אנו מודים לקרן החיים, אוניברסיטת אוקלהומה תוכנית הזדמנויות מחקר לתואר ראשון, ואת המחלקה לזואולוגיה למימון עבודה זו. כמו כן, אנו מבקשים להודות לד&quot;ר Hoefnagels מריאל לעזרה העריכה.

1. טרום הקלטה, בעלי חיים הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את העקרב מהצנצנת הבית שלה יש להניח אותו במיכל מקורר מראש כוס; הבא, במקום את הצנצנת המכילה את העקרב לסביבה הקפאה (-5 מעלות צלזיוס) למשך תקופה מינימלית של שתי דקות. זמן זה עשוי להשתנות על פי גיל, גודל, מינים, וכו &#39;של העקרב ספציפי תחת מחקר. אבל בדרך כלל, שלב הסביבה הקפאת השלמת פעם החיה היא תנועה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי שתי דקות, להסיר את העקרב משותקת ממכל זכוכית קר, למקם אותו בצד הגחון על שקופיות מיקרוסקופ. אבטח את העוקץ, זנב, רגליים, pedipalps עם חימר moldable (על בסיס שמן, ואן Aken Plastalina). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את פלטפורמה שעליה לשים pectines של עקרב. התאם את אורך ורוחב של הפלטפורמה לפי גודל של pecten. בדרך כלל, הפלטפורמות שלנו בנויים מתוך מכסה זכוכית מיקרוסקופ ו - כ 10 (L) X 18 (W) מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ציית פעמיים צדדי דבק לפלטפורמת pecten, זמירה את הקלטת (במידת הצורך) כדי להתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך את חדר pectinal, לשים שלוש או ארבע של הפלטפורמה הצדדים בשעווה מראש נמס (אנו משתמשים שבבי שעוות דבורים 100%) עד לעומק של 3-4 מ&quot;מ. אנחנו ממיסים את השעווה על ידי הנחת אסימונים בתוך צלחת פטרי זכוכית, הממוקם על פלטה חשמלית. לאחר שעווה בשולי החדר pectinal הוא מקורר לטמפרטורת החדר, זה אמור ליצור קירות של שעווה על 1 מ&quot;מ גבוה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על החיה, לאתר את נקודת הכניסה pectinal, והמקום קצה בלתי שעווה של הפלטפורמה (קלטת בצד-up) האחוריים רק אליו. לאחר מכן, לייצב את הפלטפורמה (כך שלא יעברו בהמשך) על ידי לחיצה בעדינות את זכותה וקצוות היקפי שמאל נגד חימר השתמשו לרסן את הרגליים של החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש קנס שקצהו מלקחיים בזהירות המקום pecten או pectines בתוך החדר. באופן ספציפי, באמצעות מלקחיים, להחזיק את pecten לאורך עמוד השדרה pectinal, ובעדינות להביא את pecten החוצה מתחת לזכוכית לכסות ומוריד אותה אל הרצפה פלטפורמה דבק. הקמת האג&quot;ח pecten על קלטת בקפידה על ידי הפעלת לחץ על עמוד השדרה pectinal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו להחיל שעווה מותכת (אנו משתמשים מרית מתכת מחומם מראש) עד לקצה בלתי שעווה של הרציף. המטרה היא כפולה, כדי לאבטח את pecten באופן מלא לתחום את חדר המבוא שמן מינרלי בעתיד. היזהר בעת החלת שעווה מעל pecten של בעל החיים, כפי שאפשר הנזק pecten בשעווה כי הוא חם מדי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בניית תא pecten תושלם. בשלב הבא, ליצור חיבור אלקטרודות אדיש עם hemolymph של החיה ידי הוספת חוט כסף בין שני פלחי הזנב. </li></ol> 2. הקלטה תאיים סימולטני גירוי כימי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אנו מכינים את חיה 24 שעות לפני ביצוע תאית, קצה ההקלטות, אשר, בין היתר (כלומר התאמה חיה למצב קבוע), מאפשר זמן אישית לעשות pipettes ממריץ של ספציפי (sensillum תלויי) בקוטר-קצה. אנו משתמשים חולץ micropipette להשגת מפרטים כאלה. באופן אידיאלי, בקוטר של pipettes הוא ≈ 2 מיקרומטר גדול יותר מאשר קוטר הנקבוביות sensillar. אנו להתאים את מפרט micropipette שלנו בהתאם עבור כל חיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 שעות לפני ההקלטה, נוסיף 5 μl של שמן מינרלי לחדר pectinal, השריית pecten תחת שמן. לאחר מכן, אנו בעמדה חיה מתחת מיקרוסקופ רב עוצמה, אשר מזה זמן עבודה מטרות המרחק עלית תאורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לעורר כימית יתד sensilla, אנחנו מציגים tastants מימית (כלומר חומצת לימון ומלח) דרך המדיום שמן. ראשית, אנו משתמשים מילוי micropipette להזריק את החומר מהגוף לתוך פיפטה ממריץ. הערה: כל הפתרונות ממריץ אמור להכיל אלקטרוליט עבור המוליכות החשמלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, לאחר מיצוב פיפטה ממריץ על micromanipulator (במתקן ההקלטה), הכנס את האלקטרודה הקלטה לתוך בסופו של דבר, לפתוח בוטה של ​​פיפטה ממריץ. חשוב להבטיח מגע בין האלקטרודה מתכת פתרון ממריץ אלקטרוליטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הכנת מעוגנת חשמלית (דרך האלקטרודה אדיש), פשוט להוריד את פיפטה דרך המדיום שמן על נקבוביות sensillar. משך גירוי כימי לכל sensillum pectinal יכול להשתנות ככל שלושים דקות לשנייה קטנה כמו אחד. באופן כללי, אנו יכולים מדגם יתדות מרובים (&gt; 30) לכל טפטפת. במקרה פיפטה ממריץ הופך סתום בפסולת דקה, פשוט להחליף את פיפטה סתומים עבור פיפטה חדשה בשימוש. </li></ol> 3. הכנת בעלי חיים במשך ימים מרובים של ניסויים בבעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם החיה היא לשמש במשך זמן ממושך, אנו ממליצים על שימוש חוזר לחדר pectinal והחלפת טיפה של שמן מינרלי עבור כל מפגש הקלטה. אחרי הקלטה של ​​יום נתון היא מוחלטת, הסר את ההקלטה החיה של הגדרת ולבצע לשטוף שמן מינרלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Specifically, להוסיף עוד טיפה (5 μl) של שמן מינרלי אל החדר, וכן להסיר את כל הנפט. זה עוזר לצמצם את נוכחותם של ממריץ שיורית, אשר ייתכן דלפו של פיפטה במהלך הפגישה ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הפגישה הבאה, להוסיף טיפה אחת של שמן כפי שתואר לעיל. </li></ol> 4. נציג תוצאות: בהתאם לציוד הקלטה בשימוש (למשל מגבר מסוים, digitizing חומרה וכו &#39;), תוצאה נציג היא הקלטה תאיים עם S: N יחס של לפחות 3:1. בנייה מוצלחת של החדר שמן מינרלי הכרחי לבודד גירוי כימי sensilla הפרט, כפי שהוא מספק מדיום להעברת tastants כימיים קוטבי (על בסיס מים) 8. אם יש מעט שמן מדי או בכלל, הפתרון ממריץ יתפשט מ sensillum רשמה אל sensilla השכנות, אשר עלולים לגרום התקף ממושך, בלתי מבוקרת של גירוי כימי 8.

<ol>
	<li>Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+of+a+Primary+Chemoreceptor+unit.">Physiology of a Primary Chemoreceptor unit.</a> Science. 12, 417-418 (1955).</li><li>Newland, P. L., Christensen, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Taste+processing+in+the+insect+nervous+system.">Taste processing in the insect nervous system.</a> Methods in Insect Sensory Neuroscience. , 289-318 (2005).</li><li>Foelix, R. F., M&#252;ller-Vorholt, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fine+structure+of+scorpion+sensory+organs+II.+Pecten+sensilla.">The fine structure of scorpion sensory organs II. Pecten sensilla.</a> Bull. Br. Arachnol. Soc. 6, 68-74 (1983).</li><li>Carthy, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+structure+and+function+of+the+sensory+pegs+on+the+scorpion+pecten.">Fine structure and function of the sensory pegs on the scorpion pecten.</a> Experientia. 22, 89-91 (1966).</li><li>Gaffin, D. D., Brownell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+properties+of+chemosensory+peg+sensilla+on+the+pectines+of+scorpions.">Response properties of chemosensory peg sensilla on the pectines of scorpions.</a> J. Comp. Physiol. A. 181, 291-300 (1997).</li><li>Wolf, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pectine+organs+of+the+scorpion,+Vaejovis+spinigerus:+Structure+and+(glomerular)+central+projections.">The pectine organs of the scorpion, Vaejovis spinigerus: Structure and (glomerular) central projections.</a> Arthropod Struct. Dev. 37, 67-80 (2008).</li><li>Gaffin, D. D., Brownell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+synaptic+interactions+within+chemosensory+sensilla+of+scorpion+pectines.">Electrophysiological evidence of synaptic interactions within chemosensory sensilla of scorpion pectines.</a> J. Comp. Physiol. A. 181, 301-307 (1997).</li><li>Knowlton, E. D., Gaffin, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+approach+to+examining+scorpion+peg+sensilla:+the+mineral+oil+flood+technique.">A new approach to examining scorpion peg sensilla: the mineral oil flood technique.</a> J. Arachnol. 37, 379-382 (2009).</li><li>Knowlton, E. D., Gaffin, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+tip-recording+method+to+test+scorpion+pecten+chemoresponses+to+water-soluble+stimulants.">A new tip-recording method to test scorpion pecten chemoresponses to water-soluble stimulants.</a> J. Neurosci Methods. , .</li><li>Haupt, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+sucrose+perception+in+the+honey+bee+(Apis+mellifera+L.):+behaviour+and+electrophysiology.">Antennal sucrose perception in the honey bee (Apis mellifera L.): behaviour and electrophysiology.</a> J. Comp. Physiol. A. 190, 735-745 (2004).</li><li>Bland, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensilla+on+the+antennae,+mouthparts,+and+body+of+the+larva+of+the+alfalfa+weevil,+hypera+postica+(gyllenhal)+(Coleoptera+:+Curculionidae).">Sensilla on the antennae, mouthparts, and body of the larva of the alfalfa weevil, hypera postica (gyllenhal) (Coleoptera : Curculionidae).</a> Int. J. Insect Morphol. Embryol. 12, 261-272 (1983).</li><li>Cate, H. S., Derby, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooded+Sensilla+Homologues:+Structural+Variations+of+a+Widely+Distributed+Bimodal+Chemomechanosensillum.">Hooded Sensilla Homologues: Structural Variations of a Widely Distributed Bimodal Chemomechanosensillum.</a> J. Comp. Neurol. 444, 345-357 (2002).</li></ol>

פרסמנו בעבר בשיטות אלה בשני כתבי עת, נולטון ו Gaffin (2009) ו נולטון ו Gaffin (in press).

הפרוטוקול הנ&quot;ל מתאר כיצד להכין גראסלאנד במדבר עקרב (Paruroctonus utahensis) למחקר אלקטרו. באופן ספציפי, אנחנו מראים איך לבנות חדר על תאי מבוקר קצה הקלטות של נוירונים chemosensory pectinal תחת שמן. מכיוון שמן ומים לא מתערבבים, זה אפשרי לבודד גירוי כימי (עם בסיס מים ממריצים) כדי sensilla יחיד. יודגש כי פ utahensis, הוא חיה קטנה יחסית (≈ 2.5-5 ס&quot;מ) החלת פרוטוקול לבעלי חיים גדולים יותר עשויים לדרוש התאמות גודל רבים, כגון גודל של הפלטפורמה של חיה, קאמרית, וכמות השמן מיושם. אנו ממליצים על עריכת מחקרים הפיילוט לבדוק את הכמות המינימלית של שמן הכרחי במסירה מבוקרת של מים מבוססי ממריצים כימיים. יתר על כן, לא מצאנו השפעה של שמן על פעילות הבסיס העצבי בתוך pectinal sensilla 8. זה צריך להיות אישר מודל עבור מערכות אחרות, לפני הערכת chemoresponsiveness. שיטה זו עשויה לשמש בשילוב עם שיטה אחרת לבדיקת ההשפעות chemoresponse האינטראקציה בין sensilla בתחום חושית. לדוגמה, ניתן שיא קצה (תחת שמן) מבית sensillum אחד כמו שאנחנו בסיס שיא (באמצעות אלקטרודה טונגסטן) מ sensillum שכנה 9. תצורה מעין הקלטה ניתן להשתמש כדי להעריך אם כימית או לא מעוררים זה sensillum משפיע על הפעילות העצבית של sensillum בסיס מוקלט. עד כה, אף אחד לא בדקה את זה עקרב pectinal sensilla, והיא נותרת פתוחה עבור מערכות chemosensory אחרים גם כן. לסיכום, אנחנו חושבים שיטת טיפ הקלטה תחת ההתקדמות שמן היקף החקירות אלקטרו לתוך הבסיס העצבי של gustation arthropod. בכתב היד הזה, אנו מספקים פרוטוקול להכנת חיות בשיטה זו, ואנו מקווים שהיא מספקת בסיס מוצק מחקר נוסף של מערכת העצבים ההיקפית חושית.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Lift-N-Press tab</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>16082</td>
<td>Doubled-sided adhesive</td>
</tr>
<tr>
<td>MicroFil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>World Precision Instruments, Inc.</td>
<td>MF34G</td>
<td>Micropipette filler</td>
</tr>
<tr>
<td>Standard Glass Capillaries</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>World Precision Instruments, Inc.</td>
<td>1B100F-6</td>
<td>Glass pipettes</td>
</tr>
<tr>
<td>Microelectrode Holder</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>World Precision Instruments, Inc. </td>
<td>MEH3SBW10</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrophysiology of scorpion peg sensilla

אנו מתארים שינוי של 1,2 טיפ הקלטה קיימת טכניקה electrophysiologically חוקרת קצר, דמוי יתד sensilla חושית 3,4. על פני השטח אמצע הגחון של עקרבים כל שני איברים בשם pectines, אשר יש שדות צפופה של mechano ו chemosensory יתד sensilla 5,6. אחת השיטות להערכת chemoresponsiveness של sensilla אלה משתמשת אלקטרודה טונגסטן עבור extracellularly הקלטה פעילות עצבית בתוך sensillum כמו odorant נדיפים הוא הציג לתחום חושי 5,7. המגבלות של שיטה זו כוללת איסוף נתונים איטי מבוא ממריץ מבוקרת, והסרה מ, השדה יתד. כדי להתגבר על המגבלות האלה, פיתחנו טכניקה חדשה קצה הקלטה המשתמשת שמן מינרלי פולרי כמדיום שדרכו כדי לספק בסיס מים tastants לפרט יתד sensilla 8,9. יש לנו מיושם בהצלחה בשיטה זו כדי להשיג chemoresponses sensillar לחומצה אתנול לימון, ומלח. כאן אנו מתארים את פרוטוקול הניסוי למחקר כזה 9. אנחנו חושבים זה השיטה החדשה עשוי להיות שימושי עבור הלומדים את מאפייני התגובה של מערכות אחרות chemosensory arthropod, כולל אלה של 10 חרקים, 11 וסרטנים 12.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla at JoVE.com

Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

מאמר זה מתאר שיטה לבידוד אלקטרו גירוי כימי sensilla הפרט באמצעות תאית, קצה הקלטות תחת שמן מינרלי.

Electrophysiology של העקרב פג Sensilla

We describe a modification of an existing tip-recording technique1,2 for electrophysiologically investigating short, peg-like sensory sensilla3,4. On the ...

electrophysiology-of-scorpion-peg-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.9K Views.  University of Oklahoma. מאמר זה מתאר שיטה לבידוד אלקטרו גירוי כימי sensilla הפרט באמצעות תאית, קצה הקלטות תחת שמן מינרלי.

Video: Electrophysiology of Scorpion Peg Sensilla

Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in which functional MRI data and in vivo intracortical recording can be performed simultaneously. The combination of MRI and electrical recording is technically challenging because the electrodes used for recording distort the MRI images and the MRI acquisition induces noise in the electrical recording. To minimize the mutual interference of the two modalities, glass microelectrodes were used rather than metal and a noise removal algorithm was implemented for the electrophysiology data. In our studies, two microelectrodes were separately implanted in bilateral primary somatosensory cortices (SI) of the rat and fixed in place. One coronal slice covering the electrode tips was selected for functional MRI. Electrode shafts and fixation positions were not included in the image slice to avoid imaging artifacts. The removed scalp was replaced with toothpaste to reduce susceptibility mismatch and prevent Gibbs ringing artifacts in the images. The artifact structure induced in the electrical recordings by the rapidly-switching magnetic fields during image acquisition was characterized by averaging all cycles of scans for each run. The noise structure during imaging was then subtracted from original recordings. The denoised time courses were then used for further analysis in combination with the fMRI data. As an example, the simultaneous acquisition was used to determine the relationship between spontaneous fMRI BOLD signals and band-limited intracortical electrical activity. Simultaneous fMRI and electrophysiological recording in the rodent will provide a platform for many exciting applications in neuroscience in addition to elucidating the relationship between the fMRI BOLD signal and neuronal activity.

We have developed a method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and electrophysiological recording in the rodent brain, providing a platform for the investigation of the relationship between neural activity and the blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signal.

FMRI Electrophysiology סימולטני במוח מכרסמים

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

חוט השדרה Electrophysiology II: ייצור תאי אלקטרודה יניקה

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

Culturing ו Electrophysiology של תאים על Patch-clamp צ&#39;יפס NRCC

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Real-time Electrophysiology: Using Closed-loop Protocols to Probe Neuronal Dynamics and Beyond

Experimental neuroscience is witnessing an increased interest in the development and application of novel and often complex, closed-loop protocols, where the stimulus applied depends in real-time on the response of the system. Recent applications range from the implementation of virtual reality systems for studying motor responses both in mice1 and in zebrafish2, to control of seizures following cortical stroke using optogenetics3. A key advantage of closed-loop techniques resides in the capability of probing higher dimensional properties that are not directly accessible or that depend on multiple variables, such as neuronal excitability4 and reliability, while at the same time maximizing the experimental throughput. In this contribution and in the context of cellular electrophysiology, we describe how to apply a variety of closed-loop protocols to the study of the response properties of pyramidal cortical neurons, recorded intracellularly with the patch clamp technique in acute brain slices from the somatosensory cortex of juvenile rats. As no commercially available or open source software provides all the features required for efficiently performing the experiments described here, a new software toolbox called LCG5 was developed, whose modular structure maximizes reuse of computer code and facilitates the implementation of novel experimental paradigms. Stimulation waveforms are specified using a compact meta-description and full experimental protocols are described in text-based configuration files. Additionally, LCG has a command-line interface that is suited for repetition of trials and automation of experimental protocols.

Closed-loop protocols are becoming increasingly widespread in modern day electrophysiology. We present a simple, versatile and inexpensive way to perform complex electrophysiological protocols in cortical pyramidal neurons in vitro, using a desktop computer and a digital acquisition board.

אלקטרופיזיולוגיה בזמן אמת: שימוש בפרוטוקולי לולאה סגורה לDynamics עצבי בדיקה ומעבר

Experimental neuroscience is witnessing an increased interest in the development and application of novel and often complex, closed-loop protocols, where ...

Spiral Ganglion Neuron Explant Culture and Electrophysiology on Multi Electrode Arrays

Spiral ganglion neurons (SGNs) participate in the physiological process of hearing by relaying signals from sensory hair cells to the cochlear nucleus in the brain stem. Loss of hair cells is a major cause of sensory hearing loss. Prosthetic devices such as cochlear implants function by bypassing lost hair cells and directly stimulating SGNs electrically, allowing for restoration of hearing in deaf patients. The performance of these devices depends on the functionality of SGNs, the implantation procedure and on the distance between the electrodes and the auditory neurons. 
We hypothesized, that reducing the distance between the SGNs and the electrode array of the implant would allow for improved stimulation and frequency resolution, with the best results in a gapless position. Currently we lack in vitro culture systems to study, modify and optimize the interaction between auditory neurons and electrode arrays and characterize their electrophysiological response. To address these issues, we developed an in vitro bioassay using SGN cultures on a planar multi electrode array (MEA). With this method we were able to perform extracellular recording of the basal and electrically induced activity of a population of spiral ganglion neurons. We were also able to optimize stimulation protocols and analyze the response to electrical stimuli as a function of the electrode distance. This platform could also be used to optimize electrode features such as surface coatings.

We present a protocol to culture primary murine spiral ganglion neuron explants on multi electrode arrays to study neuronal response profiles and optimize stimulation parameters. Such studies aim to improve the neuron-electrode interface of cochlear implants to benefit hearing in patients as well as the energy consumption of the device.

ספירלת גנגליון Neuron explant תרבות Electrophysiology על מערכי אלקטרודה רבות

Spiral ganglion neurons (SGNs) participate in the physiological process of hearing by relaying signals from sensory hair cells to the cochlear nucleus in ...

Prolonged Incubation of Acute Neuronal Tissue for Electrophysiology and Calcium-imaging

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the experimental time, and increases the number of animals that are utilized per study. This limitation specifically impacts protocols such as calcium imaging that require prolonged pre-incubation with bath-applied dyes. Exponential bacterial growth within 3 - 4 h after slicing is tightly correlated with a decrease in tissue health. This study describes a method for&#160;limiting the proliferation of bacteria in acute preparations to maintain viable neuronal tissue for prolonged periods of time (&#62;24 h) without the need for antibiotics, sterile procedures, or tissue culture media containing growth factors. By cycling the extracellular fluid through UV irradiation and keeping the tissue in a custom holding chamber at 15 - 16 &#176;C, the tissue shows no difference in electrophysiological properties, or calcium signaling through intracellular calcium dyes at &#62;24 h postdissection. These methods will not only extend experimental time for those using acute neuronal tissue, but will reduce the number of animals required to complete experimental goals, and will set a gold standard for acute neuronal tissue incubation.

Once removed from the body, neuronal tissue is greatly affected by environmental conditions, leading to eventual degradation of the tissue after 6 - 8 h. Using a unique incubation method, which closely monitors and regulates the extracellular environment of the tissue, tissue viability can be significantly extended for &#62;24 h.

דגירה ממושכת של רקמות חריפות עצביות עבור Electrophysiology ו-הדמית סידן

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

הקלטה אלקטרופיזיולוגית מ<em&gt; תסיסנית</em&gt; Trichoid Sensilla בתגובה ריחות של תנודתיות נמוכה

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially for the detection of non-volatile chemical cues through sensilla chaetica (previously named terminal sensilla or crested sensilla). There is now increasing evidence that these palps also have an olfactory function. An odorant receptor (LmigOR2) and an odorant-binding protein (LmigOBP1) have been localized in the neurons and accessory cells, respectively, in the sensilla basiconica of the palps. Single sensillum recording (SSR) is used for recording the responses of odorant receptor neurons, which is an effective method for screening active ligands on specific odorant receptors. SSR is used in functional studies of odorant receptors in palp sensilla. The structure of the sensilla basiconica located on the dome of the palps differs somewhat from the structure of those on the antennae. Therefore, when performing an SSR elicited by odorants, some specific advice may be helpful for obtaining optimum results. In this paper, a detailed and highly effective protocol for an SSR from insect palp sensilla basiconica is introduced.

This paper describes a detailed and highly effective protocol for single sensillum recordings from the sensilla basiconica on the palps of insect mouthparts.

Sensillum אחת ההקלטות של ארבה משוש Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

הערכה של ריבוי סינפטית באמצעות תאים כל תיקון-קלאמפ אלקטרופיזיולוגיה

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...