evacuation. Stereotactic ICH Underwater Blood Aspiration (SCUBA) is a novel endoscopic evacuation technique performed in a fluid-filled cavity using an aspiration system to provide an additional degree of freedom during the procedure. The SCUBA procedure utilizes a suction device, endoscope, and sheath and is divided into two phases. The first phase involves maximal aspiration and minimal irrigation to decrease clot burden. The second phase involves increasing irrigation for visibility, decreasing aspiration strength for targeted aspiration without disturbing the cavity wall, and cauterizing any bleeding vessels. Using the endoscope and aspiration wand, this technique aims to maximize hematoma evacuation while minimizing collateral damage to the surrounding brain. Advantages of the SCUBA technique include the use of a low-profile endoscopic sheath minimizing brain disruption and improved visualization with a fluid-filled cavity rather than an air-filled one.

This paper details the surgical protocol for minimally invasive endoscopic intracerebral hemorrhage evacuation using the SCUBA technique.

פינוי דימום אנדוסקופי זעיר פולשני

Intracerebral hemorrhage (ICH) is a subtype of stroke with high mortality and poor functional outcomes, largely because there are no evidence-based ...

In Vivo Direct Reprogramming of Resident Glial Cells into Interneurons by Intracerebral Injection of Viral Vectors

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative cell replacement therapies while also creating tools to study cell fate in situ. To date, it has been possible to obtain neurons via in vivo reprogramming, but the precise phenotype of these neurons or how they mature has not been analyzed in detail. In this protocol, we describe a more efficient conversion and cell-specific identification of the in vivo reprogrammed neurons, using an AAV-based viral vector system. We also provide a protocol for functional assessment of the reprogrammed cells&#8217; neuronal maturation. By injecting flip-excision (FLEX) vectors, containing the reprogramming and synapsin-driven reporter genes&#160;to specific cell types in the brain that serve as the target for cell reprogramming. This technique allows for the easy identification of newly reprogrammed neurons. Results show that the obtained reprogrammed neurons functionally mature over time, receive synaptic contacts and show electrophysiological properties of different types of interneurons. Using the transcription factors Ascl1, Lmx1a and Nurr1, the majority of the reprogrammed cells have properties of fast-spiking, parvalbumin-containing interneurons.

This protocol aims at generating directly reprogrammed interneurons in vivo, using an AAV-based viral system in the brain and a FLEX synapsin-driven GFP reporter, which allows for cell identification and further analysis in vivo.

בתוך Vivo ישיר של תאים Glial תושב לתוך Interneurons על ידי הזרקת גרם של וקטורים ויראלי

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

הזרקת דם ישירה כפולה לתוך מגנה צ'יסטרנה כודל של דימום Subarachnoid

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood

We provide a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat. Rats weighing about 250 grams were used in this study. One hundred microliters of autologous blood was taken from the tail vein and stereotaxically injected into the pons. The injection process was divided into 2 steps: First, 10 &#181;L of blood was injected into a specific location, anteroposterior position (AP) -9.0 mm; lateral (Lat) 0 mm; vertical (Vert) -9.2 mm, followed by a second injection of the residual blood located at AP -9.0 mm; Lat 0 mm; Vert -9.0 mm with a 20-minute interval. The balance beam test, limb placement test, and the modified Voestch neuroscore were used to evaluate neurological function. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was used to assess the volume of hemorrhage in vivo. The symptoms of this model were in line with patients with massive pontine hemorrhage.

We present a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat via dual injection of autologous blood.

דימום פונטין מסיבי על ידי הזרקה כפולה של דם אוטולוגי

We provide a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat. Rats weighing about 250 grams were used in this study. One hundred ...

Pre-Chiasmatic, Single Injection of Autologous Blood to Induce Experimental Subarachnoid Hemorrhage in a Rat Model

Despite advances in treatment over the last decades, subarachnoid hemorrhage (SAH) continues to carry a high burden of morbidity and mortality, largely afflicting a fairly young population. Several animal models of SAH have been developed to investigate the pathophysiological mechanisms behind SAH and to test pharmacological interventions. The pre-chiasmatic, single injection model in the rat presented in this article is an experimental model of SAH with a predetermined blood volume. Briefly, the animal is anesthetized, intubated, and kept under mechanical ventilation. Temperature is regulated with a heating pad. A catheter is placed in the tail artery, enabling continuous blood pressure measurement as well as blood sampling. The atlantooccipital membrane is incised and a catheter for pressure recording is placed in the cisterna magna to enable intracerebral pressure measurement. This catheter can also be used for intrathecal therapeutic interventions. The rat is placed in a stereotaxic frame, a burr hole is drilled anteriorly to the bregma, and a catheter is inserted through the burr hole and placed just anterior to the optic chiasm. Autologous blood (0.3 mL) is withdrawn from the tail catheter and manually injected. This results in a rise of intracerebral pressure and a decrease of cerebral blood flow. The animal is kept sedated for 30 min and given subcutaneous saline and analgesics. The animal is extubated and returned to its cage. The pre-chiasmatic model has a high reproducibility rate and limited variation between animals due to the pre-determined blood volume. It mimics SAH in humans making it a relevant model for SAH research.

Subarachnoid hemorrhage continues to carry a high burden of mortality and morbidity in man. To facilitate further research into the condition and its pathophysiology, a pre-chiasmatic, single injection model is presented.

טרום כיאזמטי, הזרקה יחידה של דם אוטולוגי כדי לגרום לדימום ניסיוני subarachnoid במודל חולדה

Despite advances in treatment over the last decades, subarachnoid hemorrhage (SAH) continues to carry a high burden of morbidity and mortality, largely ...

Intracranial Pressure Monitoring In Nontraumatic Intraventricular Hemorrhage Rodent Model

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage animal models is essential. In this study, we sought out ways to measure intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during nontraumatic intraventricular hemorrhage in rats. The experimental design included three Sprague Dawley groups: sham, standard 200 &#181;l intraventricular hemorrhage, and vehicle control groups. By introducing an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor, precise intracranial pressure measurements were obtained in all groups. Cerebral perfusion pressures were calculated with the knowledge of intracranial pressure and mean arterial pressure values. As expected, the intraventricular hemorrhage and vehicle control groups both experienced a rise in the intracranial pressure and subsequent decline in cerebral perfusion pressure during intraventricular injection of autologous blood and artificial cerebrospinal fluid, respectively. The addition of an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor is beneficial in monitoring precise intracranial pressure changes.

Monitoring intracranial pressure in rodent&#160;models of nontraumatic intraventricular hemorrhage is not common in the current literature. Herein, we demonstrate a technique for measuring intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during intraventricular hemorrhage in a rat&#160;animal model.

ניטור לחץ תוך גולגולתי במודל מכרסם דימום תוך חדרי לא טראומטי

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage ...