بتمويل من NSF (0854551).

1. قبل إعداد التجريبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحلول التالية (انظر الجدول 1 للتركيبات): (أ) 1 لتر NFR (عادي قارع الأجراس الضفدع)، (ب) 100 مل المالحة 10٪، (ج) 100 مل CMF (كا 2 + / 2 ملغ + خالية من الحل (و) د) 1 مل ITS (الانسولين ترانسفيرين-السيلينيوم، سيغما I1884) و (ه) 100 مل المتوسطة L-15 والثقافة، (و) 10 مل HCG (الإنسان موجهة الغدد التناسلية المشيمية سيغما CG-10)، (ز) 100 مل K +-الداخلية حل، (ح) 100 مل +-K الداخلية حل لB. الامفوتريسين يجب أن يتم التحقق من قوة التناضحي الحل 1 إلى ضمان أن تكون يقرب من 260 الميلي أسمول باستخدام مقياس التناضح ضغط البخار (مثل نموذج Wescor # 5100C) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصفية تعقيم حلول (ب) و (ج) حلول (أ) (ب) و (ج) ويمكن تخزين ما يصل إلى ثلاثة أشهر في C. ° 4 إعداد الحل (د) عن طريق إضافة 1 مل منزوع الأيونات H 2 O إلى قارورة تحتوي على مسحوق مجفف بالتجميد عن طريق حقنة إبرة قياس 25 و تصفية حقنة. هذا الحل النهائي جويتم تخزين في C ° 4 لمدة 30 يوما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحل (ه) في الصفحي هود تدفق من خلال الجمع بين جميع المكونات في دورق أو قارورة. تصفية تعقيم الحل النهائي وتحويل 10 مليلتر مأخوذة في أنابيب الطرد المركزي العقيمة. مخزن في -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد HCG (حل (و)) وذلك بإضافة 10 مل منزوع الأيونات H 2 0 إلى قارورة تحتوي على مسحوق مجفف بالتجميد عن طريق حقنة إبرة قياس 25 و تصفية حقنة. يمكن تخزين هذا الحل النهائي في C ° 4 لمدة 30 يوما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسليخ مجهري افتعال أدوات اثنين على الأقل من لصق دبوس Minutien (26002-10 أدوات العلوم الجميلة) إلى نهاية ماصة باستور الزجاج مع الغراء CYANOACRYLATE. السماح للنهاية حادة من دبوس تمديد بعد نهاية ماصة ما يقرب من 0.5 سم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل يومين من إعداد الثقافات، حمل تربية للإجراء التالي. تحديد الزوج تربية جاهزة من خلال مراقبة القيطم بارز، مجرور المحمر على الإناث وتصبغ الظلام على مستو سوrface من الكفوف أمام الرجال. في وقت واحد، كل صافي الضفدع والاحتفاظ بها الجانب البطني أسفل على بالوعة مع صافي بحيث لا يمكن الفرار. حقن 1 مل من محلول (و) من خلال واحد وصافي في تحت الجلد من الحويصلات الليمفاوية الظهرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الزوج تربية معا في خزان جالون غطت عشرة من المياه. للتأكد من أن الحيوانات لن تدوس على البيضات والمخصبة، تثبيت أرضية فرزهم مع حجم فتحات الشباك من حوالي ½ &quot;مزودة حوالي 1-2 بوصة فوق قاع الخزان (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك الضفادع دون عائق ل12-48 ساعة حتى الحيوانات في تعناق ويلاحظ البويضات المخصبة في الطابق تحت الشاشة (1B الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحيوانات من الخزان، ولكن ترك البيض دون عائق للا يقل عن 24 ساعة لفترة أطول. ويمكن هذا الزوج من الضفادع إعادة لدت بعد ستة أسابيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخفيف الأجنة من قاع الخزان ونقلها إلى أربعة أو خمسة عبادة مم 60x15الأطباق المالحة التي تحتوي على لدى عودتهم 10٪ (حل ب). فرز الأجنة حسب المرحلة وفقا للمخطط Niewkoop وفابر (المرجع 20). وسوف تكون تلك الأجنة مفيدة في مرحلة 22-24. 2A الشكل يظهر الجنين في مرحلة ما يقرب من 22 في حين الشكل 2B يظهر الجنين الذي هو بعيد جدا في التنمية جنبا إلى جنب لتكون مفيدة (المرحلة حوالي 28). من المهم اختيار الأجنة التي يتمتعون بصحة جيدة: تلك التي هي على نحو سلس في المظهر مع البني الفاتح والأبيض التبقيع مثالية. الأجنة التي لديها بقع كبيرة سوداء أو بيضاء عادة ما تكون غير صحية وغير صالحة للاستعمال. </li></ol> 2. تسليخ مجهري من الأجنة القيطم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> داخل تسمية تدفق الصفحي، وملء غطاء محرك السيارة في منتصف الطريق تقريبا 3 مم 60x15 الأطباق المالحة الثقافة العقيمة مع 10٪، واحد مع CMF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام العقيمة، والزجاج ماصة باستور نقل 5-10 22-24 مرحلة الأجنة إلى واحدة من أطباق تحتوي على محلول ملحي 10٪. مع المعونة من التكبير ستيريو تشريحجي المجهر داخل غطاء محرك السيارة (0.6-5X مع العدسات × 10)، وإزالة طبقة الغشاء المحي معقود الفواكه والجنين من كل اثنين من أزواج من استخدام ملقط معقم رقم 5 (11251-30 أدوات العلوم الجميلة). (انظر الشكلين 3A 3B و.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الأجنة العارية عن طريق تمرير لها، في وقت واحد، من خلال الأطباق المالحة المتبقيين من 10٪، وأخيرا في صحن يحتوي على CMF. استخدام جديد، ماصة معقمة في كل نقل والتقليل من حجم الطبق من حل نقل إلى طبق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره، عقد كل الجنين بلطف ولكن بحزم مع زوج من ملقط و، وذلك باستخدام أداة تسليخ مجهري الطراز في الخطوة 1.5، إزالة الأنبوب العصبي وmyotomes المرتبطة والتي تقع في الجانب الأكثر الظهرية للحيوان. القيام بذلك عن طريق ثلاث شرائح، واحدة على طرفي مكان الأنبوب العصبي وثلث بطني فقط لأنه (الشكل 4A). نقل كل أنبوب تشريح العصبية / بضعة عضلية على جزء نظيف من الطبق بعيدا عن صفار granulوفاق وغيرها من الحطام (الشكل 4B). يشار إلى محور ظهري بطني، ومواقع الأنبوب العصبي وmyotomes في الشكل 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد حوالي خمس عشرة دقيقة في هذا الحل ملقط استخدام (CMF) لرفع الجلد المصطبغة خالية من الأنسجة تشريح والتخلص منها. بعد دقيقة إضافية 30-60، وخلايا تشكيل &quot;كومة الرمل&quot; عندما تصبح فصلها عن بعضها البعض (الشكل 4C). </li></ol> 3. إعداد العصبي العضلي الثقافات المشارك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ذوبان الجليد أنبوب 10 مل من مستنبت وإضافة جو معقم و مطهر 70 ميكرولتر ITS و 35. نانوغرام / مل BDNF (سيغما B3795) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التسمية وملء العقيمة 35 ملم الأطباق ثقافة (FD35-100 أدوات دقيقة العالمي) في منتصف الطريق تقريبا مع متوسط ​​L-15 الثقافة (حل (ه))، واحد لكل الجنين تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> افتعال ماصة الطلاء من استيعاب كل نهاية ماصة باستور الزجاج حين عقد الجزء مدبب أكثر من اللهب. سحب نهايات على حدة لحوالي 10 سم وكسر ثم قبالة نهاية لتسفر عن غيض من حوالي 0.2 ملم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ماصة لتمتص الطلاء على &quot;كومة الرمل&quot; من جنين واحد التقليل من كمية حل مرسومة. طرد الخلايا على الجزء السفلي من طبق الثقافة. لوحة الخلايا في عدة أسطر. مراقبة خلايا غير متمايزة مطلي (الشكل 5A و 5B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك الأطباق من الخلايا مطلي دون عائق لمدة لا تقل خمس عشرة دقيقة للسماح للخلايا الوقت لنعلق على الطبق. </li></ol> 4. التصحيح المشبك العصبي العضلي الوصلات العصبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 12-24 ساعة في الثقافة، والخلايا مطلي تأخذ على الصفات المورفولوجية متميزة: خلايا العضلات تصبح المغزل على شكل الخلايا العصبية في العمود الفقري وتوسيع نطاق العمليات الطويلة (الشكل 6). ويمكن التأكد من اتصال متشابك وظيفية بين دوالي محوار وخلايا العضلات في وقت واحد مع التسجيلات الكهربية المقترنة. &quot;M&quot;، &quot;S&quot; و &quot;V&quot; تشير على التوالي إلى الخلايا العضلية، العصبيةسوما ودوالي قبل المشبكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد أقطاب التصحيح اثنين للتسجيل: واحد للدوالي قبل المشبكي واحد للخلية العضلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لقطب قبل المشبكي، يعد الحل الأمفوتريسين المحتوية على النحو التالي: أضف 100 ميكرولتر DMSO إلى أنبوب microcentrifuge 1.5 مل تحتوي على 5 ملغ الأمفوتريسين B (سيغما A4888). دوامة هذا الحل لمدة 10 ثانية. المقبل، إضافة 10 ميكرولتر من حل لهذه أنبوب microcentrifuge الثاني الذي يحتوي على 625 ميكرولتر K +-B الداخلية حل لالامفوتريسين (الحل (ح)). دوامة على النحو الوارد أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء القطب قبل متشابك مع الأمفوتريسين K +-المحتوية على استعداد الداخلية حل في الخطوة 4.3 و القطب بعد متشابك مع الحل +-K الداخلية (الحل (ز)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال وسائل الإعلام في الطبق الثقافة مع NFR والانتقال إلى مجهر مقلوب مزودة البصريات النقيض المرحلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أقطاب كهربائية على حد سواء فوق أهداف كل منها. الحصول على تعاون كامل الخليةnfiguration مع العضلات الكهربائي الخلية قبل تكوين التصحيح مثقبة مع القطب دوالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتأكيد وظيفة من المشبك، يزيل الاستقطاب في دوالي مع مكبر للصوت المشبك التصحيح (على سبيل المثال Axopatch 200B، الأجهزة الجزيئية) تحت السيطرة البرمجيات (مثلا عن طريق pCLAMP 9، الأجهزة الجزيئية) ومراقبة التيارات في وقت واحد قبل المشبكي وبعد المشبكي. الشكل 7 يبين التيارات ينظر ردا على إزالة إستقطاب الخطوات من الجهد نظرا لدوالي قبل المشبكي في 10 زيادات بالسيارات من -30 إلى +40 بالسيارات بالسيارات. وتنفذ التيارات الداخل ينظر في الخلية قبل المشبكي بواسطة + الصوديوم والكالسيوم 2 + والتيارات الصادرة موزعة حسب K +. التيارات سجلت في الخلية بعد المشبكي هي الردود على ناقل عصبي التي صدرت من دوالي وتتم في الغالب من قبل + نا من خلال قنوات النيكوتينيك مستقبلات أستيل. </li></ol>

<ol>
	<li>Augustine, G. J., Eckert, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Divalent+cations+differentially+support+transmitter+release+at+the+squid+giant+synapse.">Divalent cations differentially support transmitter release at the squid giant synapse.</a> J. Physiol. 346, 257-271 (1984).</li><li>Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+action+potential+mechanism+of+amphibian+neurons+isolated+in+culture.">The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 73, 1641 (1976).</li><li>Weldon, P. R., Cohen, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+synaptic+ultrastructure+at+neuromuscular+contacts+in+an+amphibian+cell+culture+system.">Development of synaptic ultrastructure at neuromuscular contacts in an amphibian cell culture system.</a> J. Neurocytol. 8, 239-259 (1979).</li><li>Tabti, N., Poo, M. -. M., Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culturing Nerve Cells. , 137-153 (1991).</li><li>Yazejian, B., DiGregorio, D. A., Vergara, J. L., Poage, R. E., Meriney, S. D., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+measurements+of+presynaptic+calcium+and+calcium-activated+potassium+currents+regulating+neurotransmitter+release+at+cultured+Xenopus+nerve-muscle+synapses.">Direct measurements of presynaptic calcium and calcium-activated potassium currents regulating neurotransmitter release at cultured Xenopus nerve-muscle synapses.</a> J. Neurosci. 17, 2990 (1997).</li><li>DiGregorio, D. A., Peskoff, A., Vergara, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+action+potential-induced+presynaptic+calcium+domains+at+a+cultured+neuromuscular+junction.">Measurement of action potential-induced presynaptic calcium domains at a cultured neuromuscular junction.</a> J. Neurosci. 19, 7846 (1999).</li><li>Yazejian, B., Sun, X. P., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+presynaptic+Ca2++dynamics+during+neurotransmitter+release+with+Ca2+-activated+K++channels.">Tracking presynaptic Ca2+ dynamics during neurotransmitter release with Ca2+-activated K+ channels.</a> Nat. Neurosci. 3, 566 (2000).</li><li>Sun, X. P., Chen, B. M., Sand, O., Kidokoro, Y., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization-induced+Ca2++entry+preferentially+evokes+release+of+large+quanta+in+the+developing+Xenopus+neuromuscular+junction.">Depolarization-induced Ca2+ entry preferentially evokes release of large quanta in the developing Xenopus neuromuscular junction.</a> J. Neurophysiol. 104 (5), 2730-2740 (2010).</li><li>Xie, S. P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+events+in+the+formation+of+neuromuscular+synapse:+rapid+induction+of+acetylcholine+release+from+embryonic+neurons.">Initial events in the formation of neuromuscular synapse: rapid induction of acetylcholine release from embryonic neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 7069 (1986).</li><li>Li, P. P., Chen, C., Lee, C. W., Madhavan, R., Peng, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+filopodial+asymmetry+induced+by+synaptic+target.">Axonal filopodial asymmetry induced by synaptic target.</a> Mol. Biol Cell. 22 (14), 2480-2490 (2011).</li><li>Feng, Z., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Schwann+cells+promote+synaptogenesis+at+the+neuromuscular+junction+via+transforming+growth+factor-beta1.">Schwann cells promote synaptogenesis at the neuromuscular junction via transforming growth factor-beta1.</a> J. Neurosci. 28 (39), 9599-9609 (2008).</li><li>Song, H. J., Ming, G. L., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP-induced+switching+in+turning+direction+of+nerve+growth+cones.">cAMP-induced switching in turning direction of nerve growth cones.</a> Nature. 17 (6639), 275-279 (1997).</li><li>Morimoto, T., Wang, X. H., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+synaptotagmin+modulates+short-term+synaptic+plasticity+at+developing+neuromuscular+junctions.">Overexpression of synaptotagmin modulates short-term synaptic plasticity at developing neuromuscular junctions.</a> Neuroscience. 82 (4), 969-978 (1998).</li><li>Lu, B., Czernik, A. J., Popov, S., Wang, T., Poo, M. M., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+synapsin+I+correlates+with+maturation+of+the+neuromuscular+synapse.">Expression of synapsin I correlates with maturation of the neuromuscular synapse.</a> Neuroscience. 74 (4), 1087-1097 (1996).</li><li>Schaeffer, E., Alder, J., Greengard, P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapsin+IIa+accelerates+functional+development+of+neuromuscular+synapses.">Synapsin IIa accelerates functional development of neuromuscular synapses.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (9), 3882-3886 (1994).</li><li>Liou, J. C., Tsai, F. Z., Ho, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potentiation+of+quantal+secretion+by+insulin-like+growth+factor-1+at+developing+motoneurons+in+Xenopus+cell+culture.">Potentiation of quantal secretion by insulin-like growth factor-1 at developing motoneurons in Xenopus cell culture.</a> J. Physiol. 553 (Pt. 3), 719-7128 (2003).</li><li>Peng, H. B., Yang, J. F., Dai, Z., Lee, C. W., Hung, H. W., Feng, Z. H., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+neurotrophins+and+schwann+cell-derived+signals+on+neuronal+survival/growth+and+synaptogenesis.">Differential effects of neurotrophins and schwann cell-derived signals on neuronal survival/growth and synaptogenesis.</a> J. Neurosci. 23 (12), 5050-5060 (2003).</li><li>Dan, Y., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hebbian+depression+of+isolated+neuromuscular+synapses+in+vitro.">Hebbian depression of isolated neuromuscular synapses in vitro.</a> Science. 12 (5063), 1570-1573 (1992).</li><li>Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-dependent+regulation+of+neurotransmitter+specification+and+embryonic+neuronal+calcium+spike+activity.">Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity.</a> J. Neurosci. 30 (16), 5792-5801 (2010).</li><li>Niewkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis (Daudin). , (1967).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

الخطوات الرئيسية في زراعة المشترك الناجح لالعصبونات الحركية والخلايا العضلية هي استخدام نظم مناسب الأجنة الناتجة عن التفريخ الصناعي من الضفادع القيطم، وتشريح دقيق العقيم من الخلايا العصبية في العمود الفقري وغير متمايزة myoblasts. ينبغي أن يترك البيض المخصب دون عائق حتى تصل مرحلة ما يقرب من 10 أو حتى نقلها عاجلا في كثير من الأحيان توقف نموهم. يتم تحديد الأجنة صحية من خلال مظهر ناعم والأبيض والبني مرقش التلوين. المرحلة 22-24 الأجنة هي أكثر فائدة لأن هذا هو نقطة خلال التنمية مباشرة بعد إغلاق الأنبوب العصبي وقبل myocytes ومتباينة بشكل كبير. وبالإضافة إلى ذلك، خلايا الأجنة من كبار السن لا فصل بشكل جيد في CMF. وينبغي توخي الحذر عند إزالة الغشاء المحي كما تتمسك بشدة على الجنين. وينبغي أن تمزق الغشاء عدا باستخدام ملقط حاد بحيث يخرج الجنين سليما. آخر precautio هامةن هو بعناية وضع الخلايا على الجزء السفلي من طبق الثقافة (بدلا من السماح لهم بتسوية هناك). ويفضل هذه الطريقة لأن هذا يزيد من احتمال أن الخلايا ستلتزم الطبق الثقافة. يمكن تحديد العصبي الوظيفي بين الأعصاب والعضلات مع تسجيل بعد المشبكي فقط، وغالبا ما يمكن التأكد من رصد تقلص العضلات بعد تعصيب عفوية. خلايا العضلات من الامم المتحدة ومعصب لا نشل في الثقافة. تسجيل بعد المشبكي وحده مفيدا لتسجيل التيارات endplate مصغرة أو إمكانات ولكن قياسات الإفراج أثار يتطلب التحفيز قبل المشبكي، وعلاقة التيارات قبل وبعد المشبكي يتطلب التصحيح، المشبك المزدوج. وإلى جانب طريقة التسجيل تقرن التصحيح الموصوفة هنا، هذا المستحضر يتيح الفرصة لإدخال ماصة الثالث في الخلايا العصبية سوما 5 هذا يسمح للجيل إجراء ثا المحتملةيمكن ر نشر إلى دوالي قبل المشبكي وتؤدي إلى الإفراج عن الناقلات العصبية. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن عرض وكلاء المفترضة التي يعتقد للتوسط أو تعدل انتقال متشابك على جانبي المشبك: عن طريق العضلات أو عن طريق ماصة خلية من نشر ماصة صاحب المركز الثالث في سوما.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> معدات / لوازم </td><td> بائع </td><td> كتالوج / موديل </td><td></td></tr><tr><td> الانسولين ترانسفيرين-السيلينيوم </td><td> سيجما </td><td> I1884 </td><td></td></tr><tr><td> موجهة الغدد التناسلية المشيمائية البشرية </td><td> سيجما </td><td> CG-10 </td><td></td></tr><tr><td> ضغط البخار مقياس التناضح </td><td> Wescor </td><td> 5100C </td><td></td></tr><tr><td> دبابيس Minutien </td><td> أدوات العلوم الجميلة </td><td> 26002-10 </td><td></td></tr><tr><td> الأمفوتريسين B </td><td> سيجما </td><td> A4888 </td><td></td></tr><tr><td> ملقط الجراح </td><td> أدوات العلوم الجميلة </td><td> 11251-30 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> حل اسم </td><td> وصفة </td></tr><tr><td> (أ) NFR (قارع الأجراس الضفدع عادي (مم) </td><td> 116 كلوريد الصوديوم، 2 بوكل، 1.8 CaCl 2، 5 نا +-HEPES، ودرجة الحموضة 7.35. </td></tr><tr><td> (ب) المالحة 10٪ </td><td> منزوع الأيونات 10 مل مل NFR +90 H 2 O </td></tr><tr><td> (ج) CMF (كا 2 + / 2 ملغ + خالية من الحل) </td><td> 125 كلوريد الصوديوم، 2 بوكل، 1.2 EDTA، 5 نا +-HEPES، ودرجة الحموضة 7.35. </td></tr><tr><td> (ه) وسائل الاعلام L-15 ثقافة </td><td> 50 مل L-15 وسائل الإعلام (سيغما L1518) + 50 مل NFR. </td></tr><tr><td> (ز) K +-الداخلية حل (مم) </td><td> 116 بوكل، 1 كلوريد الصوديوم، 1 MgCl 2 و 10 EGTA، 5 HEPES، ودرجة الحموضة 7.3 </td></tr><tr><td> (ح) K ​​+-B الداخلية حل لالامفوتريسين (مم) </td><td> 52 K 2 SO 4، 38 بوكل، 1 EGTA، 5 HEPES، ودرجة الحموضة 7.3 </td></tr></tbody></table></td></tr></tbody></table> طبله 1.

simultaneous pre- and post-synaptic electrophysiological recording from xenopus nerve-muscle co-cultures

لقد تم الحصول على الكثير من المعلومات حول توصيل التيارات الأيونية قبل المشبكي مع الافراج عن ناقل عصبي من الاستعدادات اللافقارية، وأبرزها الحبار العملاق المشبك 1. ومع ذلك، ما عدا لإعداد وصفها هنا، الاستعدادات الفقاريات القليلة التي توجد في أنه من الممكن أن إجراء قياسات في وقت واحد من الافراج عن ناقل عصبي والتيارات الأيونية قبل المشبكي. يمكن زراعتها الجنينية العصبونات الحركية القيطم وخلايا العضلات معا في ثقافة المتوسط ​​بسيطة في درجة حرارة الغرفة، وسوف تشكل نقاط الاشتباك العصبي وظيفية ضمن 12-24 ساعة، ويمكن استخدامها لدراسة الأعصاب والعضلات وتطور الخلايا التفاعلات متشابك لعدة أيام (حتى فرط يحدث). بعض مزايا هذه الثقافات المشتركة على مدى الاستعدادات الفقاريات الأخرى تشمل إعداد بساطة، والقدرة على الحفاظ على الثقافات والعمل في درجة حرارة الغرفة، وإمكانية الوصول من نقاط الاشتباك العصبي استعداد المشكلة 2-4. وقد استخدم على نطاق واسع لإعداد دراسة الخصائص الفيزيائية الحيوية من القنوات الأيونية قبل المشبكي وتنظيم إصدار الارسال 5-8. وبالإضافة إلى ذلك، قدمت المستحضر ذاته إلى استخدامات أخرى بما في ذلك دراسة ثمرة محوار وsynaptogenesis 9-12، الآليات الجزيئية لإطلاق ناقل عصبي 13-15، دور الرسل في تعديل العمليات العصبية إنتشاري 16،17، واللدونة متشابك في المختبر 18 - 19.

الرقم 4B يظهر عرض الظهرية من العمود الفقري الحبل معزولة / مباشرة بعد بضعة عضلية زواله من مرحلة الجنين 22 القيطم. الشكل 4C يبين أنه بعد إزالة الجلد والحضانة في كاليفورنيا 2 + 2 + المغنيسيوم، خالية من الحل (CMF، الحل ( ج))، والخلايا في فصل &quot;كومة الرمل&quot; ونحن على استعداد لطلاء. مباشرة بعد الطلاء إلى خلايا متوسطة الثقافة يحمل تقلب قليلا المورفولوجية (الشكل 5B) ولكن تأخذ على اشكال مختلفة بعد أربع وعشرين ساعة في الثقافة. خلايا العضلات تصبح المغزل على شكل الخلايا العصبية في حين تبقى كروية في حين أن تمتد neurites التي varicosites وضع نقاط الاشتباك العصبي في خلايا العضلات مع (الشكل 6). في وقت واحد تسجيل التصحيح المقترنة من دوالي قبل المشبكي وبعد المشبكي الخلايا العضلية (الشكل 7) يكشف عن التيارات قبل المشبكي الداخل والخارج المرتبطة الافراج عن ناقل عصبي وresulta للإثاري NT التيارات بعد المشبكي. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig1.jpg" alt="الشكل 1"/> الشكل 1 A:. الزوج تربية الضفادع في دلو التزاوج فوق الشاشة B: الضفادع في تعناق مع البيض المخصب. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig2.jpg" alt="الشكل 2"/> الشكل 2 A:. B &quot;مناسبة&quot; مرحلة الجنين 22: &quot;غير مناسبة&quot; مرحلة الجنين 28. شريط النطاق يمثل 1 ملم. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig3.jpg" alt="الشكل 3"/> الشكل 3 A:. المرحلة 22 الجنين قبل إزالة الغشاء المحي ومعطف هلام. السهم يشير إلى الحافة الخارجية للمعطف هلام. الغشاء المحي تتمسك بشكل وثيق embrيو وغير مرئي تقريبا B: باري الجنين. شريط النطاق يمثل 1 ملم. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig4.jpg" alt="الشكل 4"/> الشكل 4 A: المرحلة 22 الجنين مع خط متقطع يدل إلى أن تشريح جزء B:. جزء الظهرية معزولة تماما للجنين؛ &quot;د&quot; و &quot;V&quot; تشير إلى جوانب ظهري وبطني من الأجنة، في حين أن &quot;م&quot; و &quot;N&quot; تشير إلى مواقع التقريبي للmytomes والأنبوب العصبي C: &quot;. كومة رمل&quot; من الخلايا بعد 60 دقيقة في CMF. شريط النطاق يمثل 1 ملم لA، و 0.5 مم للB و C. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig5.jpg" alt="الشكل 5"/> الرقم 5 A: 5X عرض الطاقة من الخلايا في الثقافة مباشرة بعد الطلاء. B: نفس الثقافة في 40X. جدولشريط تمثل 40 ميكرومتر لA، و 5 ميكرومتر لB. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig6.jpg" alt="الشكل 6"/> الشكل 6. الموصل العصبي العضلي في الثقافة مع تحديد الخلايا العصبية سوما (S)، دوالي قبل المشبكي (V)، وبعد المشبكي الخلايا العضلية (M). مقياس بار: 5 ميكرون. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7.jpg" alt="الشكل 7" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7highres.jpg"/> الخطوات قدم الشكل 7. قبل المشبكي (أعلى) وبعد المشبكي (القاع) ينظر التيارات استجابة لطلب من الجهد بالسيارات الإضافية 10 إلى دوالي قبل المشبكي من -30 إلى +40 بالسيارات بالسيارات. يشار إلى الخطوات التالية لبعض الجهد من آثار قبل المشبكي. وكان احتمال عقد لكلا الخلايا -70 بالسيارات.

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures at JoVE.com

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

هذا الفيديو يوضح الإجراءات التي تستخدم لزراعة الثقافات الرئيسي لالجنينية<em&gt; القيطم</em&gt; العصبية والخلايا العضلية وفائدة هذا المستحضر في وقت واحد لصنع المشبك التصحيح قبل وبعد المشبكي-التسجيلات.

في وقت واحد قبل وبعد متشابك تسجيل الكهربية من<em&gt; القيطم</em&gt; العصبي العضلي المشارك الثقافات

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

simultaneous-pre-post-synaptic-electrophysiological-recording-from

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

10.8K Views.  David Geffen School of Medicine at UCLA. هذا الفيديو يوضح الإجراءات التي تستخدم لزراعة الثقافات الرئيسي لالجنينية القيطم العصبية والخلايا العضلية وفائدة هذا المستحضر في وقت واحد لصنع المشبك التصحيح قبل وبعد المشبكي-التسجيلات.

Video: Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Derivation of Enriched Oligodendrocyte Cultures and Oligodendrocyte/Neuron Myelinating Co-cultures from Post-natal Murine Tissues

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications for understanding the pathogenesis of demyelinating diseases such as Multiple Sclerosis (MS). Cellular development is commonly studied with primary cell culture models. Primary cell culture facilitates the evaluation of a given cell type by providing a controlled environment, free of the extraneous variables that are present in vivo. While OL cultures derived from rats have provided a vast amount of insight into OL biology, similar efforts at establishing OL cultures from mice has been met with major obstacles. Developing methods to culture murine primary OLs is imperative in order to take advantage of the available transgenic mouse lines. 
Multiple methods for extraction of OPCs from rodent tissue have been described, ranging from neurosphere derivation, differential adhesion purification and immunopurification 1-3. While many methods offer success, most require extensive culture times and/or costly equipment/reagents. To circumvent this, purifying OPCs from murine tissue with an adaptation of the method originally described by McCarthy &amp; 
de Vellis 2 is preferred. This method involves physically separating OPCs from a mixed glial culture derived from neonatal rodent cortices. The result is a purified OPC population that can be differentiated into an OL-enriched culture. This approach is appealing due to its relatively short culture time and the unnecessary requirement for growth factors or immunopanning antibodies. 
While exploring the mechanisms of OL development in a purified culture is informative, it does not provide the most physiologically relevant environment for assessing myelin sheath formation. Co-culturing OLs with neurons would lend insight into the molecular underpinnings regulating OL-mediated myelination of axons. For many OL/neuron co-culture studies, dorsal root ganglion neurons (DRGNs) have proven to be the neuron type of choice. They are ideal for co-culture with OLs due to their ease of extraction, minimal amount of contaminating cells, and formation of dense neurite beds. While studies using rat/mouse myelinating xenocultures have been published 4-6, a method for the derivation of such OL/DRGN myelinating co-cultures from post-natal murine tissue has not been described. Here we present detailed methods on how to effectively produce such cultures, along with examples of expected results. These methods are useful for addressing questions relevant to OL development/myelinating function, and are useful tools in the field of neuroscience.

This article describes methods to derive enriched populations of murine oligodendrocyte precursor cells (OPCs) in primary culture, which differentiate to produce mature oligodendrocytes (OLs). In addition, this report describes techniques to produce murine myelinating co-cultures by seeding mouse OPCs onto a neurite bed of mouse dorsal root ganglion neurons (DRGNs).

الاشتقاق الثقافات Oligodendrocyte المخصب وOligodendrocyte نيورون / Myelinating المشارك من الثقافات في مرحلة ما بعد الولادة مناديل الفئران

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

في وقت واحد من تسجيل إشارات الكالسيوم من الخلايا العصبية التي تم تحديدها وسلوك التغذية من ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

يزدرع الثقافات العصبية من<em&gt; القيطم المورق</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

الدماغ الأمامي تسجيل الكهربية في الزرد اليرقات

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

تسجيل الكهربية في الدماغ سليمة من اسماك الزرد الكبار

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

وهناك طريقة لمنهجية التقييم الكهروكيميائية والكهربية العصبية من أقطاب تسجيل

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

تسجيل الكهربية من<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; Labellar طعم الشعيرات

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

في وقت واحد تسجيل الكهربية والصغرى، والحقن وكلاء المثبطة في الدماغ القوارض

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

تسجيل وقت واحد من تخطيط كهربية الشبكية والإمكانيات البصرية مستدعى في الفئران تخدير

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...