ממומן על ידי NSF (0854551).

1. הכנה שלפני הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרונים הבאים (ראה טבלה 1 ליצירות): (א) NFR 1 ליטר (רינגר צפרדע הרגיל), (ב) מי מלח 100 מ&quot;ל, 10% (ג) 100 המ&quot;ל CMF (Ca 2 + / Mg 2 פתרון +-חופשי ), (ד) 1 המ&quot;ל שלו (אינסולין transferrin-סלניום, I1884 סיגמא), (ה) 100 מיליליטר מדיום L-15 תרבות, (ו) 10 מיליליטר HCG (גונדוטרופין כוריוני האנושי סיגמא CG-10), (ז) 100 מיליליטר K פתרון +-פנימי, (ח) 100 המ&quot;ל K +-פתרון הפנימי לAmphotericin B. הכח האוסמוטי של פתרון 1 צריך להיבדק כדי לוודא שהוא כ 260 mOsM באמצעות osmometer לחץ אדים (למשל מודל Wescor # 5100C שברשות) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סנן לעקר פתרונות (ב) ו (ג). פתרונות (א) (ב) ו (ג) ניתן לאחסן עד שלושה חודשים ב 4 ° C. להכין תמיסה (ד) על ידי הוספת 1 ​​מיליליטר H 2 O deionized לבקבוקון המכיל אבקת lyophilized באמצעות מחט 25 מד מזרק ומסנן מזרק. זה פתרון סופי גניתן לאחסן ב 4 ° C למשך 30 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכין תמיסה (ה) במכסת מנוע זרימה למינרית על ידי שילוב של כל הרכיבים בכוס או בקבוק. סנן לעקר את הפתרון הסופי ולהעביר 10 aliquots מ&quot;ל לתוך צינורות צנטריפוגות סטריליים. חנות ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן (הפתרון (ו)) HCG ידי הוספת 10 מ&quot;ל deionized H 2 0 לבקבוקון המכיל אבקת lyophilized באמצעות מחט 25 מד מזרק ומסנן מזרק. פתרון סופי זה ניתן לאחסן ב 4 ° C למשך 30 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפברק לפחות שני כלי microdissection ידי הדבקת סיכת Minutien (26002-10, כלי מדע פיין) לסוף הכוס פסטר פיפטה עם דבק cyanoacrylate. לאפשר את הקצה החד של הסיכה להאריך מעבר לקצה פיפטה כ 0.5 סנטימטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ימים לפני הכנת תרבויות, לגרום לגידול בהליך הבא. זהה את זוג הורים מוכן של Xenopus ידי התבוננות ביב בולט, אדמדם בפיגמנטציה כהה והנקבה בsu מישורייםrface מכפותיו הקדמיות של הזכר. אחד ובזמן, בניכוי כל צפרדע להחזיק אותו צד גחון על כיור ברשת, כך שהוא לא יכול לברוח. מזריק 1 מ&quot;ל של פתרון (ו) דרך הרשת ומתחת לעור לתוך אחד מצקי הלימפה הגב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את זוג ההורים יחד בטנק גלון מכוסה 10 של מים. כדי להבטיח שבעלי החיים לא ירמסו את הביצים שמטילות חדשה ומופרות, התקנת רצפה מרושתת עם גודל רשת של כ ½ &quot;כ 1-2 סנטימטרים מצוידים מעל תחתית המכל (איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר צפרדעים באין מפריעים במשך 12-48 שעות עד שבעלי החיים הם בamplexus וביצים מופרות הם נצפו על הרצפה מתחת למסך (1B איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את בעלי החיים מהטנק, אבל משאיר את הביצים באין מפריעות במשך לפחות 24 שעות ארוכות יותר. זה זוג צפרדעים ניתן מחדש התרבה ​​לאחר שישה שבועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את העוברים מתחתית המכל ולהעבירם לפולחן ארבעה או חמישה מ&quot;מ 60x15מאכלים המכילים יור מלוח 10% (פתרון ב). מיין את העוברים בשלב בהתאם לתכנית של Niewkoop ופייבר (אסמכתא 20). עוברים שימושיים יהיו אלה בשלב 22-24. 2A האיור מראה עובר בשלב 22 תוך כ 2B האיור מראה עובר כי הוא רחוק מדי יחד בפיתוח כדי להיות שימושי (כ שלב 28). חשוב לבחור עוברים שאינם בריאים: אלה שהם חלקים במראה בגוון החום בהירים ומנומר לבנים הם אידיאליים. עוברים שכתמים שחורים או לבנים גדולים הם בדרך כלל לא בריאים ולא תקינים. </li></ol> 2. Microdissection של עוברי Xenopus <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתוך מינרית זרימת מכסה מנוע, תווית ולמלא כשלוש 60x15 אמצע מנות מ&quot;מ סטריליים תרבות עם תמיסת מלח 10%, ואחת עם CMF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש, העברת סטרילי זכוכית פיפטה פסטר 09:55 שלב 22-24 עוברים לאחד המאכלים המכילים תמיסת מלח 10%. בעזרת זום סטריאו לנתחמיקרוסקופ ing בתוך מכסה המנוע (0.6-5x עם 10 עיניים x), להסיר את מעייל הריבה וקרום vitelline מכל עובר באמצעות שני זוגות מלקחיים סטריליים # 5 (11251-30, כלי מדע פיין). (ראה 3A ו 3 מספרים.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את העוברים החשופים על ידי עובר אותם, אחד בכל פעם, באמצעות שתי המנות הנותרות של תמיסת מלח 10% ולבסוף לתוך הקערה ובי CMF. השתמש פיפטה חדשה, סטרילית עבור כל העברה ולמזער את עוצמת הקול של פתרון הועבר ממנה למנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתורו, החזק כל עובר בעדינות אך בתקיפות עם זוג מלקחיים ו, ​​באמצעות כלי microdissection עצב בשלב 1.5, להסיר את הצינור העצבי וmyotomes קשורים אשר ממוקם בהיבט הגבי ביותר של בעלי החיים. עשה זאת על ידי ביצוע שלוש פרוסות, אחד בכל צד של המיקום של הצינור העצבי ושליש רק גחון אליו (איור 4 א). העבר כל צינור עצבי גזור / myotome לחלק נקי של המנה מהחלמון granules ופסולת אחרת (איור 4 ב). הציר הגבה-הגחון, ואת המיקומים של הצינור העצבי וmyotomes מסומנים באיור 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כ 15 דקות בפתרון זה (CMF) מלקחי שימוש כדי להרים את העור ללא פיגמנט הרקמה הגזורה וזורקים. לאחר 30-60 דקות נוספות, התאים יהוו &quot;ערימת חול&quot; כפי שהם היינו מנותקים אחד מהשני (4C איור). </li></ol> 3. הכנת עצבי שרירי Co-תרבויות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפשר שפופרת 10 מ&quot;ל של מדיום התרבות והסביבה נקיה מחיידקים להוסיף 70 μl ו35 ng / ml-BDNF (סיגמא B3795). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תווית ולמלא 35 מנות מ&quot;מ סטריליים תרבות (FD35-100 מכשירי Precision העולם) בערך באמצע עם מדיום L-15 תרבות (פתרון (ה)), אחד עבור כל עובר הגזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפברק פיפטה ציפוי ידי אחיזה כל קצה של זכוכית פיפטה פסטר תוך החזקת החלק המחודד מעל להבה. לפרק את הקצוות לכ 10 סנטימטר ואז לשבור את הקצה להניב קצה של כ -0.2 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש פיפטה הציפוי להתחנף &quot;ערימת החול&quot; שעובר אחד מהפחתת כמות הפתרון נמשכת. לגרש את התאים על תחתית צלחת תרבות. פלייט את התאים לכמה שורות. שים לב לא עברו התמיינות תאים מצופים (האיור 5A ו5B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשאיר את הכלים של תאי ציפוי ללא הפרעה במשך לפחות 15 דקות כדי לאפשר זמן התאים לצרף לתבשיל. </li></ol> 4. סינפסות clamping תיקון עצבי שרירים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 12-24 שעות בתרבות, תאי ציפוי לקחת על מאפיינים מורפולוגיים שונים: תאי שריר הופכים דמויים כישור והנוירונים שדרה להרחיב את תהליכים ארוכים (איור 6). קשר הסינפטי תפקודי בין varicosities neurite ותאי שריר יכול להיות מאושר עם הקלטות אלקטרו סימולטניים לזווג. &quot;ז&quot;, &quot;S&quot; ו &quot;V&quot; מתייחסים בהתאמה לתאי השריר, תאי עצבהסומא וvaricosity סינפטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן שתי אלקטרודות תיקון להקלטה: אחד עבור varicosity presynaptic ואחד לתא השריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על האלקטרודה presynaptic, להכין פתרון amphotericin המכיל כדלקמן: הוסף DMSO μl 100 לצינור microcentrifuge 1.5 מ&quot;ל המכיל 5 מ&quot;ג amphotericin B (סיגמה A4888). מערבולת פתרון זה עבור 10 שניות. לאחר מכן, להוסיף 10 μl של פתרון זה לצינור microcentrifuge שני המכיל 625 K +-μl פתרון הפנימי לAmphotericin B (פתרון (ח)). מערבולת כאמורה לעיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את האלקטרודה מראש הסינפטית עם K amphotericin המכיל פתרון +-פנימי שהוכן בשלב 4.3 והאלקטרודה פוסט סינפטי עם פתרון K +-פנימי (פתרון (ז)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלף תקשורת במנת התרבות עם NFR ולהעביר אותו למיקרוסקופ ההפוך מצוידים באופטיקה לעומת השלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את שתי האלקטרודות בדיוק מעל היעדים שלהם. השג את השיתוף כל התאnfiguration עם אלקטרודה תא השריר לפני תצורת התיקון המחוררת עם אלקטרודה varicosity. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאשר את הפונקציונליות של סינפסה, depolarize varicosity עם מגבר מהדק תיקון (למשל Axopatch 200B, התקנים מולקולריים) תחת שליטת תוכנה (למשל על ידי 9 pCLAMP, התקנים מולקולריים) ולבחון את זרמי presynaptic וpostsynaptic בו זמנית. איור 7 מציג את הזרמים ראו בתגובה לצעדי depolarizing של מתח הניתנים לvaricosity presynaptic בהפרשים קבועים של 10 MV מ-30 mV ל40 mV. הזרמים פנימה ראו בתא presynaptic מתבצעים על ידי Na + ו Ca 2 + והזרמים החיצוניים על ידי + K. זרמים שנרשמו בתא postsynaptic הם תגובות לנוירוטרנסמיטר שוחרר מvaricosity ומתבצעים בעיקר על ידי + Na בערוצי הקולטן אצטילכולין ניאציניות. </li></ol>

<ol>
	<li>Augustine, G. J., Eckert, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Divalent+cations+differentially+support+transmitter+release+at+the+squid+giant+synapse.">Divalent cations differentially support transmitter release at the squid giant synapse.</a> J. Physiol. 346, 257-271 (1984).</li><li>Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+action+potential+mechanism+of+amphibian+neurons+isolated+in+culture.">The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 73, 1641 (1976).</li><li>Weldon, P. R., Cohen, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+synaptic+ultrastructure+at+neuromuscular+contacts+in+an+amphibian+cell+culture+system.">Development of synaptic ultrastructure at neuromuscular contacts in an amphibian cell culture system.</a> J. Neurocytol. 8, 239-259 (1979).</li><li>Tabti, N., Poo, M. -. M., Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culturing Nerve Cells. , 137-153 (1991).</li><li>Yazejian, B., DiGregorio, D. A., Vergara, J. L., Poage, R. E., Meriney, S. D., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+measurements+of+presynaptic+calcium+and+calcium-activated+potassium+currents+regulating+neurotransmitter+release+at+cultured+Xenopus+nerve-muscle+synapses.">Direct measurements of presynaptic calcium and calcium-activated potassium currents regulating neurotransmitter release at cultured Xenopus nerve-muscle synapses.</a> J. Neurosci. 17, 2990 (1997).</li><li>DiGregorio, D. A., Peskoff, A., Vergara, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+action+potential-induced+presynaptic+calcium+domains+at+a+cultured+neuromuscular+junction.">Measurement of action potential-induced presynaptic calcium domains at a cultured neuromuscular junction.</a> J. Neurosci. 19, 7846 (1999).</li><li>Yazejian, B., Sun, X. P., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+presynaptic+Ca2++dynamics+during+neurotransmitter+release+with+Ca2+-activated+K++channels.">Tracking presynaptic Ca2+ dynamics during neurotransmitter release with Ca2+-activated K+ channels.</a> Nat. Neurosci. 3, 566 (2000).</li><li>Sun, X. P., Chen, B. M., Sand, O., Kidokoro, Y., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization-induced+Ca2++entry+preferentially+evokes+release+of+large+quanta+in+the+developing+Xenopus+neuromuscular+junction.">Depolarization-induced Ca2+ entry preferentially evokes release of large quanta in the developing Xenopus neuromuscular junction.</a> J. Neurophysiol. 104 (5), 2730-2740 (2010).</li><li>Xie, S. P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+events+in+the+formation+of+neuromuscular+synapse:+rapid+induction+of+acetylcholine+release+from+embryonic+neurons.">Initial events in the formation of neuromuscular synapse: rapid induction of acetylcholine release from embryonic neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 7069 (1986).</li><li>Li, P. P., Chen, C., Lee, C. W., Madhavan, R., Peng, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+filopodial+asymmetry+induced+by+synaptic+target.">Axonal filopodial asymmetry induced by synaptic target.</a> Mol. Biol Cell. 22 (14), 2480-2490 (2011).</li><li>Feng, Z., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Schwann+cells+promote+synaptogenesis+at+the+neuromuscular+junction+via+transforming+growth+factor-beta1.">Schwann cells promote synaptogenesis at the neuromuscular junction via transforming growth factor-beta1.</a> J. Neurosci. 28 (39), 9599-9609 (2008).</li><li>Song, H. J., Ming, G. L., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP-induced+switching+in+turning+direction+of+nerve+growth+cones.">cAMP-induced switching in turning direction of nerve growth cones.</a> Nature. 17 (6639), 275-279 (1997).</li><li>Morimoto, T., Wang, X. H., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+synaptotagmin+modulates+short-term+synaptic+plasticity+at+developing+neuromuscular+junctions.">Overexpression of synaptotagmin modulates short-term synaptic plasticity at developing neuromuscular junctions.</a> Neuroscience. 82 (4), 969-978 (1998).</li><li>Lu, B., Czernik, A. J., Popov, S., Wang, T., Poo, M. M., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+synapsin+I+correlates+with+maturation+of+the+neuromuscular+synapse.">Expression of synapsin I correlates with maturation of the neuromuscular synapse.</a> Neuroscience. 74 (4), 1087-1097 (1996).</li><li>Schaeffer, E., Alder, J., Greengard, P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapsin+IIa+accelerates+functional+development+of+neuromuscular+synapses.">Synapsin IIa accelerates functional development of neuromuscular synapses.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (9), 3882-3886 (1994).</li><li>Liou, J. C., Tsai, F. Z., Ho, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potentiation+of+quantal+secretion+by+insulin-like+growth+factor-1+at+developing+motoneurons+in+Xenopus+cell+culture.">Potentiation of quantal secretion by insulin-like growth factor-1 at developing motoneurons in Xenopus cell culture.</a> J. Physiol. 553 (Pt. 3), 719-7128 (2003).</li><li>Peng, H. B., Yang, J. F., Dai, Z., Lee, C. W., Hung, H. W., Feng, Z. H., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+neurotrophins+and+schwann+cell-derived+signals+on+neuronal+survival/growth+and+synaptogenesis.">Differential effects of neurotrophins and schwann cell-derived signals on neuronal survival/growth and synaptogenesis.</a> J. Neurosci. 23 (12), 5050-5060 (2003).</li><li>Dan, Y., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hebbian+depression+of+isolated+neuromuscular+synapses+in+vitro.">Hebbian depression of isolated neuromuscular synapses in vitro.</a> Science. 12 (5063), 1570-1573 (1992).</li><li>Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-dependent+regulation+of+neurotransmitter+specification+and+embryonic+neuronal+calcium+spike+activity.">Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity.</a> J. Neurosci. 30 (16), 5792-5801 (2010).</li><li>Niewkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis (Daudin). , (1967).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

שלבים עיקריים בשיתוף culturing המוצלח של תאי עצב אחראים ותאי שריר הנם שימוש במבוים עוברים נוצרים מהגידול המושרה של צפרדעי Xenopus כראוי, ונתיחה האספטי המדוקדקת של נוירונים בעמוד השדרה עברו התמיינות וmyoblasts. ביצים מופרות יש להשאירו כפי שעד שהם יגיעו לכ לביים 10 או כדי להעביר אותם במוקדם לעתים קרובות עוצר את התפתחותם. עוברים בריאים מזוהים במראה חלק וחום וצביעה מנומרת לבנה. 22-24 עוברי שלב הם שימושיים ביותר, כי זו היא הנקודה במהלך פיתוח רק לאחר סגירת הצינור העצבית ולפני myocytes שהבדיל באופן משמעותי. בנוסף, תאים מעוברים מבוגרים לא מצליחין לנתק גם בCMF. יש להקפיד בעת הסרת קרום vitelline כפי שהוא שומר מאוד לעובר. הקרום צריך לקרוע באמצעות מלקחיים חדים כך שהעובר יוצא ללא פגע. נוסף precautio החשובn הוא למקם את התאים בזהירות על תחתית צלחת התרבות (ולא לתת להם להתיישב שם). זוהי השיטה מועדפת כמו זה מגדיל את הסיכוי שהתאים ידבקו במנת התרבות. עצבי תפקודית בין העצב ושריר ניתן לקבוע עם הקלטה פשוט postsynaptic ולעתים קרובות ניתן לקביעה על ידי התצפית של התכווצות שרירים ספונטנית לאחר עצבוב. תאי שריר בלתי innervated לא מפרפרים בתרבות. הקלטת postsynaptic לבד שימושית עבור הקלטת זרמים זעירים endplate או פוטנציאלים, אך מדידות של שחרור עורר דורשות גירוי סינפטי, ומתאם של זרמים לפני וpostsynaptic דורש תיקון-מהדק כפול. מלבד שיטת ההקלטה לזווג-תיקון המתואר כאן, ההכנה הזאת מציעה את ההזדמנות להציג את פיפטה שלישית בסומה העצבית 5 זה מאפשר את הדור של פוטנציאל פעולה thaלא יכול להפיץ לvaricosity presynaptic ולהוביל לשחרור של נוירוטרנסמיטר. בנוסף, סוכנים משוערים, כי הם חשבו שיתווכו או לווסת את ההעברה הסינפטית יכולים להיות הציגו את שני צדי סינפסה: באמצעות פיפטה תא השריר או באמצעות דיפוזיה מפיפטה 3 הוצבה בסומה.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> ציוד / ספקים </td><td> מוכר </td><td> קטלוג / מספר דגם </td><td></td></tr><tr><td> אינסולין transferrin-סלניום </td><td> סיגמא </td><td> I1884 </td><td></td></tr><tr><td> גונדוטרופין כוריוני האנושי </td><td> סיגמא </td><td> CG-10 </td><td></td></tr><tr><td> Osmometer לחץ האדים </td><td> Wescor </td><td> 5100C שברשות </td><td></td></tr><tr><td> סיכות Minutien </td><td> כלי מדע פיין </td><td> 26002-10 </td><td></td></tr><tr><td> Amphotericin B </td><td> סיגמא </td><td> A4888 </td><td></td></tr><tr><td> מצבטים </td><td> כלי מדע פיין </td><td> 11251-30 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם פתרון </td><td> מתכון </td></tr><tr><td> (א) (רינגר צפרדע הרגיל NFR (במ&quot;מ) </td><td> 116 NaCl, 2 KCl, 1.8 CaCl 2, 5 Na +-HEPES, pH 7.35. </td></tr><tr><td> (ב) 10% מלוחים </td><td> 10 מ&quot;ל 90 מיליליטר NFR deionized H 2 O </td></tr><tr><td> (ג) CMF (Ca 2 + / Mg 2 פתרון +-חינם) </td><td> 125 NaCl, 2 KCl, 1.2 EDTA, 5 Na +-HEPES, 7.35 PH. </td></tr><tr><td> (ה) מדיה L-15 תרבות </td><td> 50 מיליליטר L-15 מדיה (סיגמא L1518) + 50 המ&quot;ל NFR. </td></tr><tr><td> (ז) K +-פתרון פנימי (במ&quot;מ) </td><td> 116 KCl, 1 NaCl, 1 MgCl 2, 10 EGTA, 5 HEPES, 7.3 pH </td></tr><tr><td> (ח) K +-פתרון הפנימי לAmphotericin B (במ&quot;מ) </td><td> 52 K 2 SO 4, 38 KCl, 1 EGTA, 5 HEPES, pH 7.3 </td></tr></tbody></table></td></tr></tbody></table> Tablדואר 1.

simultaneous pre- and post-synaptic electrophysiological recording from xenopus nerve-muscle co-cultures

מידע רב על הצימוד של זרמים יוניים presynaptic עם שחרורו של הנוירוטרנסמיטר הושג מהכנות חסרות חוליות, בעיקר התמנון הענקי 1 סינפסה. עם זאת, מלבד ההכנה שתוארה כאן, כמה הכנות חוליות קיימות בו ניתן לבצע מדידות בו זמניות של שחרור הנוירוטרנסמיטר וזרמים יוניים presynaptic. תאי עצב אחראים עובריים Xenopus ותאי שריר ניתן לגדל ביחד במדיום התרבות פשוט בטמפרטורת חדר, הם יהוו סינפסות פונקציונליות בתוך 12-24 שעות, והוא יכולים לשמש כדי לחקור עצב ופיתוח תאי שריר ואינטראקציות הסינפטי במשך כמה ימים (עד יתר מתרחש). יתרונות מסוימים של עמיתים לתרבויות אלה סביב הכנות חוליות אחרות כוללים את הפשטות של הכנה, את היכולת לשמור על התרבויות והעבודה בטמפרטורת חדר, ונגישות המוכנה של הסינפסות נוצרת 2-4. ההכנה כבר בשימוש נרחב כדי ללמוד את מאפייני biophysical של תעלות יונים presynaptic והרגולציה של שחרור משדר 5-8. בנוסף, ההכנה הלוותה עצמו לשימושים אחרים, כולל מחקר של התולדה וsynaptogenesis neurite 9-12, מנגנונים מולקולריים של הנוירוטרנסמיטר שחרור 13-15, התפקיד של שליחי diffusible בneuromodulation 16,17, ובפלסטיות הסינפטית מבחנה 18 - 19.

האיור 4B מראה נוף הגבי של חוט שדרה / myotome מבודד מייד לאחר הסרתו משלב 22 Xenopus העובר 4C. איור מראה כי, לאחר הסרת עור ודגירה בCa 2 +-Mg 2 +-פתרון חופשי (CMF, פתרון ( ג)), תאי לנתק ל&quot; ערימת חול &quot;והם מוכנים לציפוי. מייד לאחר ציפוי לתאים בינוניים התרבות יפגין שונות מורפולוגית קטנות (איור 5 ב), אבל קח בצורות שונות לאחר עשרים וארבעה שעות בתרבות. תאי שריר הופכים בצורת הציר זמן שנוירונים יישארו כדוריים תוך neurites הארכה שvaricosites המשוכלל בסינפסות עם תאי שריר (איור 6). הקלטת סימולטני לזווג תיקון מvaricosity סינפטי ותא השריר סינפטי (איור 7) חושפת את הזרמים פנימה והחוצה presynaptic קשורים בשחרור של נוירוטרנסמיטר וresultant מעורר זרמי postsynaptic. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig1.jpg" alt="איור 1"/> איור 1:.. זוג רבייה של צפרדעים בדלי הזדווגות על גבי מסך ב &#39;: צפרדעים בamplexus עם ביצים מופרות. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2:.. שלב &quot;מתאים&quot; 22 עובר B: שלב &quot;לא מתאים&quot; 28 עובר. סרגל קנה מידה מייצג 1 מ&quot;מ. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig3.jpg" alt="איור 3"/> איור 3: 22. עובר שלב לפני הסרת vitelline הקרום ומעייל ריבה. החץ מצביע על הקצה החיצוני של מעייל הריבה. קרום vitelline שומר באופן הדוק לembrיו והוא כמעט בלתי נראה ב &#39;:. עובר חשוף. סרגל קנה מידה מייצג 1 מ&quot;מ. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig4.jpg" alt="איור 4"/> איור 4: 22 עובר במה עם קו מקווקו מציין לביתור חלק ב &#39;:.. חלק הגבה מבודד חריפות של עובר; &quot;ד&quot; ו &quot;V&quot; מתייחסים להיבטי הגב וגחון של העוברים, ואילו &quot;מ&quot; ו&quot; n &quot;מציין את המיקום המשוער של mytomes והצינור עצבי C:.&quot; ערימת חול &quot;של תאים לאחר 60 דקות בCMF. סרגל קנה מידה מייצג 1 מ&quot;מ ול0.5 מ&quot;מ לB ו-C. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig5.jpg" alt="איור 5"/> איור 5:. נוף 5x כוח של תאים בתרבית מייד לאחר ציפוי. ב &#39;: את התרבות ב40X. סולםבר מייצג 40 מיקרומטר ול5 מיקרומטר לB. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig6.jpg" alt="איור 6"/> איור 6. צומת Neuromuscular בתרבות עם זיהוי של סומה העצבית (S), varicosity presynaptic (V), ותא השריר postsynaptic (M). סרגל קנה מידה: 5 מיקרומטר. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7.jpg" alt="איור 7" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7highres.jpg"/> איור 7. זרמי presynaptic (למעלה) וpostsynaptic (תחתון) ראו בתגובה לבקשה של מתח 10 mV מצטבר צעדים שהוצגו לvaricosity presynaptic מ-30 mV ל40 mV. צעדי מתח מופיעים לצד כמה מעקבות presynaptic. הפוטנציאל מחזיק עבור שני התאים היה -70 mV.

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures at JoVE.com

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

סרטון זה מדגים את הנהלים משמשים לגידול תרביות ראשוניות של עוברי<em&gt; Xenopus</em&gt; עצב ותאי שריר והתועלת של תכשיר זה לביצוע הקלטות מהדקות סימולטניים לפני ואחרי-הסינפטי תיקון.

סימולטני טרום והקלטת אלקטרו פוסט סינפטי מ<em&gt; Xenopus</em&gt; עצבי שרירי Co-תרבויות

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

simultaneous-pre-post-synaptic-electrophysiological-recording-from

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

10.8K Views.  David Geffen School of Medicine at UCLA. סרטון זה מדגים את הנהלים משמשים לגידול תרביות ראשוניות של עוברי Xenopus עצב ותאי שריר והתועלת של תכשיר זה לביצוע הקלטות מהדקות סימולטניים לפני ואחרי-הסינפטי תיקון.

Video: Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Derivation of Enriched Oligodendrocyte Cultures and Oligodendrocyte/Neuron Myelinating Co-cultures from Post-natal Murine Tissues

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications for understanding the pathogenesis of demyelinating diseases such as Multiple Sclerosis (MS). Cellular development is commonly studied with primary cell culture models. Primary cell culture facilitates the evaluation of a given cell type by providing a controlled environment, free of the extraneous variables that are present in vivo. While OL cultures derived from rats have provided a vast amount of insight into OL biology, similar efforts at establishing OL cultures from mice has been met with major obstacles. Developing methods to culture murine primary OLs is imperative in order to take advantage of the available transgenic mouse lines. 
Multiple methods for extraction of OPCs from rodent tissue have been described, ranging from neurosphere derivation, differential adhesion purification and immunopurification 1-3. While many methods offer success, most require extensive culture times and/or costly equipment/reagents. To circumvent this, purifying OPCs from murine tissue with an adaptation of the method originally described by McCarthy &amp; 
de Vellis 2 is preferred. This method involves physically separating OPCs from a mixed glial culture derived from neonatal rodent cortices. The result is a purified OPC population that can be differentiated into an OL-enriched culture. This approach is appealing due to its relatively short culture time and the unnecessary requirement for growth factors or immunopanning antibodies. 
While exploring the mechanisms of OL development in a purified culture is informative, it does not provide the most physiologically relevant environment for assessing myelin sheath formation. Co-culturing OLs with neurons would lend insight into the molecular underpinnings regulating OL-mediated myelination of axons. For many OL/neuron co-culture studies, dorsal root ganglion neurons (DRGNs) have proven to be the neuron type of choice. They are ideal for co-culture with OLs due to their ease of extraction, minimal amount of contaminating cells, and formation of dense neurite beds. While studies using rat/mouse myelinating xenocultures have been published 4-6, a method for the derivation of such OL/DRGN myelinating co-cultures from post-natal murine tissue has not been described. Here we present detailed methods on how to effectively produce such cultures, along with examples of expected results. These methods are useful for addressing questions relevant to OL development/myelinating function, and are useful tools in the field of neuroscience.

This article describes methods to derive enriched populations of murine oligodendrocyte precursor cells (OPCs) in primary culture, which differentiate to produce mature oligodendrocytes (OLs). In addition, this report describes techniques to produce murine myelinating co-cultures by seeding mouse OPCs onto a neurite bed of mouse dorsal root ganglion neurons (DRGNs).

גזירת תרבויות Oligodendrocyte מועשר Neuron Oligodendrocyte / Myelinating משותף תרבויות מן שלאחר הלידה רקמות Murine

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

הקלטה בו זמנית של אותות סידן מתא עצב לזהות התנהגות האכלה של תסיסנית melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

תרבויות Explant עצביות מן<em&gt; Xenopus laevis</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

הקלטת אלקטרו מוח קדמי בזחל דג זברה

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ובסידן הדמיה של suprachiasmatic גרעין נוירונים

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

שיטה לאלקטרוכימי שיטתי ואלקטרו הערכה של אלקטרודות הקלטה עצביות

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ומייקרו-הזרקות של סוכנים מעכבים במוח מכרסם

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

הקלטה בו זמנית של Electroretinography ופוטנציאלים חזותיים מעוררים אצל חולדות הרדימו

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...