מאמר זה מומן על ידי מענקים NIH כדי ג&#39;ר. אני רוצה להודות לד&quot;ר אלכס גוטשלק למתן את התולעים מהונדס המבטא ערוץ rhodopsin בנוירונים cholinergic המנוע המשמש אחת ההפגנות ההקלטה.

א הכנת הכלים המשמשים לניתוח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חדר דיסקציה / הקלטה: אנחנו בדרך כלל לבנות חדר הקלטה שלנו מתוך גיליון 1 / 16 ה מגנטי אינץ&#39;, עם חור עגול קדח למרכז כי הוא גדול מספיק כדי להכיל בקוטר 22 מ&quot;מ מכסה זכוכית עגולה. הממדים החיצוניים של החדר יהיה תלוי בשלב מיקרוסקופ נהגו לעשות את ההקלטות. בצד האחורי של הגיליון מגנטי, אנו לצרף 48 x 60 מ&quot;מ לכסות להחליק, שבו אנו דבקים החדר ידי הצבת גלולה נמוך השעווה נמסה Paraplax רקמות הטבעה בכל פינה של העטיפה לחמוק דחוקה בין הזכוכית לתא . השעווה נמסה ואז על פלטה חשמלית, צלחת זכוכית פונה כלפי מעלה, עד שהוא יוצר שכבת הדבקה רציפה להחליק מכסה לתא. אין להשאיר בשלב זה ללא השגחה כמו השעווה נמס במהירות. החדר צריך להיות מקורר להסיר בהקדם השעווה נמס. שעווה עודף זה חלחל לאורך הקצה הפנימי של חלל מעגלי 22mm ניתן להסיר בעזרת קצה סכין גילוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sylgard מצופה תלושי לכסות: לנתיחה מבוצע על 22 מ&quot;מ, מצופה Sylgard להחליק לכסות כי הוא ממוקם בתוך חלל עגול של חדר ההקלטה. מעיל Sylgard עוזר דבק cyanoacrylic לדבוק לכסות את תלוש כאשר הדבקת את התולעים למטה פועלת גם כרית שעליה לשבור בחזרה את הדבק פיפטה קצה כאשר הוא הופך להיות פקוק. Sylgard מורכב טריים על פי הוראות מייצרת (10 חלקי בסיס סיליקון 1 חלק ריפוי סוכן לפי משקל). טיפה קטנה של Sylgard ממוקם אז להחליק על כל כיסוי מרוח על פני באמצעות קצה סכין גילוח לעשות משטח אפילו. תלושי העטיפה מצופה ממוקמות מכולות גדול מכוסה שטוח ושמאלה בתנור תואר 65 ° לילה לרפא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pipettes: בדרך כלל, אנו משתמשים באותה 1 מ&quot;מ קוטר חיצוני נימה זכוכית בורוסיליקט כדי ליצור את pipettes עבור תולעים הדבקה למטה, ביצוע חתכים לציפורן הקלטה מהשרירים, חולץ באמצעות אלקטרודה. רצוי למשוך צנצנת pipettes לפני שתנסה לנתיחה כשלב זה יכול לדרוש חילופי מהירה כמה pipettes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המוליך דבק: דבק נטען ויישומי מקצה טפטפת דבק, בלחץ הפה. פיפטה הדבקה מוכנס לתוך קצה אחד של פיסת 2 מטר של צינורות מפוליאתילן בקוטר פנימי שמתאים קוטר חיצוני של הכוס פיפטה (בדרך כלל 1 מ&quot;מ). הקצה השני של הצינור בעל קצה פיפטה Eppendorf שפועל חתיכת הפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפקת פיפטה: הקרביים תולעת יש להסיר מחלל את התולעת פעם את החתך לציפורן נעשה. זו מושגת עם חתיכת צינור המחובר בקצה Eppendorf פיפטה דומה המוליך את הדבק אבל במקרה הזה החילוץ זכוכית קצה פיפטה נשבר בחזרה מספיק כדי לאפשר ביצים הקרביים להיות בקלות שאב מתוך חלל תולעת. </li></ol> ב דיסקציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחדר הקלטה קו מעגלי בעט שעווה נמשך קרוב למתחם של החדר שבו תלוש Sylgard מצופה לכסות נלחץ במקומו (Sylgard-מעיל פונה מעלה). קו זה שעווה שמגביל את הפתק לכסות ומונע את פתרון הקלטה מ מחלחל מתחת פירוק להחליק לכסות במהלך דיסקציה הקלטה. החדר מתמלא אז עם פתרון הקלטה תאיים ותולעים מספר ממוקמים במרכז באמצעות לאסוף תולעת. תולעים ישחו פתרון, אך עם תרגול, תולעים אלו יכולים להיות מודבק למטה ללא כל הליכים נוספים כגון קירור למנוע תנועה. בשלב ההכשרה, זה יכול לעזור לתרגל תולעים הדבקה מוטציה שבה שחייה נפגעת (כגון UNC-31 מוטנטים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיכל דבק נושן מתוך כובע PCR שנערכה שעווה או פלסטלינה, משמש להחזיק מלאי העבודה של הדבק cyanoacrylic. Pipettes דבק עם ממדים קצה דומה pipettes הקלטה (בדרך כלל ~ 4 megohms התנגדות) משמשים ליישם דבק. בעזרת המוליך דבק, כמות קטנה של דבק נשאב לתוך פיפטה דבק, באמצעות היקף לנתיחה כדי להמחיש את קצה פיפטה כמו דבק נמצץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הדבק cyanoacrylic (HistoacrylBlue, Aesulap) polymerizes במגע עם פתרון הקלטה תאית, ולכן חשוב לשמור על לחץ חיובי על פיפטה דבק כפי שהוא מזין את הפתרון קאמרית למנוע דבק התקשות חיבור פיפטה. ברגע פיפטה הוא דבק בפתרון קאמרית, זרם קטן אך קבוע של דבק צריך להיות מיושם על פני השטח Sylgard תחת שליטה הפה הלחץ כדי למנוע חיבור. אם פיפטה הופך לחשמל זה לפעמים יכול להיות חסומות על ידי הקשה על קצה בעדינות על זכוכית sylgard מצופה. מומלץ לך להתאמן הדבקה לפני שתנסה תולעים דבק. אם אתה יכול לכתוב באופן קבוע את שמך דבק על Sylgard, עם אותיות עשוי קווי רזה יותר רוחב התולעים אתה מוכן proceed כדי הדבקה לציפורן תולעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להדביק תולעת, להפעיל לחץ חיובי לצרף כמות קטנה של דבק על הראש או הזנב של התולעת במהירות לצייר את התולעת מטה אל פני השטח Sylgard. נסו לצרף את התולעת סמוך למרכז החדר כמו תולעים מודבק קרוב מדי לקצה יהיה קשה להגיע עם pipettes ההקלטה. ואז להחיל זרם בלתי פוסק של דבק לאורך הקצה הגבי של לציפורן של התולעת מתוך הקובץ המצורף החל, מה שאילץ את התולעת למצב-C עם הפות פונה פנימה (עבור הקלטות שרירים הגחון). פערים כל דבק בקו הזה צריך למלא כך את התולעת מחוברת חזק, כדי למנוע את התולעת מתוך ניתוק במהלך שלב את החתך לציפורן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע את החתך לציפורן, לעבור פיפטה כף יד לנתיחה. פיפטה זה צריך להיות חד יותר דבק / הקלטה pipettes ויש לי מוט קצר, חסון. השימוש הגבוה ביותר בהגדלה על היקף הניתוחים, ליישר את פיפטה מקביל לציר האורך של התולעת והכנס את קצה על נקודת האמצע לאורך התולעת (קרוב ל הפות) עושה את החתך על הממשק לציפורן / הדבק. חתך זה משחרר את הלחץ ההידרוסטטי תולעים לאלץ ביצים המעיים החוצה דרך נקודת החתך. המשך קיצוץ ציפורניים לקראת ראש התולעת בתנועת חיתוך דומה פתיחת מכתב, עד שתגיע הלוע. החלף לידי פיפטה החילוץ ואקום את האיברים הפנימיים של התולעת. לאחר ניקוי החתך, את הקוטיקולה פתח ישמרו על צורה גלילית זה. השתמש פיפטה הדבקה טריים במקום לרתך לחתוך את הקצה של לציפורן מטה אל פני השטח Sylgard. חשוב להשתמש כתמי דבק מינימלי בשלב זה כדי למנוע נזק או להסתיר את NMJs. הגחון כבל גוף עצב קיר השרירים חשופים עכשיו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להסיר את הקרום המכסה את המרתף NMJs, למצוץ את פתרון ההקלטה תאיים מהאולם וליישם collagenase (0.4mg/ml פתרון הקלטה תאית) למשך כ 10-20 שניות, להסיר ולשטוף מספר פעמים עם פתרון טרי הקלטה תאיים. המשך לשלב את ההקלטה. </li></ol> ג Patch-clamp הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את תא הקלטת על הבמה את הימין מיקרוסקופ באמצעות המטרה 10X למרכז תולעת. עבור מטרה מים emersion 40X עם DIC ולבדוק כי הקיר גוף שרירי וחוט עצב שלמות. מקם את התולעת כך ציר האורך של התולעת הוא במקביל הקצה הקדמי של היקף, המאפשר אלקטרודות להיות הציג משני הצדדים על ימין ועל שמאל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיקון השריר באמצעות תקן תיקון-clamping טכניקות. אלקטרודות הקלטה של ​​ההתנגדות על megohms 4 לעבוד היטב. לאחר האלקטרודה נוגעת קרום השריר, עלייה בלחץ שלילי עד חותם gigohm מתקבל. עבור למצב מתח-clamp כל תא הקלטה, להחיל יניקה יותר zap הממברנה עד לאטום gigohm מקרע. בשנת הקלטה טובה, גוף שרירי קיר wild-type תולעים בוגרות יש בדרך כלל קיבול קרום התא של pF 70 ~ והוא יכול להיות מוקלט ביציבות על פוטנציאל החזקת mV -60 עם זרמים מחזיק מינימלי (~ 50 לפחות 10 דקות הרשות הפלסטינית). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון הקלטה תאי מורכב (מ&quot;מ): 150 NaCl, KCl 5, CaCl 2 5, MgCl 2 4, 10 גלוקוז, סוכרוז 5, HEPES 15 (pH 7.3, 330mOsm ~). פיפטה תיקון כולל (מ&quot;מ): 120 KCl, KOH 20, MgCl 2, 4 (N-טריס [Hydroxymethyl] mthyl-2-aminoethane-חומצה sulfonic) TES 5, Dihydrate CaCl 2 0.25, Na 2 ATP 4, סוכרוז 36 , EGTA 5 (pH 7.2, ~ 312 mOsm). הערה: פתרונות אלה באופן מלאכותי לתאי השריר עומס עם כלוריד, כך GABA קולטן בתיווך זרמים הן כלפי פנים עקב בזרימת כלוריד על פוטנציאל החזקת mV -60. וריאציות על הפתרונות הללו היו בשימוש (ראה פרסומים לפרטים נוספים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עורר לשחרר. בדרך כלל אנחנו במקום אלקטרודה נוספת שהכילה פתרון תאיים על הגחון הקדמי חוט העצב לשריר תוקנו. תצורה זו דורש תיקון רופף גירויים depolarizing גדול (בסדר גודל של 10s של וולט) למשך זמן קצר (1-2ms) כדי להשיג את התגובות שעוררו מקסימלי (בדרך כלל 2.0-2.5 NA) בשנת wild-type תולעים. המגבלות של גישה זו הם: 1) רק עורר כמה תגובות ניתן לשלוח לפני העצב ניזוק באופן בלתי הפיך ו 2) מסיבות לא ידועות, רק עורר תגובות cholinergic ניתן לקבל באמצעות גירוי תצורה זו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אור הופעל ערוץ rhodopsin גירוי. לאחרונה, מעבדה גוטשלק יצרה תולעים מהונדס המבטא אצות הנגזרות rhodopsins ערוץ depolarize הממברנה על גירוי אור תת קבוצות של נוירונים, בהתאם האמרגן להשתמש בכונן ביטוי 4. במקרה של ג elegans NMJ, קווי משולב להביע ערוץ rhodopsin באחת הנוירונים מנוע cholinergic או נוירונים מנוע GABAergic כעת availablה מאז ערוץ rhodopsin רק מגיב אור כאשר כל טרנס הרשתית קשורה מחצית opsin, תולעים המשמש עבור יישום זה חייב להיות גדל על חיידקים מהול הרשתית. פולס האור הירוק לאחר מכן ניתן להשתמש שוב ושוב להפעיל את rhodopsin ערוץ גרימת שחרור עורר או של אח או GABA, בהתאם תולעים מהונדס משמשים. תולעים אלה מהונדס ניתן חצו לתוך זנים מוטנטים. היתרון של שיטה זו על גירוי חשמלי הקודמת כוללים: 1) אור ההפעלה אינו גורם נזק עצבי, המאפשר לחזור גירויים רבים להתבצע ו 2) עורר שחרור או נוירונים מנוע GABAergic או cholinergic ניתן ללמוד באופן עצמאי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Hyperosmotic-Induced שחרור. כדי למדוד את גודל הבריכה שלפוחית ​​בקלות-releasable (המשקף את הבריכה סיכם של שלפוחית ​​דרוך מכל של NMJ על השריר מוקלט), הלחץ פיפטה המכיל פתרון תאיים hyperosmotic (במונחי mOsm 850 ~ ידי הוספת סוכרוז נוספים) משמש. לחץ הדופק יישומים של 1-3 שניות לייצר מטח של הפוסט סינפטי אירועים אסינכרוני באמצעות פתרונות סטנדרטיים שתוארו לעיל. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/old/1165_2009_1_22_3/figure1.png" alt="" width="600" height="449" /> איור 1: סקירה סכמטי של C. elegans לנתיחה ותצורת ההקלטה neuromuscular Coverslip מצופה sylgard שנעשו על ידי ירידה מריחות של Sylgard פני הזכוכית וריפוי לילה ממוקם חלל עגול של חדר הקלטה טרומיים מכוסה פתרון הקלטה. תולעת ממוקם במרכז מודבק לפני השטח Sylgard החל הראש או הזנב, יישום דבק בצד הגבי של התולעת, בעזרת פיפטה דבק. לאחר הדבקה תושלם, חתך סמוך הפות, בממשק שבין לציפורן ודבק הוא עשה עם מחט זכוכית ארוכה לכיוון הראש (ראה קו אדום מחורר). בעקבות החילוץ של הקרביים וביצים מחלל את הגוף, לחתוך את הקצה של החתך הוא ספוט מרותך עם דבק Sylgard כדי לחשוף את עצב הגחוני (ירוק) ועל הקיר גוף שרירי (אדום). השריר הגחון-המדיאלי הקדמי כדי הפות הוא תיקון, הידק את האלקטרודה מגרה ממוקם במעלה הזרם על חוט העצב. נציג תוצאות <img src="/files/ftp_upload/1165/Reprensentative.png" alt="Represenative תרשים" width="600" height="404" /> שלמות התא, מתח, הידק קיר הגוף הקלטות שרירים מוצגים עבור כל אחד משלושת הפרוטוקולים גירוי שתוארו לעיל (מעוררים חשמלית, אור עורר ותגובות hyperosmotic). בכל המקרים הגחון-המדיאלי הקיר שריר בגוף הוא הידק ב -60 mV. א wild-type לתאי השריר בדרך כלל להציג שיעור גבוה של זרמי פנימה אנדוגניים סינפטי מיניאטורי בפתרונות הקלטה הרגילה שלנו. ב שלילת קוטביות 2ms של חוט העצב הקדמי הגחון גורמת לשחרור סינכרוני של סינפסות מספר וכתוצאה מכך תגובה עורר גדול של NA סביב 2-2.5 ב wild-type תולעים. עקבות נציג ימינה של wild-type עקבות A ו-B להראות לשחרור סינפטי של מוטנט חסר קואורדינציה קשות (UNC-18). לוח ג מראה תגובה אור עורר מצומת neuromuscular של התולעת wild-type להביע ערוץ rhodopsin בנוירונים cholinergic. הדופק 2ms אור בדרך כלל מייצרת תגובה של NA 1.5-1.8. ד בלחץ פליטה של ​​תמיסת מלח 850 mOsm hyperosmotic על השריר עבור 1s, מייצרת מטח אסינכרוני של זרמים סינפטיים מיניאטוריים המייצגים את הבריכה בקלות-releasable של שלפוחית.

<ol>
	<li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Genetics. 77 (1), 71-71 (1974).</li><li>Richmond, J. E., Davis, W. S., Jorgensen, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Nat Neurosci. 2 (11), 959-959 (1999).</li><li>Richmond, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WormBook. 1, (2006).</li><li>Liewald, J. F., Brauner, M., Stephens, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Nature methods. 5 (10), 895-895 (2008).</li><li>Lockery, S. R., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in enzymology. 293, 201-201 (1998).</li><li>Brockie, P. J., Mellem, J. E., Hills, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuron. 31 (4), 617-617 (2001).</li><li>Richmond, J. E., Jorgensen, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Nat Neurosci. 2 (9), 791-791 (1999).</li></ol>

אורגניזם גנטי המודל C, elegans הוא אידיאלי ללימוד בשידור סינפטי, דרך ניתוח פונקציונלי של מוטציות הגנים המקודדים חלבונים סינפטיים. כאן יש לנו תיאר טכניקה לנתיחה המעבדת את C. elegans NMJs נגיש לניתוח אלקטרו. הסרטון מלווה מתאר את השלבים הקריטיים של C. elegans לנתיחה ואת ...

dissecting and recording from the c. elegans neuromuscular junction

עצבית היא תהליך שבו הנוירונים להעביר מידע באמצעות אותות כימיים למטרות פוסט סינפטית שלהם, בסולם זמן מהיר. זה תהליך מורכב, דורש את פעילות מתואמת של חלבונים קדם ופוסט סינפטיים רבים כדי להבטיח קישוריות סינפטי המתאים, ההולכה של האותות החשמליים, מיקוד תחול של שלפוחיות הפרשה, חישה סידן, איחוי שלפוחית, לוקליזציה והתפקוד של הקולטנים postsynaptic ולבסוף, מיחזור מנגנונים. כמו מדעני המוח היא המטרה שלנו להבהיר אילו חלבונים לתפקד בכל אחד מהשלבים הללו ולהבין את מנגנוני הפעולה שלהם. הקלטות אלקטרו מן הסינפסות לספק לכימות לקרוא את האירועים החשמליים הבסיסיים המתרחשים במהלך שידור סינפטי. על ידי שילוב של טכניקה זו עם מערך רב עוצמה של כלים מולקולריים וגנטיים זמין לתפעל חלבונים סינפטיים ב C. elegans, אנחנו יכולים לנתח את השינויים תפקודית וכתוצאה מכך בשידור סינפטי. ג elegans NMJs שנוצר בין הנוירונים המוטוריים קיר גוף שרירי תנועה מלאה, ולכן מוטציות עם פנוטיפים locomotory מתואמים (המכונה UNC ים) לעתים קרובות השידור הסינפטי להפריע בכל אלה סינפסות 1. מאז מוטנטים UNC מתוחזקים על היצע עשיר של מזון ממקור חיידקי, הם נשארים קיימא כל עוד הם שומרים על כמה יכולת שאיבה בלוע לבלוע מזון. זה, יחד עם העובדה כי ג elegans קיימים הרמפרודיטים, מאפשר להם לעבור על הצאצאים מוטציה ללא צורך התנהגויות ההזדווגות לפרט. תכונות אלה, בשילוב עם היכולת שלנו לאחרונה להקליט התולעים NMJs 2,3,7 להפוך את זה אורגניזם מודל מצוין שבו לכתובת בדיוק איך UNC עצבית מוטנטים השפעה. שיטת הניתוח כרוך תולעים בוגרות לשתק באמצעות דבק cyanoacrylic כדי להפוך חתך לציפורן תולעת חשיפת NMJs. מאז ג מבוגרים elegans רק 1 מ&quot;מ באורך לנתיחה מבוצע תוך שימוש במיקרוסקופ לנתח ודורש תיאום מצוין בין העין ליד. הקלטות NMJ מבוצעים על ידי כל תא מתח clamping הפרט קיר השרירים בגוף תאים ושחרור הנוירוטרנסמיטר ניתן עורר באמצעות מגוון של פרוטוקולי כולל גירוי גירוי חשמלי, אור הופעל ערוץ rhodopsin בתיווך שלילת קוטביות 4 ו hyperosmotic מלוחים, אשר כולם יהיו תיאר בקצרה.

Watch this Scientific Journal Video about Dissecting and Recording from The C. Elegans Neuromuscular Junction at JoVE.com

Dissecting and Recording from The C. Elegans Neuromuscular Junction

יישום electrophysiology כדי סינפסות נגיש מספק מדד לכימות הפעילות הסינפטית, שימושי בניתוח מוטנטים הסינפטי. מאמר זה מתאר שיטה לנתיחה נהג לחשוף את בצמתים neuromuscular (NMJ) של<em&gt; Caenorhabditis elegans (C. elegans)</em&gt; ואת דן בקצרה כמה מן השימושים אשר זו הכנה יכול להיות מיושם.

הביתור, הקלטה מ צומת C. elegans Neuromuscular

Neurotransmission is the process by which neurons transfer information via chemical signals to their post-synaptic targets, on a rapid time scale.   This ...

dissecting-and-recording-from-the-c-elegans-neuromuscular-junction

Research

JoVE Journal

Biology

15.5K Views.  University of Illinois, Chicago. יישום electrophysiology כדי סינפסות נגיש מספק מדד לכימות הפעילות הסינפטית, שימושי בניתוח מוטנטים הסינפטי. מאמר זה מתאר שיטה לנתיחה נהג לחשוף את בצמתים neuromuscular (NMJ) של Caenorhabditis elegans (C. elegans) ואת דן בקצרה כמה מן השימושים אשר זו הכנה יכול להיות מיושם.

Video: Dissecting and Recording from The C. Elegans Neuromuscular Junction

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

הדור של Stable טראנסגנטי C. elegans שימוש Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

לדמיין את חיים תסיסנית גליה-neuromuscular צומת עם צבעי ניאון

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

The Production of C. elegans Transgenes via Recombineering with the galK Selectable Marker

The creation of transgenic animals is widely utilized in C. elegans research including the use of GFP fusion proteins to study the regulation and expression pattern of genes of interest or generation of tandem affinity purification (TAP) tagged versions of specific genes to facilitate their purification. Typically transgenes are generated by placing a promoter upstream of a GFP reporter gene or cDNA of interest, and this often produces a representative expression pattern. However, critical elements of gene regulation, such as control elements in the 3' untranslated region or alternative promoters, could be missed by this approach. Further only a single splice variant can be usually studied by this means. In contrast, the use of worm genomic DNA carried by fosmid DNA clones likely includes most if not all elements involved in gene regulation in vivo which permits the greater ability to capture the genuine expression pattern and timing. To facilitate the generation of transgenes using fosmid DNA, we describe an E. coli based recombineering procedure to insert GFP, a TAP-tag, or other sequences of interest into any location in the gene. The procedure uses the galK gene as the selection marker for both the positive and negative selection steps in recombineering which results in obtaining the desired modification with high efficiency. Further, plasmids containing the galK gene flanked by homology arms to commonly used GFP and TAP fusion genes are available which reduce the cost of oligos by 50% when generating a GFP or TAP fusion protein. These plasmids use the R6K replication origin which precludes the need for extensive PCR product purification. Finally, we also demonstrate a technique to integrate the unc-119 marker on to the fosmid backbone which allows the fosmid to be directly injected or bombarded into worms to generate transgenic animals. This video demonstrates the procedures involved in generating a transgene via recombineering using this method.

The Production of C. elegans Transgenes via Recombineering with the galK Selectable Marker

The ability to produce transgenes for Caenorhabditis elegans using genomic DNA carried by fosmids is particularly attractive as all of the native regulatory elements are retained. Described is a simple and robust procedure for the production of transgenes via recombineering with the galK selectable marker.

הייצור של ג elegans Transgenes דרך Recombineering עם GalK לבחירה מרקר

The creation of transgenic animals is widely utilized in C. elegans research including the use of GFP fusion proteins to study the regulation and ...

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated tools and resources for studies in this system are facilitating continued discovery of genes with more subtle phenotypes or roles. 
Here we present a generalized protocol we adapted for identifying C. elegans genes with postembryonic phenotypes of interest using RNAi2. This procedure is easily modified to assay the phenotype of choice, whether by light or fluorescence optics on a dissecting or compound microscope. This screening protocol capitalizes on the physical assets of the organism and molecular tools the C. elegans research community has produced. As an example, we demonstrate the use of an integrated transgene that expresses a fluorescent product in an RNAi screen to identify genes required for the normal localization of this product in late stage larvae and adults. First, we used a commercially available genomic RNAi library with full-length cDNA inserts. This library facilitates the rapid identification of multiple candidates by RNAi reduction of the candidate gene product. Second, we generated an integrated transgene that expresses our fluorecently tagged protein of interest in an RNAi-sensitive background. Third, by exposing hatched animals to RNAi, this screen permits identification of gene products that have a vital embryonic role that would otherwise mask a post-embryonic role in regulating the protein of interest. Lastly, this screen uses a compound microscope equipped for single cell resolution.

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

We describe a sensitized method to identify postembryonic regulators of protein expression and localization in C. elegans using an RNAi-based genomic screen and an integrated transgene that expresses a functional, fluorescently tagged protein.

RNAi הקרנת לזהות פנוטיפים Postembryonic ב ג elegans</em

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

בסיסי<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; שיטות: סנכרון תצפית

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

יצירת סביבות גזיים מוגדרים כדי לחקור את ההשפעות של היפוקסיה על<em&gt; ג elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

Assay Chemotaxis סי אלגנס

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

C. elegans is a powerful model system, in which genetic and molecular techniques are easily applicable. Until recently though, techniques that require direct access to cells and isolation of specific cell types, could not be applied in C. elegans. This limitation was due to the fact that tissues are confined within a pressurized cuticle which is not easily digested by treatment with enzymes and/or detergents. Based on early pioneer work by Laird Bloom, Christensen and colleagues 1 developed a robust method for culturing C. elegans embryonic cells in large scale. Eggs are isolated from gravid adults by treatment with bleach/NaOH and subsequently treated with chitinase to remove the eggshells. Embryonic cells are then dissociated by manual pipetting and plated onto substrate-covered glass in serum-enriched media. Within 24 hr of isolation cells begin to differentiate by changing morphology and by expressing cell specific markers. C. elegans cells cultured using this method survive for up 2 weeks in vitro and have been used for electrophysiological, immunochemical, and imaging analyses as well as they have been sorted and used for microarray profiling.

A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

We describe here a revised protocol for large-scale culture of embryonic C. elegans cells. Embryonic C. elegans cells cultured in vitro using this method, appear to differentiate and recapitulate the expression of genes in a cell specific manner. Techniques that require direct access to the cells or isolation of specific cell types from the other tissues can be applied on C. elegans cultured cells.

שיטה לCulturing עוברי<em&gt; ג elegans</em&gt; תאים

C. elegans is a powerful model system, in which genetic and molecular techniques are easily applicable. Until recently though, techniques that require ...

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound responses and repair in this model have illuminated our understanding of the cytoskeletal and genomic responses to tissue damage. The two most commonly used methods to wound the C. elegans adult skin are pricks with microinjection needles, and local laser irradiation. Needle wounding locally disrupts the cuticle, epidermis, and associated extracellular matrix, and may also damage internal tissues. Laser irradiation results in more localized damage. Wounding triggers a succession of readily assayed responses including elevated epidermal Ca2+ (seconds-minutes), formation and closure of an actin-containing ring at the wound site (1-2 hr), elevated transcription of antimicrobial peptide genes (2-24 hr), and scar formation. Essentially all wild type adult animals survive wounding, whereas mutants defective in wound repair or other responses show decreased survival. Detailed protocols for needle and laser wounding, and assays for quantitation and visualization of wound responses and repair processes (Ca dynamics, actin dynamics, antimicrobial peptide induction, and survival) are presented.

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The adult C. elegans skin is a tractable model for studies of epithelial wound responses, including wound closure, scar formation, and innate immunity.

שיטות לעור פציעה ומבחנים לתגובות פצע ב<em&gt; C. elegans</em

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound ...

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for the conversion and replication of their benign cellular isoform. Accumulating evidence suggests that many protein aggregates can act as self-propagating templates and corrupt the folding of cognate proteins. Although aggregates can be functional under certain circumstances, this process often leads to the disruption of the cellular protein homeostasis (proteostasis), eventually leading to devastating diseases such as Alzheimer&#8217;s disease (AD), Parkinson&#8217;s disease (PD), Amyotrophic lateral sclerosis (ALS), or transmissible spongiform encephalopathies (TSEs). The exact mechanisms of prion propagation and cell-to-cell spreading of protein aggregates are still subjects of intense investigation. To further this knowledge, recently a new metazoan model in Caenorhabditis elegans, for expression of the prion domain of the cytosolic yeast prion protein Sup35 has been established. This prion model offers several advantages, as it allows direct monitoring of the fluorescently tagged prion domain in living animals and ease of genetic approaches. Described here are methods to study prion-like behavior of protein aggregates and to identify modifiers of prion-induced toxicity using C. elegans.

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prion-like propagation of protein aggregates has recently emerged as being implicated in many neurodegenerative diseases. The goal of this protocol is to describe, how to use the nematode C. elegans as a model system to monitor protein spreading and to investigate prion-like phenomena.

חוקר את החלבונים כמו פריון-הפצת ורעילות של שימוש במטזואניים דגם אורגניזם<em&gt; C. elegans</em

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for ...