Il lavoro è stato finanziato da una borsa di studio presso l&#39;Istituto di Medicina Traslazionale e Therapeutics, e una borsa di formazione presso l&#39;Istituto di Medicina e Ingegneria (T32HL007954) presso l&#39;Università della Pennsylvania e della Marlene L. Cohen e Jerome H. Fleisch Scholar sovvenzione al University of Connecticut Health Center (LHS) e NIH NS-029331 (FAW).

1. La preparazione delle attrezzature <ol><li> Pulire la struttura stereotassica e la pompa con il 75% di etanolo per minimizzare la contaminazione batterica. </li><li> Sterilizzare siringa Hamilton e l&#39;ago di silice fusa. Nota: Se la sterilizzazione chimica è usato, assicuratevi di risciacquare più volte in acqua sterile prima dell&#39;uso. </li><li> Pulire la superficie della carta paraffina con il 75% di etanolo e lasciare asciugare. </li></ol> 2. Preparazione del mouse per iniezione Nota: i topi hanno trasportato al vostro impianto animale almeno 7 giorni prima dell&#39;intervento per consentire loro di acclimatarsi nel nuovo ambiente e ridurre lo stress. <ol><li> Pesare mouse per pre-operatoria di base. </li><li> Indurre l&#39;anestesia con il 30% di ossigeno, il 70% di ossido di azoto, e il 4% isoflurano fino a che non risponde a pizzico coda </li><li> Iniettare mouse con buprenorfina 0.1mg/kg intraperitoneale per analgesia post-operatoria </li><li> Rasatura del cuoio capelluto </li><li> Occhi cappotto con vaselina sterile </li><li> Preparare cuoio capelluto con betadine x 3 salviette, quindi lasciare asciugare cuoio capelluto </li><li> Fare 1 incisione mediana sagittale centimetro di cuoio capelluto usando bisturi chirurgici sterili Nota: Un generoso incisione permetterà l&#39;esposizione completa dei punti di riferimento cranio. </li><li> Shave 1 cm di superficie ventrale della coda a partire dal 1 cm dalla base e preparare con betadine x 3 salviette </li><li> Posizionare il mouse sul telaio stereotassico Nota: è importante garantire il mouse sia correttamente inserita nel telaio con superficie del cranio parallelo con la base del telaio, con ottima esposizione di bregma e almeno 3 mm a destra del bregma. </li></ol> 3. Emorragia intracerebrale chirurgia Note: Durante l&#39;intervento intero il mouse è anestetizzato con il 30% di ossigeno, il 70% di ossido di azoto, e 1-3% isoflurano, continuamente mantenuto a 37 ± 0,5 ° C con un termistore controllato piastra elettrica e monitorato da termometro rettale. <ol><li> Attaccare sterile 27 ago g su 1 siringa cc sul telaio. </li><li> Regolare il braccio fino a quando l&#39;ago stereotassica è esattamente sopra bregma. </li><li> Regolare il braccio in modo che l&#39;ago è a 2,5 millimetri di bregma laterale e inferiore alla superficie del cranio. </li><li> Ruotare manualmente siringa per fare buca bava sulla superficie del cranio durante l&#39;applicazione dolce movimento verso il basso del quadro facendo attenzione a non forare completamente cranio. </li><li> Rimuovere l&#39;ago e completo buco radica manualmente con siringa / ago Nota: Completare il buco bava a mano consente l&#39;immediato riconoscimento quando si ha perforato la tabella interna del cranio e minimizza il rischio di spingere inavvertitamente ago nel parenchima cerebrale. </li><li> Fai incisione trasversale sulla superficie ventrale della coda con lama chirurgica sterile e lasciare 2-3 gocce di sangue arterioso per cadere su carta paraffina. Poi rapidamente arrestare le emorragie con la pressione con garza sterile. </li><li> Prelevare 17 microlitri di sangue nella siringa Hamilton e siringa posto sulla pompa. </li><li> Regolare il braccio stereotassica al punto 5 ° medialmente rispetto all&#39;asse verticale. </li><li> Regolare con cura braccio stereotassica in modo che punta dell&#39;ago è sopra il foro nel cranio bave e quindi abbassare l&#39;ago da 3,5 mm. </li><li> Attendere 2 minuti e poi ritirare il 0,5 millimetri ago (in modo che punta è di 3 mm di profondità) </li><li> Attendere 5 minuti per permettere al cervello di ri-espandersi intorno all&#39;ago e minimizzare il rischio di reflusso di sangue la traccia inserimento dell&#39;ago durante l&#39;iniezione. </li><li> Iniettare sangue 1 ml / minuto per 7,5 microlitri. </li><li> Attendere 5 minuti per consentire iniziale coagulazione del sangue e per i turni di tessuto che si verifichi per ridurre al minimo innalzamento della pressione intracranica. </li><li> Iniettare il restante 7,5 microlitri di 1 ml / minuto </li><li> Lasciare l&#39;ago di rimanere in posizione per 25 minuti per consentire la coagulazione del sangue Nota: non aspettate la coagulazione del sangue si tradurrà nel sangue refluisce il sito di inserimento dell&#39;ago quando ritirare l&#39;ago </li><li> Estrarre lentamente l&#39;ago e subito risciacquare con acqua calda per evitare residui di sangue l&#39;ago dalla coagulazione e garantire riutilizzo di aghi. </li><li> Rimuovere il mouse dal telaio e chiudere la coda e incisioni cuoio capelluto con colla chirurgica veterinaria. </li><li> Spegnere l&#39;anestesia. </li><li> Permettono di mouse per risvegliare pur essendo continuamente riscaldato con accesso gratuito al cibo umido. </li><li> Ritorna mouse per gabbia con fratellini quando è completamente sveglio. Luogo umido cibo precipitato sul fondo della gabbia per aiutare gli animali in accesso al cibo. </li></ol> 4. Rappresentante dei risultati: <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Sezione coronale di cervello di topo 15 minuti dopo l&#39;intervento chirurgico ICH. Immediatamente dopo il sacrificio del cervello è stato ispezionato per il successo ICH sulla base di un&#39;ispezione lorda di una sezione coronale nel punto di inserimento dell&#39;ago. Emorragie che rintracciato alla base del cervello, il percorso dell&#39;ago passato il corpo calloso, o nei ventricoli sono state ritenute successo e che il mouse è stato eliminato da tutte le analisi. Nel complesso ICH succetassi ss erano il 75-85% in 50 topi con 0% di mortalità. <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig2.jpg" alt="Figura 2"/> Test Figura 2. Cilindro dimostra emiparesi destra a sinistra dopo emorragia intracerebrale gangli della base. (A) topo posteriore del campione dopo l&#39;intervento chirurgico ICH. Nota la posizione del solo dell&#39;arto anteriore destro sulla parete del cilindro dopo sinistra ICH gangli della base. (B) Grafico di test cilindro 1 risultati di coorte di topi dopo ICH chirurgia (n = 5) rispetto alla farsa (n = 4). Topi Sham aveva tutte le procedure ad eccezione di iniezione del sangue (l&#39;ago è stato inserito nel cervello). Ogni mouse è stato posto in un cilindro di 12 cm di diametro in vetro chiaro e osservati per 20 posteriori. Il posizionamento iniziale degli arti anteriori sulla parete del cilindro è stato segnato al posteriore. Movimenti successivi (come l&#39;esplorazione laterale) non sono stati segnati con il mouse fino a quando tornò a terra e la parte posteriore prossimo segnato. L&#39;indice di lateralità è stato calcolato come (# tirocini zampa anteriore destra sul lato del cilindro - # sinistra tirocini forelimb) / (+ # # destra sinistra + # entrambi), dove 0 non hanno indicato alcuna preferenza zampa anteriore e 1 indicata solo la zampa anteriore destra è stata utilizzata .

<ol>
	<li>Hua, Y., Schallert, T., Keep, R. F., Wu, J., Hoff, J. T., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+Tests+After+Intracerebral+Hemorrhage+in+the+Rat.">Behavioral Tests After Intracerebral Hemorrhage in the Rat.</a> Stroke. 33, 2478-2484 (2002).</li><li>James, M., Warner, D., Laskowitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preclinical+Models+of+Intracerebral+Hemorrhage:+A+Translational+Perspective.">Preclinical Models of Intracerebral Hemorrhage: A Translational Perspective.</a> Neurocritical Care. 9, 139-152 (2008).</li><li>Foerch, C., Arai, K., Jin, G., Park, K. -. P., Pallast, S., van Leyen, K., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+Model+of+Warfarin-Associated+Intracerebral+Hemorrhage.">Experimental Model of Warfarin-Associated Intracerebral Hemorrhage.</a> Stroke. 39, 3397-3404 (2008).</li><li>Nakamura, T., Xi, G., Hua, Y., Schallert, T., Hoff, J. T., Keep, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebral+hemorrhage+in+mice:+model+characterization+and+application+for+genetically+modified+mice.">Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 487-494 (2004).</li><li>Rynkowski, M. A., Kim, G. H., Komotar, R. J., Otten, M. L., Ducruet, A. F., Zacharia, B. E., Kellner, C. P., Hahn, D. K., Merkow, M. B., Garrett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+autologous+blood+infusion.">A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion.</a> Nat. Protocols. 3, 122-128 (2008).</li><li>Wang, J., Fields, J., Dor&#233;, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+an+improved+preclinical+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+double+infusion+of+autologous+whole+blood.">The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood.</a> Brain Research. 1222, 214-221 (2008).</li><li>Zhao, X., Sun, G., Zhang, J., Strong, R., Song, W., Gonzales, N., Grotta, J. C., Aronowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematoma+resolution+as+a+target+for+intracerebral+hemorrhage+treatment:+Role+for+peroxisome+proliferator-activated+receptor+&#947;+in+microglia/macrophages.">Hematoma resolution as a target for intracerebral hemorrhage treatment: Role for peroxisome proliferator-activated receptor &#947; in microglia/macrophages.</a> Annals of Neurology. 61, 352-362 (2007).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Questo modello chirurgico dell&#39;emorragia intracerebrale in topi con la coda risultati autologo del sangue dell&#39;arteria in un modello riproducibile di emorragia spontanea gangli della base. Un modello ICH nei topi offre il vantaggio della disponibilità di animali transgenici per studiare fisiopatologia, tuttavia, la loro piccola dimensione rende le procedure neurochirurgiche più tecnicamente difficile che in animali più grandi. Il modello di collagenasi e l&#39;iniezione di sangue ...

Telaio per neurochirurgia stereotassica mouse (Stoelting, 51925) Microinfusion pompa e processore (UMP-3 e Micro4, strumenti di precisione mondiale, Sarasota, FL) Il mouse più caldo (Stoelting, 50300) Topo anestesia per inalazione (Braintree scientifico, EZ-AF9000) 25 microlitri tenuta di gas borosilicato siringa Hamilton con pistone patinata e senza ago (Società Hamilton, Reno, NV, siringa 1702RN: 765401, ghiera: 30949, spacer: 30946) ago silice fusa tagliato a 2 cm di lunghezza (Hamilton, 17739) * Nota Hamilton siringa e l&#39;ago di silice fusa possono essere riutilizzati per interventi chirurgici multipli se sterilizzato prima di ogni intervento chirurgico. Questi materiali sono cruciali per evitare la coagulazione del sangue. Guanti chirurgici sterili Camice chirurgico, cofano e mascherina Betadine 75% di etanolo 27 g ago sterile (uso singola) 1 siringa sterile cc (uso singola) sterili lama chirurgica Cidex acqua sterile buprenorfina e isoflurano garza sterile paraffina carta piazze Colla chirurgica veterinaria (Vetbond, 3M, St. Paul, MN)

autologous blood injection to model spontaneous intracerebral hemorrhage in mice

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model. While ICH
accounts for 10-15% of all strokes, there remains no specific
effective therapy. The autologous blood injection model in mice
involves the stereotaxic injection of arterial blood into the basal
ganglia mimicking a spontaneous hypertensive hemorrhage in man. The
response to hemorrhage can then be studied in vivo and the
neurobehavioral deficits quantified, allowing for description of the
ensuing pathology and the testing of potential therapeutic agents. The
procedure described in this protocol uses the double injection
technique to minimize risk of blood reflux up the needle track, no
anticoagulants in the pumping system, and eliminates all dead space
and expandable tubing in the system.

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Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

L&#39;iniezione di sangue autologo modello di emorragia intracerebrale in topi descritti in questo protocollo utilizza la tecnica di iniezione doppio per minimizzare il rischio di reflusso del sangue il percorso dell&#39;ago, non anticoagulanti nel sistema di pompaggio, ed elimina tutto lo spazio morto e tubi espandibili nel sistema.

Iniezione di sangue autologo Modello spontanea emorragia intracerebrale in topi

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model.  While ICH
accounts for 10-15% ...

autologous-blood-injection-to-model-spontaneous-intracerebral

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.6K Views.  University of Connecticut Health Center. L'iniezione di sangue autologo modello di emorragia intracerebrale in topi descritti in questo protocollo utilizza la tecnica di iniezione doppio per minimizzare il rischio di reflusso del sangue il percorso dell'ago, non anticoagulanti nel sistema di pompaggio, ed elimina tutto lo spazio morto e tubi espandibili nel sistema.