מחקר זה נתמך על ידי מדען פיתוח גרנט הלאומי (13SDG14420049) ל AA מאיגוד הלב האמריקאי וקרנות הזנק מאוניברסיטת ויין סטייט. אנו חייבים תודה לד&quot;ר רונלד W. הולץ וד&quot;ר מרי Bittner למתן ייעוץ לגבי הכנות שור יותרת הכליה וד&quot;ר דניאל אקסלרוד לקבלת סיוע בpTIRFM ההגדרה והערות מועילות על כתב היד. Syt-1 pHluorin היה בשימוש עם אישור של ד&quot;ר גרו Miesenbock (אוניברסיטת אוקספורד). GCAMP5G הושג באמצעות Addgene. אנו מודים ג&#39;יימס ט &#39;טיילור, Tejeshwar Rao, רחל L. Aikman, וPraneeth Katrapti עם עזרה באופטימיזציה של שלבים שונים של ההליכים שתוארו.

1. הגדרת מערכת PTIRF טכניקת pTIRFM בנויה על פלטפורמת מיקרוסקופ הפוכה. קרן לייזר מכוונת דרך יציאת תאורת צד וקוביית מסנן מול צד nonpolarizing, ולאחר מכן התמקדה על מישור המוקד האחורי של אובייקטיבי 60x 1.49 NA TIRF. שתי עדשות נוספות (1.6x ו2X) בנתיב הפליטה בין המיקרוסקופ והמצלמה EMCCD לתת גודל פיקסל סופי של כ 80 ננומטר. קרן לייזר הם מודרכים על שימוש במראות גלונומטר תוכנה מבוקרת למיתוג מהיר בין ההשתקפות פנימית עלית וסך הכל תאורה (TIR). הפרוטוקול המתואר להלן מניח כי אופטיקה לTIRF כבר מוצבות על שולחן האוויר בעמדות אופטימליות לעירור fluorophore והדמיה. הוא מתאר כיצד אופטיקה הקיטוב מתווספות להגדרת מיקרוסקופ TIRF קיים כדי לאפשר הדמיה של עיוותים קרום תא. סכמטי של ההגדרה האופטית של המעבדה שלנו ליצירה שני TIR וpolarizatTIR מבוסס יון מוצג באיור 1 א. הפרוטוקול מניח את השימוש בליזר 488 ננומטר לעירור של חלבוני שלפוחית ​​ניאון וליזר 561 ננומטר להדמיה של צבע carbocyanine, עשה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוח על כל רכיבי מיקרוסקופ, הלייזרים, ומחשבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכוון את אלומת הלייזר מ488 ננומטר למטוס בחזרה המוקד (BFP) של עדשת 1.49 NA כפי שמודגמים באיור 1 א. אם קרן הלייזר על BFP ממוקד, שיצוף collimated ומופיע נקודה מוגדרת היטב קטנה כמו על התקרה ישירות מעל המטרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את מראה גלונומטר X (הראי ממוקם במטוס המדגם שווה הערך), כך שקרן הלייזר עברה מחוץ ציר ועולה מן האובייקטיבי בזוויות תלולה יותר בהדרגה לנורמלית אובייקטיבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, לוודא שטיר מושגת. הוסף 10 μl של microspheres ניאון למיליליטר נפח 1 של PSS בצלחת זכוכית תחתונה. רק הקרינה מזעירה בתחתית oו הצלחת, הקרוב ביותר לממשק טיר, צריך להיות מזוהה. איתור של זעירים צף מצביע על כך שהזווית בין אור האירוע והנורמלי אובייקטיבי אינה מספקת. הקטע הבא מתאר את ההגדרה של הרכיבים אופטיים הדרושים להדמיה המבוסס על קיטוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קרן 488 ננומטר מיושר כמדריך, להתאים את המיקום של קרן לייזר 561 ננומטר גלם, כך שהוא נוסע לאורך נתיב אופטי זהה. לייזר 561 ננומטר ישמש להדמיה של צבע carbocyanine, עשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס עדשה לסטות ומראות במורד הזרם של לייזר 561 ננומטר. שימוש במראות, לכוון את הקרן, כך שהוא coaligned עם קורה 488 ננומטר והמקום הוא בפוקוס על התקרה כאשר מראות גלונומטר נמצאות בעמדה &quot;0&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מרכז צלחת רבע גל (QW) בנתיב הקרן מייד במורד הזרם של צמצם הלייזר. השתמש QW אשר הוא או אכרומטית או מכוון לגל העירור.QW מעגלית יהיה לקטב את כל אור מקוטב ליניארי שנכנס בזווית של ° 45 עם הציר האופטי. חלק מהרכיבים אופטיים, כגון קוביות הקיטוב, יש הטיה לכיוון הנחתה ציר אחד של קיטוב. QW ניתן לסובב כדי לפצות על הטיה זו. התאמה זו תגרום לאלומה מקוטבת elliptically. QW הוא הכרחי, מכיוון שקרן הלייזר עצמו מקוטב מאוד באופן ליניארי (במאונך) כפי שהוא עולה מהצמצם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים קוביית קיטוב (PC1) במורד הזרם של האלומה מקוטבת elliptically. קוביית הקיטוב משקפת את המרכיב האנכי (y) של השדה החשמלי ומעבירה את הרכיב האופקי (x). קוביית הקיטוב מושם על שלב תרגום קטן כדי להקל על היישור הבא של נתיבי קורה קיטוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקובייה שנייה קיטוב (PC2) ומראות (איור 1 א) ללשלב מחדש קורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תריס בין הקובייה הראשונה קיטוב (PC1) והשיתוף האנכימראה mponent. הנח תריס שני בין מראה הרכיב האופקי והקובייה שנייה קיטוב (PC2). תריסים אלה נשלטים על ידי תוכנת ההדמיה המאפשרת למשתמש לבחור במהירות בין קיטובי קורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במסנן מקטב כדי לוודא את כיוון השדה החשמלי בכל נתיב קרן. מסנן קיטוב רק יאפשר שידור בקו אחד עם הציר של המסנן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהרכיבים האנכיים ואופקיים של קרן הלייזר מיושרים אחד עם השני ואת קרן 488 ננומטר. בצע התאמות לפי צורך. שלוש הקורות צריכות להיות ממוקדות בBFP ולצאת collimated מהאובייקטיבי לאותה נקודה על התקרה. המקום הזה יכול להיות מסומן על ידי X כדי להקל על יישור עתיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים ירידה של שמן טבילה על המטרה. מניחים את הצלחת המכילה זעירים מניאון (ראה שלב 4 לעיל) במטרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן טיר על ידי הזזת מראה גלונומטר X. בטיר, componen האנכילא של הקרן הוא s-Pol והרכיב האופקי של הקרן הוא החברה P-Pol. התאם את העצמה היחסית בין הקורות על ידי החלפה של צלחת QW. הצג את כל שדה חלוף מקוטב עם מדגם rhodamine, אשר צפוי להיות מכוונים באופן אקראי. סובב את צלחת QW כדי להתאים את עוצמות פיקסל הממוצעת. במידת צורך, להוסיף מסנן צפיפות ניטראלי בנתיב קרן מקוטב אחד כדי להחליש את עוצמתו. </li></ol> 2. בידוד תא chromaffin הליך לבידוד תאי chromaffin בריאים מבלוטת יותרת הכליה העגל מובא בהמשך. הוא מותאם מפרוטוקולים שפורסמו בעבר על ידי וויק, Senter, et al. 19 ואוקונור, מהטה et al. 20 לאחר בידוד, תאי electroporated עם פלסמיד (ים) של עניין באמצעות מערכת electroporation. תוצאות מערכת זו ב20-30% מתאים המבטאים את חלבוני ניאון הרצויים. בדרך כלל, 70% מתאים לשרוד הנבחרתהליך roporation. פירוט מרכיבי PSS ותקשורת מסופק בלוחות 2, 3, ו -4. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יומיים לפני הכנת התא, טיפול בזכוכית תחתונה 35 מ&quot;מ איכות אופטית (0.17 מ&quot;מ עובי) מנות עם 1 מיליליטר פולי-D-ליזין (0.1 מ&quot;ג / מיליליטר) ואחריו 1.25 מיליליטר קולגן שור. עזוב את מנות אוויר יבש במכסת מנוע בתרבית רקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג בלוטת יותרת הכליה שור מבית השחיטה. שמור את הבלוטות על קרח בזמן שהם מועברים למעבדה. בלוטת יותרת הכליה השור עשויה להיות עטופה בשכבה עבה של שומן. השתמש במספריים כירורגי כדי להסיר עודפי שומן ולחשוף את פתיחת וריד הכליה. Perfuse הווריד עם prep-PSS שוב ושוב עד שבלוטת מטוהר של דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב בא, פיפטה לאט 2 מיליליטר של תמיסת TH-PSS לתוך הפתח הווריד עד שמתנפח הבלוטה. דגירה הבלוטות מנופחות על 37 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות. יש לחזור על טיפול TH-PSS ולדגור שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך את קליפת יותרת הכליה החיצונית מסביב לקצה של הבלוטה עם scissors ולקלף את הבלוטה מלבד לחשוף את הלשד. השתמש באזמל כדי לגרד בעדינות ולהפריד את הלשד מרקמת קליפת המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברר בלשד עם זוג להבי אזמל ל5-10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צעד עיכול סופי יש צורך לבודד את תאי chromaffin בודדים. יוצקים את ההשעיה התא הטחון לתוך בקבוק טווה. באופן חלקי למלא את הבקבוק עם יחס של 2:1 של TH-PSS (30 מיליליטר) ל TL-PSS (15 מיליליטר) ו דגירה במשך 30 דקות על 37 מעלות צלזיוס בזמן מסתובב בכ 100 סל&quot;ד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את תאי chromaffin הבודדים מרקמות מעוכלת על ידי סינון דרך רשת מיקרומטר 400. אסוף את התסנין. צנטריפוגה ב XG 200 עד גלולה התאים, ו resuspend ב PSS הקר כקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סנן את התאים דרך 250 רשת מיקרומטר, גלולה, ולבסוף resuspend במאגר electroporation (ראה שלב 2.9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאים באמצעות hemocytometer ולהתכונן לtransfection. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Transfect תאים עם מערכת electroporation פיהמלצות היצרן. התנאים המדויקים לelectroporation צריכים להיקבע באופן אמפירי. הערה: ההגדרות המספקות את האיזון הטוב ביותר בין יעילות transfection ושיעור הישרדות תא להכנה זו של תאי שור chromaffin הן 1,100 V, 40 אלפיות שני, ודופק 1. אנו מעריכים כי בתנאים אלה, 20-30% מתאי transfected. אודות 30% מהתאים לא שורדים את תהליך electroporation. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פלייט תאים בעדינות על פולי-D-ליזין וקולגן טופלו מנות ב 1 מיליליטר של תקשורת חיממה electroporating. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כלים בחממה 37 ° C (5% CO 2). הוסף 1 מיליליטר של תקשורת האנטיביוטיקה 2x לכל מנה לאחר 6 שעות. לשנות את התקשורת לתקשורת רגילה ביום שלמחרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאי chromaffin הם צילמו בדרך כלל 2-5 ימים לאחר electroporation. </li></ol> 3. רכישת תמונת pTIRF <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוח במערכת הדמיה ולהתחיל רכישת תוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שלייזרים מיושרים. בדוק חלוףפרופיל שדה באמצעות זעירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את מערכת זלוף המקומית והעולמית. מאגרי פתרון נקיים עם H 2 O deionized המסונן ולמלא עם בסיס ועידוד פתרונות PSS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני ההדמיה תאי chromaffin, ודא שעירורי p-Pol ו-S-Pol להאיר אותו האזור של שדה הצפייה ושעוצמות התאורה הן בערך שווה ערך. כדי לעשות זאת, למלא צלחת זכוכית תחתונה עם 2 מיליליטר של PSS מכיל rhodamine בריכוז סופי של 10 מ&quot;מ. רצף לרגש מדגם rhodamine עם p-Pol ו-S-Pol אור וללכוד את התמונות. בפועל, פליטת P ו-S מהאם הם מנורמלים לממוצע של P ופליטת rhodamine S. עיין בסעיפי ניתוח תמונה ודיון לקבלת פרטים נוספים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו תמשיך להכתמת תאי chromaffin שור עם עשיתי. יש לשטוף את התקשורת והתרבות מהמנה המכילה תאי chromaffin ולהחליף עם 2 מיליליטר של הבסיס-PSS. הוסף 10 μl של 10 מ&quot;מ עשה (בדילול מלא באתנול)ישירות לצלחת המכילה את התאים. בעדינות להתסיס מנה ל2-10 שניות ולהסיר את הפתרון + PSS עשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את הצלחת 3-4x עם basal-PSS כדי להסיר כל שיורי עשו. התאים עכשיו הם מוכתמים ומוכנים לשימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף טיפה של שמן טבילה לאובייקטיבי. מניחים צלחת המכילה תאי chromaffin עשה צבעוניים על גבי המטרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צופה בצלחת או דרך אובייקטיבי או על המצלמה, למצוא תא אשר transfected עם החלבון של עניין ומוכתם עם עשיתי. תא מוכתם היטב מציג פליטת P שבהירות מדגישה את הקצוות של התא; פליטת S צריכה להיות בערך אחידה על פני טביעת התא (כלומר באזור של התא, כי הוא דבק בזכוכית וצלם בTIRF). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את מחט זלוף המקומית, כך שזה בערך 100 מיקרומטר הרחק מהתא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתמקד בקרום התא ולהפעיל את חומרת פוקוס אוטומטי מייד לפני רכישת גירוי תא / תמונה. &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> בגין רכישת תמונה. תנקב תאים ל10 שניות עם פתרון בסיסי ולאחר מכן ל60 שניות עם 56 פתרון mM KCl depolarizing. לרכוש תמונות תוך shuttering במהירות בין 561 p-Pol ננומטר, ננומטר 561 s-pol (כדי לעקוב אחר שינויים בP ופליטת S של עשה) ועירור 488 ננומטר (לתמונת הבדיקה שלפוחית ​​transfected). דוגמאות לתמונות שנרכשו במהלך ניסויים מוצגות באיור 2 ואיור 3. </li></ol> 4. ניתוח תמונה חישובים לעיבוד תמונה ניתן לבצע עם ImageJ, אבל תסריטי ניצול בשפת תכנות גמיש כגון IDL או Matlab יכולים להגדיל את התפוקה באופן משמעותי ניתוח על ידי אוטומציה של המשימות. שני סוגים של תמונות חייבים להיות מחושבים כדי להשיג מידע טופולוגי מתמונות פליטת גלם -. P / S ו-P +2 S P / S מדווח על עיוותים קרום מקומיות תוך P +2 סכום S מדווח על צבע קרום הכולל באזור נתוןשל השדה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> את כל התמונות צריכים להיות מופחת רקע. בחר את ההחזר על ההשקעה מחוץ לתא, למדוד את עוצמת פיקסל הממוצעת בהחזר על ההשקעה, ולאחר מכן את הפחתת הערך שמכל הפיקסלים בערימת התמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לחשב P / S, יש לחלק כל מסגרת &quot;P&quot; פליטה על ידי המסגרת שלאחר מכן &quot;S&quot; הפליטה (פיקסל לפיקסל). P / S משתנה עם העוצמות היחסית של p-ו-S-Pol העירורים, הטיות ב מערכת אופטית, ושולי הפרעה. כדי להפחית את תופעות הללו, לנרמל את יחסי P / S ממתקבלים מפליטה עשתה ליחס שהתקבל בתמיסה המכילה 10 rhodamine מ&quot;מ 18. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Exocytosis של DCVs הפרט בא לידי ביטוי משינוי פתאומי בעוצמה של חלבון שלפוחית ​​ניאון, כגון Synaptotagmin-1 pHluorin (איור 2). להבחין בשינויים ב+2 S P / S ו-P על ידי ממוצעים של פיקסלים בהחזר על השקעת רדיוס 240 ננומטר מרוכז על עליות מקומיות בP / Sיחס באתרים של exocytosis. כאשר היתוך מתרחש ללא עלייה ניכרה בP / S, את ההחזר על ההשקעה היא מרוכז על האזור של DCV פיוזינג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן לבצע סימולציות מחשב כדי לפרש P / S ו-P +2 שינויי עוצמת קרום S במונחים של גיאומטריה פשוטה של נקבובית היתוך מתרחב. לפרטים של הסימולציות, אנא ראה Anantharam et al. 18 </li></ol>

<ol>
	<li>Chernomordik, L. V., Zimmerberg, J., Kozlov, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Membranes of the world unite! Cell Biol. 175, 201-207 (2006).</li><li>Chapman, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+does+synaptotagmin+trigger+neurotransmitter+release.">How does synaptotagmin trigger neurotransmitter release.</a> Annu. Rev. Biochem. 77, 615-641 (2008).</li><li>Hinshaw, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamin+and+its+role+in+membrane+fission.">Dynamin and its role in membrane fission.</a> Annu. Cell Dev. Biol. 16, 483-519 (2000).</li><li>Lang, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ca2+-triggered+peptide+secretion+in+single+cells+imaged+with+green+fluorescent+protein+and+evanescent-wave+microscopy.">Ca2+-triggered peptide secretion in single cells imaged with green fluorescent protein and evanescent-wave microscopy.</a> Neuron. 18 (6), 857-863 (1997).</li><li>Steyer, J. A., Horstman, H., Almers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transport,+docking+and+exocytosis+of+single+secretory+granules+in+live+chromaffin+cells.">Transport, docking and exocytosis of single secretory granules in live chromaffin cells.</a> Nature. 388, 474-478 (1997).</li><li>Allersma, M. W., Wang, L., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+regulated+exocytosis+with+a+granule-membrane+probe+using+total+internal+reflection+microscopy.">Visualization of regulated exocytosis with a granule-membrane probe using total internal reflection microscopy.</a> Mol. Biol. Cell. 15, 4658-4668 (2004).</li><li>Toomre, D., Steyer, J. A., Keller, P., Almers, W., Simons, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fusion+of+constitutive+membrane+traffic+with+the+cell+surface+observed+by+evanescent+wave+microscopy.">Fusion of constitutive membrane traffic with the cell surface observed by evanescent wave microscopy.</a> J. Cell Biol. 149, 33-40 (2000).</li><li>Schmoranzer, J., Goulian, M., Axelrod, D., Simon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+constitutive+exocytosis+with+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy.">Imaging constitutive exocytosis with total internal reflection fluorescence microscopy.</a> J. Cell Biol. 149, 23-32 (2000).</li><li>Heinemann, C., Chow, R. H., Neher, E., Zucker, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+the+secretory+response+in+bovine+chromaffin+cells+following+flash+photolysis+of+caged+Ca2.">Kinetics of the secretory response in bovine chromaffin cells following flash photolysis of caged Ca2.</a> Biophys. J. 67, 2546-2557 (1994).</li><li>Heidelberger, R., Heinemann, C., Neher, E., Matthews, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+dependence+of+the+rate+of+exocytosis+in+a+synaptic+terminal.">Calcium dependence of the rate of exocytosis in a synaptic terminal.</a> Nature. 371 (6497), 513-515 (1994).</li><li>Chow, R. H., Klingauf, J., Heinemann, C., Zucker, R. S., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+determining+the+time+course+of+secretion+in+neuroendocrine+cells.">Mechanisms determining the time course of secretion in neuroendocrine cells.</a> Neuron. 16, 369-376 (1996).</li><li>Thompson, N. L., McConnell, H. M., Burhardt, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Order+in+supported+phospholipid+monolayers+detected+by+the+dichroism+of+fluorescence+excited+with+polarized+evanescent+illumination.">Order in supported phospholipid monolayers detected by the dichroism of fluorescence excited with polarized evanescent illumination.</a> Biophys. J. 46, 739-747 (1984).</li><li>Sund, S. E., Swanson, J. A., Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+membrane+orientation+visualized+by+polarized+total+internal+reflection+fluorescence.">Cell membrane orientation visualized by polarized total internal reflection fluorescence.</a> Biophys. J. 77, 2266-2283 (1999).</li><li>Zenisek, D., Steyer, J. A., Feldman, M. E., Almers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+membrane+marker+leaves+synaptic+vesicles+in+milliseconds+after+exocytosis+in+retinal+bipolar+cells.">A membrane marker leaves synaptic vesicles in milliseconds after exocytosis in retinal bipolar cells.</a> Neuron. 35, 1085-1097 (2002).</li><li>Anantharam, A., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+plasma+membrane+deformations+reveals+pre-fusion+membrane+curvature+changes+and+a+role+for+dynamin+in+the+regulation+of+fusion+pore+expansion.">Real-time imaging of plasma membrane deformations reveals pre-fusion membrane curvature changes and a role for dynamin in the regulation of fusion pore expansion.</a> J. Neurochem. , 10-1111 (2012).</li><li>Anantharam, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+role+for+the+dynamin+GTPase+in+the+regulation+of+fusion+pore+expansion.">A new role for the dynamin GTPase in the regulation of fusion pore expansion.</a> Mol. Biol. Cell. 22, 1907-1918 (2011).</li><li>Anantharam, A., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polarized+TIRFM+reveals+changes+in+plasma+membrane+topology+before+and+during+granule+fusion.">Polarized TIRFM reveals changes in plasma membrane topology before and during granule fusion.</a> Cell Mol. Neurobiol. 30, 1343-1349 (2010).</li><li>Anantharam, A., Onoa, B., Edwards, R. H., Holz, R. W., Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localized+topological+changes+of+the+plasma+membrane+upon+exocytosis+visualized+by+polarized+TIRFM.">Localized topological changes of the plasma membrane upon exocytosis visualized by polarized TIRFM.</a> J. Cell. 188, 415-428 (2010).</li><li>Wick, P. W., Senter, R. A., Parsels, L. A., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+transfection+studies+of+secretion+in+bovine+chromaffin+cells+and+PC12+cells:+generation+of+kainate-sensitive+chromaffin+cells.">Transient transfection studies of secretion in bovine chromaffin cells and PC12 cells: generation of kainate-sensitive chromaffin cells.</a> J. Biol. Chem. 268, 10983-10989 (1993).</li><li>O'Connor, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+culture+of+bovine+chromaffin+cells.">Primary culture of bovine chromaffin cells.</a> Nat. Protoc. 2, 1248-1253 (2007).</li><li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+signal-to-noise+Ca2++composed+of+a+single+green+fluorescent+protein.">A high signal-to-noise Ca2+ composed of a single green fluorescent protein.</a> Nat. Biotechnol. 19, 137-141 (2001).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+GCaMP+calcium+indicator+for+neural+activity+imaging.">Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging.</a> Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

TIRFM מבוסס קיטוב מזהה שינויים מהירים, submicroscopic בטופולוגיה הממברנה. יישום הטכניקה הוא פשוט יחסית, במיוחד אם אופטיקה TIRF כבר נמצא במקום. כל מה שצריך הוא צלחת רבע גל, שתי קוביות קיטוב, ותריסים על מנת להפריד בין נתיבי p-Pol ותאורת s-Pol. המיקום המדויק של רכיבים אלה על השולחן בדרך כלל מוכתב על ידי מקום פנוי. על מנת לקבל מידע טופולוגי קרום, הבדיקה הניאון משמשת צריכה intercalate עם נטייה קבועה או ידועה. הטכניקה, כפי שתוארה במאמר זה, מניחה את השימוש של צבעי carbocyanine אבל צבעים אחרים, כגון FM1-43 14, עשויים לשמש גם. ההליך מכתים הקרום עצמו הוא פשוט. תאים בתרבית רק דורשים חשיפה קצרה מאוד (פחות מ -10 שניות) לכמות קטנה של DiI / עשתה כדי לקבל תיוג צוהל של הממברנה. הוספת עודפי צבע מובילה לaggreg פיזור אוראטס על הזכוכית שמפחיתה את איכות תמונה. תאים דוגרים מעל עם צבע מוביל לצבוע את ההפנמה שבה יש השפעות מזיקות על איכות תמונה ואולי כדאיות תא. אם תא מוכתם היטב, יהיה הבחנה ברורה בתמונות פליטת P ו-S. כפי שניתן לראות באיור 2 א, פליטת P תהיה בבהירות להדגיש אזורים של הקרום שהם אלכסוניים coverslip (כלומר הקצוות של טביעת רגל התא) ואילו עוצמת פליטת S תהיה בערך אחידה על פני טביעת התא. אם הבחנה ברורה בין P ו-S אינה נראית לעין, אז זה אפשרי כי התא הוא דבק בצורה גרועה למצע או קרום התא הוא לא בריא, והתא אינו משמש לניסויים. המחקרים הקודמים שלנו מתארים pTIRFM מנוצלים DiI כמו חללית קרום הניאון. כאן, אנו מנצלים עשינו כי הוא מתאים לניסויי הדמיה כפול צבע שמעסיקים GFP / pHluorin כfluorophore האחר. אנו לרגש wi עשהה לייזר 561 ננומטר ולא לייזר 640 ננומטר (שהוא קרוב יותר לשיא העירור שלה), כי מלביני fluorophore במהירות רבה יותר ב640 ננומטר. למרות שליזר ננומטר 561 הוא על הזנב של עשה ספקטרום העירור פורסם של, קרינה הנפלטת ביעילות. יתרון נוסף של לייזר ננומטר 561 הוא שזה מרגש את שניהם DiI ועשה מה שמאפשר לנו להשתמש באותה התקנת קיטוב עבור שני הבדיקות. שים לב שהנטייה של fluorophore בקרום תשפיע על הפרשנות של טופולוגיה הממברנה. לדוגמא, אם fluorophore היה בכיוון עם הדיפולים המעבר שלה בניצב למישור הקרום (ולא מקביל, או כמעט במקביל, כפי שקורה עם DiI או לא), ואז אזורי קרום nonplanar יהיו בקלות רבה יותר מודגש על ידי S ולא פליטת P. יש לנו גם תיארו טכניקות לבידוד וelectroporation של תאי chromaffin יותרת הכליה שור. תא chromaffin השור הוא ים מצויןמודל ecretory. יש לו את היתרונות של להיות קל לשמור בתרבות, מגיבה למגוון רחב של secretogogues, ובעל שלפוחית ​​הפרשה גדולה שהם דמיינו בקלות עם מיקרוסקופ אור הקונבנציונלית. כדי לבטא חלבוני ניאון, תאי electroporated בהשעיה לפני ציפוי במנות תרבות שטופלה קולגן. מניסיוננו, יעילות ביטוי הוא הרבה יותר גבוה מאשר עם electroporation עם או Ca 2 +-phosphate או חומרים כימיים Lipofectamine. החסרון של electroporation הוא שזה דורש יותר תאים (כפי שרבים לא שרד את התהליך) וחומרים כימיים מסחריים יקרים. מסיבות שאינן ברורים לנו, לא כל קרום משלב עשה. בנוסף, רק חלק קטן של התאים בצלחת הם transfected. מציאת תאים שהם transfected והם מוכתמים גם עם לא יכולים להיות זמן רב ולכן אופטימיזציה של תנאים להכתמה וelectroporation הוא גם שווה את המאמץ. לסיכום, זהסעיף המלחמה מתארת ​​כיצד pTIRFM מיושם כדי לפקח על העיוותים קרום המהירה ומקומיות המתרחשות במהלך שילוב של שלפוחית ​​ליבה צפופה בתאי chromaffin שור. אמנם רק אחד יישום נדון, הטכניקה היא אידיאלית עבור חקר תהליכים ביולוגיים אחרים הכרוכות בשינויים בצורת קרום, כולל אנדוציטוזה, cytokinesis, ותנועתיות תא.

הביצוע הנכון של exocytosis דורש שינויים קיצוניים בצורת bilayer קרום להיות מתוזמרים בדיוק. לפני האיחוי, כיפוף מקומי של קרום הפלזמה תחת גרגיר מתרחש, בין שאר כדי להפחית את מחסום האנרגיה לאינטראקציה של bilayers. מאוחר יותר, כקרומים למזג, אזורים של עקמומיות גבוהה נוצרים ויש התייצבו. לבסוף, קרומים התמזגו חייבים להיות כפופים בכושר הראשוני שלהם להרחבת הנקבובית ההיתוך ולאפשר תוכן שחרורו 1. מכיוון שקרומים לבד צפויים לעבור שינויים דרמטיים ומתואם כאלה, חלבונים נחוצים כדי לתווך אירועים. אבל איך הם פועלים כדי להשפיע על שינויים בטופולוגיה הקרום במהלך תהליך ההיתוך נשאר מאוד שאלה פתוחה. מצוין במודלים חוץ גופית קיימות כדי להמחיש עקמומיות בממברנה. השימוש בEM שלילי כתם, למשל, לא היה חשוב לעיצוב מודלים מולקולריים הנוכחיים על מעשיהם של שני p הסחר העיקריroteins - synaptotagmin וdynamin (לביקורות, ראו צ&#39;פמן 2 וHenshaw 3). רוב מבחני של exocytosis בזמן אמת אינם מזהים עקמומיות באופן ישיר. במקום זאת, עקמומיות היא להסיק ממבחנים שידווחו על קינטיקה של שחרור lumenal מטען 4-8 או שינויים באזור קרום 9-11. PTIRFM מגשר על הפער בין in vivo ו במבחנה על ידי המאפשר מדידות של שינויים במיקרומורפולוגיה קרום ישירות, בזמן אמת. PTIRFM, במצב nonimaging, היה חלוץ ידי אקסלרוד ועמיתיו כדי למדוד את הכיוון של NPD-PE משולב בתוך קרום מודל 12. הטכניקה הייתה לאחר מכן להחיל לדמיין שינויים דינמיים בתאים חיים שכותרתו עם DiI וFM1-43 13-18. בpTIRFM, שני קיטובי שדה חלוף משמשים כדי לעורר בדיקה מוטבעת קרום ברצף: p-קיטוב (במישור של שכיחות) ו-S-קיטוב (בניצב למישור של שכיחות). לפני ההדמיה, הבדיקה - במקרה הזה, עשה - הוא הוסיף בקצרה למדיום תאי ומותר intercalate בקרום הפלזמה של התאים כדי להיחקר. באזורים שבם הקרום הוא nonparallel לcoverglass (כמו בלפרוע קרום או כניסה), האם יהיה גם nonparallel. לכן, אזורים כגון יהיו להתרגש על ידי אלומת p-Pol. קרן p-Pol פחות יעילה תלהיב עשתה באזורי קרום הבעיקר במקביל לcoverglass. תמונות יחס פיקסל לפיקסל (P / S) דיווח על הפליטה מעירור p-ו-S-Pol הרציף של האם ולכן יהיה דווקא להדגיש אזורים של עיוות בממברנה. בתאוריה, את תמונות יחס P / S רגישות אפילו זוויות קטנות של סטיית פלזמה קרום מcoverglass, עם משרעת של השינויים הצפויים על ידי סימולציות מחשב 18. תמונות P / S הן גם בלתי תלויות במרחק fluorophore ממשטח coverglass ו fluorophore המקומיריכוז. ריכוז fluorophore מקומי מסופק במקום על ידי תמונות שדיווחו על סכום פיקסל לפיקסל של פליטת P ו2 פעמים פליטת S (P +2 S). +2 מדידת S P רגישה לגיאומטריה המדויקת של הכניסה, עם כמה, שינוי קטן, או לא אפשרי. זה יכול להיות מוצג על ידי סימולציות מחשב שמעברי מודל של נקבובית היתוך מ( כלומר עם צוואר צר) מוקדם למדינה מאוחר יותר 16,18. P +2 S של שלפוחית ​​התמזגו מצורף קרום הפלזמה באמצעות צוואר צר (ועם יותר עשה קרוב לממשק) צפוי להיות גדול יותר, למשל, מזו של שלפוחית ​​התמזגו עם נקבוביות רחבות הרבה יותר (שבו האם נמצא בחלק הקלוש ביותר של שדה חלוף). במאמר זה, אנו דנים כיצד pTIRFM מיושם ומנוצלת ללימוד השינויים מהירים, מקומיים בצורת קרום המתרחשים במהלך התרחבות נקבובית היתוך. בעוד שרק יישום אחד הוא באופן מפורש discussed, השיטות הן להכליל את מגוון רחב של תהליכים בתא אחרים ביולוגיים שאופן ישיר או עקיף כרוך בשיפוץ בממברנה.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="817">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:277px;">iXon3 EMMCD Camera</td>
			<td style="width:179px;">Andor</td>
			<td style="width:147px;">897</td>
			<td style="width:215px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">IX81 Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>Side-mounted Filtercube Assembly</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">43 Series Ar-Ion Laser</td>
			<td>CVI Milles Griot Laser Optics</td>
			<td>543-AP-A01</td>
			<td>Tunable to 488nm</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Sapphire 561 LP Diode Laser</td>
			<td>Coherent</td>
			<td></td>
			<td>561nm</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Scanning Galvo Mirror System</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>GVS102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">VC3 Channel Focal Perfusion System</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA VC3X4PP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">QMM Quartz MicroManifold</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA QMM-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10 PSI Pressure Regulator</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA PR10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Manipulator</td>
			<td>Burleigh</td>
			<td>TS 5000-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Mounted Achromatic Quarter-Wave Plate</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AQWP05M-600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">420-680nm Polarizing Beamsplitter Cube</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PBS201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Six Station Neutral Density Wheel</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FW1AND</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Stepper-motor Driven SmartShutter</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>IQ25-1219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">HQ412lp Dichroic Filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>NC255583</td>
			<td>Joins 488nm and 561nm beams</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Concave Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCV 100mm VIS 0</td>
			<td>Diverges 488nm beam</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Concave Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCV 250mm VIS 0</td>
			<td>Diverges 561nm beam</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Convex Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCX 125mm VIS 0</td>
			<td>Focuses both beams</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Convex Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCX 50mm VIS 0</td>
			<td>Cemented to filter cube assembly</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">z488/561rpc Dichroic</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>z488/561rpc</td>
			<td>Filtercube dichroic</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">z488/561_TIRF Emission Filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>z488/561m_TIRF</td>
			<td>Filtercube emission</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">UIS2 60x Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UPLSAPO 60XO</td>
			<td>NA 1.37</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Neon Transfection System</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>MPK 5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">MetaMorph Imaging Software</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DiI Membrane Dye</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>V-22885</td>
			<td>For Alignment Purposes</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">TH Liberase</td>
			<td>Roche</td>
			<td>5401135001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">TL Liberse</td>
			<td>Roche</td>
			<td>5401020001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DNAse I Type IV from bovine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Hemocytometer</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>0267110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DiD Membrane Dye</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D-7757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Rhodamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>R634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">.22 &#956;m Membrane Syringe Filter Unit</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SLGS033SS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fluoresbrite Polychromatic Red Microspheres</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>19507</td>
			<td>0.5 microns</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Immersion Oil</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>56822</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">LabVIEW</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Controlls galvo mirrors</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Spinner Flask</td>
			<td>Bellco</td>
			<td>1965-00250</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging plasma membrane deformations with ptirfm

כדי לקבל תובנה חדשות על הדינמיקה של exocytosis, הקבוצה שלנו מתמקדת בשינויים בצורת bilayer שומנים שחייבים להיות מוסדר דווקא בהיתוך של קרום שלפוחית ​​ופלזמה. שינויים מהירים ומקומיים אלה מושגים על ידי אינטראקציות דינמיות בין שומנים וחלבונים מיוחדים השולטים בעקמומיות בממברנה. היעדר אינטראקציות מסוג זה לא רק תוצאות הרסניות לאיחוי שלפוחית, אבל שורה של תפקודים תאיים אחרים המעורבות בשליטה של ​​צורת קרום. בשנים האחרונות, את זהותו של מספר החלבונים בעלי תכונות עיצוב קרום כבר נקבעה. מה שנותר חסר הוא מפת דרכים של מתי, איפה, ואיך הם מתנהגים כמו היתוך והתקדמות שחרורו תוכן. ההבנה של האירועים המולקולריים, המאפשרים שיפוץ קרום שלנו מבחינה היסטורית הייתה מוגבלת על ידי חוסר של שיטות אנליטיות, כי הם רגישים לעקמומיות הממברנה או שיש הפתרון הזמני לטראקk שינויים מהירים. PTIRFM מספק את שני הקריטריונים האלה. אנחנו דנים כיצד pTIRFM מיושם לדמיין ולפרש, שינויי submicron מהירים בכיוון של קרום תא chromaffin בשלפוחית ​​ליבה צפופה היתוך (DCV). תאי chromaffin אנו משתמשים מבודדים מבלוטת יותרת הכליה שור. הקרום מוכתם בצבע carbocyanine lipophilic, 1,1 &#39;-dioctadecyl-3, 3,3 &quot;, 3&#39;-tetramethylindodicarbocyanine, 4 chlorobenzenesulfonate, או עשה. עשה intercalates במישור הקרום עם אורינטציה &quot;קבועה&quot;, ולכן הוא רגיש לקיטוב של שדה חלוף. קרום התא עשה הצבעוני הוא ברצף נרגש עם קיטובים מאונך של לייזר 561 ננומטר (p-Pol, s-POL). לייזר 488 ננומטר משמש כדי לחזות מרכיבים וזמן שלפוחית ​​הרגע של היתוך. Exocytosis מופעל על ידי מקומי מרוססים תאים עם פתרון KCl depolarizing. ניתוח מתבצע במצב לא מקוון באמצעות תוכנה אישית בכתב כדי להבין איךשינויי עוצמת פליטה מתייחסים להתרחבות נקבובית היתוך.

שיטות הדמיה קונבנציונליות TIRFM ומקוטבות מיושמות על אותו שולחן האוויר. התצורה של האלמנטים אופטיים היא דומה, עם ההבדל העיקרי שאור העירור מקוטב (איור 1 א). אור מקוטב מעדיף מרגש fluorophores עם הדיפולים קליטה בכיוון הקיטוב. כך, pTIRFM להיות יעיל במעקב אחר שינויי טופולוגי קרום, הבדיקה המשמשת חייבת intercalate בקרום עם נטייה קבועה. צבעי carbocyanine הניאון (DiI, עשו) intercalate לbilayers שומנים באופנה עם אוריינטציה הדיפולים מעבר במטוס הקרום (איור 1). תאורה מקוטבת P (איור 1 ג) של קרומים עשו כותרת באופן סלקטיבי מרגשת fluorophores coverslip-אלכסוני (באדום באיורים 1B ו 1D). תיוג קרום שופע של תאי chromaffin מושגת לאחר abדגירה Rief עם עשיתי. איור 2 א מראה דוגמא של קרום תא, שהוא מוכתם כן. תא בריא, חסיד יפגין הבדלים ברורים בפליטות P ו-S. תמונת פליטת P תערוכות גבול תא בהיר ביחס לשאר תא. תמונת פליטת S תערוכות הקרינה אחידה פחות או יותר על פני טביעת התא. +2 תמונות S P פיקסל לפיקסל מחושב / S ו-P רגישות לעקמומיות הממברנה וריכוז צבע, בהתאמה. תא chromaffin הראה גם כבר transfected עם Synaptotagmin-1 pHluorin (Syt-1) לתווית שלפוחיות הפרשה (איור 2). תא chromaffin מגורה עם 56 מ&quot;מ KCl לdepolarize קרום התא ולגרום exocytosis. מספר מקומות Syt-1 pHluorin מאור ניאון פתאום יתברר כפתיל DCVs (איור 2, פנל מימין). קופסא לבנה מצוירת מסביב אירוע היתוך אחד (איור 2, פנל מימין). i אירוע היתוך זהs ניתח ב2C דמויות ו2D. איור 2C מראה שינויי מסגרת לפי המסגרת בSyt-1-pHluorin, P / S, ו-P +2 עוצמות תמונת S. עוצמת הקרינה של Syt-1 מפחיתה במהירות כמו החלבון מתמוסס ממקום ההיתוך (איור 2 ד). כניסת המייצגים מורכבת קרום שלפוחית ​​/ פלזמה התמזגו פוחתת בקצב איטי יחסית (הערה גרפים באיור 2 ד). האיור (2E איור) מתאר פרשנות אחת של מדידות אלה. העיוותים הקרום המהירה ומקומיות שמוצגים באיור 2 הן תוצאה של Ca 2 + זרם עורר גירוי. זו מוצגת באיור 3 א. תא chromaffin הוא transfected עם Ca 2 + המחוון הגנטי GCaMP5G 21,22 ומגורה עם 56 מ&quot;מ KCl. שלילת קוטביות קרום גורמת לעלייה משמעותית בקרינת GCaMP5G ( <stro<html> ng&gt; איורים 3 א ו 3 ב) מסמן עלייה בsubplasmalemmal 2 + רמות Ca. אזור פיקסל 30 x 20 של התא נבחר ושינויי מסגרת לפי המסגרת בGCaMP5G, P / S, ו-P +2 עוצמות פיקסל S מופיעים בתמונות (איור 3 ב) וגרפים (איור 3 ג). זמן &quot;0&quot; מציין את המסגרת לפני שינוי P / S הוא ברור (כלומר המסגרת לפני exocytosis). ראשי החץ הלבנים מעידים על כך שעיוות הקרום (העלייה בP / S) מלווה בירידה ב+2 פליטת S P. חלבון GCaMP5G cytosolic נשלל מהאזור על ידי DCV התמזגו. הערה גם הירידה הפתאומית בעצמת GCaMP5G בזמן 0 באיור 3 ג, פנל שמאלי. עליית תוחלת חיים ארוכת בP / S והירידה בS +2 P מציעים נקבובית היתוך שמרחיב לאט (איור 3D). / Files/ftp_upload/51334/51334fig1.jpg &quot;/&gt; איור 1. איורים לטכניקת pTIRFM. א) סכמטית לשילוב קונבנציונלי עם TIRF הדמיה מבוסס קיטוב מוצגת. צלחת רבע גל (QW) ממוקמת מול לייזר ספיר 561 ננומטר לקטב את קרן הלייזר באליפסות. קוביית קיטוב (PC1) משמשת להפרדה בין קיטובים למרכיבים אנכיים ליניארי (v) ואופקי (ח). הרכיבים האנכיים ואופקיים הפכו את p-Pol והקורות עירור s-pol, בהתאמה, על פני השטח TIR. נתיבי p-Pol ו-S-Pol מנופצים באופן עצמאי (S1 ו S2). הם recombined עם מראות וקובייה שנייה קיטוב (PC2.) הם מצטרפים לקרן 488 ננומטר (גם מוגף באופן עצמאי, S3) באמצעות אלמנט היגוי קרן בהיקף של מראה וnonpolarizing מראה dichroic (DC). עדשות (L) משמשות כדי להרחיב ולמקד את האלומות. קורות 488 ננומטר ו561 ננומטר בשילובם הובילו ליציאת תאורת צד של המיקרוסקופ באמצעות Galvanoמראות מטר (GM). הם מתמקדים למטוס בחזרה המוקד (BFP) של המטרה. תיוג פוטונים הנפלטים מfluorophores נלכדים במצלמת EMCCD מחוברת למחשב. ב &#39;) עשה מבוצע על ידי דוגרים בקצרה תאים עם הצבע ושטיפה שוב ושוב כדי להסיר את העודפים. עשיתי intercalates בקרום עם רגעי דיפול מעבר שלה פחות או יותר במישור הממברנה. C) אירוע האור המקוטב במישור של שכיחות (p-POL) יוצר שדה חלוף שהוא בעיקר מקוטב רגיל לממשק, כפי שמוצג. D) תאורה של קרום עשה שכותרתו עם אור מקוטב p סלקטיבי תלהיב אלה fluorophores כי הם coverglass-אלכסוני (באדום). אם זה היה שדה חלוף מקוטב של, אלה fluorophores שמקביל לcoverglass יהיה נרגש במקום (שחור). <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/51334/51334fig2.jpg" /> איור 2. </s<html> טרונג&gt; עיוותים קרום תא ניטור עם pTIRFM. א) תמונות פליטת הגלם P ו-S יחד עם מחושב P / S ו-P +2 תמונות פליטת S מוצגות. סרגל קנה מידה, 3.2 מיקרומטר. ב &#39;) תא chromaffin להביע Syt-1 pHluorin הוא depolarized עם KCl. מספר המקומות במאור ניאון (פנל מימין) מצביע על השילוב של DCVs הבודד. סרגל קנה מידה, 3.2 מיקרומטר. C) תמונות מסגרת לפי מסגרת של pHluorin DCV Syt-1 פיוזינג. פעמים (מעל תמונות) הן בשניות. זמן 0 מציין מסגרת לפני ההיתוך של DCV. +2 תמונות פליטת S P מקבילים / S ו-P מוצגות גם. . סרגל קנה מידה הוא 1 מיקרומטר D) גרפים עבור תמונות בקו ג המנוקד הוא בזמן - 0. מסגרת ההיתוך ה) פרשנות אפשרית אחת התוצאות ב-C ו-D מוצגת.<html> ריק &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/51334/51334fig3.jpg" /> איור 3. עיוותים הן תוצאה של Ca 2 + זרם עורר גירוי. א) תא chromaffin transfected עם GCaMP5G הוא depolarized 56 מ&quot;מ KCl. גידול וכתוצאה מקרינת GCaMP5G מסמן עלייה בsubplasmalemmal Ca 2 + רמות. ב &#39;) תמונות מסגרת לפי מסגרת של 30 x 20 אזור פיקסל של תא בא טיימס מעל תמונות הן בשניות. ראשי חץ לבנים מצביעים על אזור של גידול P / S ו-P +2 ירידת S. חלבון Cytosolic GCaMP5G לא נכלל באזור על ידי DCV פיוזינג. סרגל קנה מידה, 1 מיקרומטר. C) גרפים לתמונות שמוצגים בB. ד) פרשנות אפשרית אחת התוצאות בB ו-C מוצגת.3highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> מצלמה iXon3 EMMCD </td><td> אנדור </td><td> 897 </td><td></td></tr><tr><td> IX81 הפוך מיקרוסקופ </td><td> אולימפוס </td><td></td><td> Filtercube עצרת צד רכוב </td></tr><tr><td> לייזר 43 הסדרה Ar-Ion </td><td> CVI אופטיקה לייזר Griot המיל </td><td> 543-AP-A01 </td><td> מתכונן ל488 ננומטר </td></tr><tr><td> ספיר 561 LP דיודת ליזר </td><td> קוהירנט </td><td></td><td> 561 ננומטר </td></tr><tr><td> מערכת סריקת מירור galvo </td><td> Thorlabs </td><td> GVS102 </td><td></td></tr><tr><td> מערכת זלוף VC ערוץ 3 הפוקוס </td><td> ALA מכשירים מדעיים </td><td> ALA VC3X4PP </td><td></td></tr><tr><td> QMM קוורץ MicroManifold </td><td> ALA מכשירים מדעיים </td><td> ALA QMM-4 </td> &lt;td&gt; </td></tr><tr><td> וסת לחץ 10 psi </td><td> ALA מכשירים מדעיים </td><td> ALA PR10 </td><td></td></tr><tr><td> מניפולטור </td><td> Burleigh </td><td> TS 5000-150 </td><td></td></tr><tr><td> פלייט הרובע-Wave רכוב Achromatic </td><td> Thorlabs </td><td> AQWP05M-600 </td><td></td></tr><tr><td> 420-680 ננומטר המקטב beamsplitter קובייה </td><td> Thorlabs </td><td> PBS201 </td><td></td></tr><tr><td> גלגל צפיפות שש תחנה ניטרלי </td><td> Thorlabs </td><td> FW1AND </td><td></td></tr><tr><td> SmartShutter צעד מנוע מונע </td><td> מכשירי סאטר </td><td> IQ25-1219 </td><td></td></tr><tr><td> סינון HQ412lp Dichroic </td><td> Chroma </td><td> NC255583 </td><td> מצטרף 488 ננומטר ו561 קורות ננומטר </td></tr><tr><td> מצופה Plano-קעור עדשה </td><td> אדמונד אופטיקה </td><td> 100mm PCV VIS 0 </td><td> סוטה 488 קרן ננומטר </td></tr> &lt;TR&gt; <td> מצופה Plano-קעור עדשה </td><td> אדמונד אופטיקה </td><td> 250mm PCV VIS 0 </td><td> סוטה 561 קרן ננומטר </td></tr><tr><td> מצופים Plano-קמורות עדשות </td><td> אדמונד אופטיקה </td><td> PCX 125mm VIS 0 </td><td> מתמקד הן הקורות </td></tr><tr><td> מצופים Plano-קמורות עדשות </td><td> אדמונד אופטיקה </td><td> 50mm PCX VIS 0 </td><td> ביצרו לסנן הרכבה קובייה </td></tr><tr><td> z488/561rpc Dichroic </td><td> Chroma </td><td> z488/561rpc </td><td> dichroic Filtercube </td></tr><tr><td> סינון z488/561_TIRF פליטה </td><td> Chroma </td><td> z488/561m_TIRF </td><td> פליטת Filtercube </td></tr><tr><td> מטרת UIS2 60x </td><td> אולימפוס </td><td> UPLSAPO 60XO </td><td> NA 1.37 </td></tr><tr><td> מערכת Transfection ניאון </td><td> Invitrogen </td><td> MPK 5000 </td><td></td></tr><tr><td> MetaMorph תוכנת הדמיה </td><td> התקנים מולקולריים </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> DiI ממברנה דיי </td><td> Invitrogen </td><td> V-22,885 </td><td> למטרות כיוונון </td></tr><tr><td> TH Liberase </td><td> רוש </td><td> 5401135001 </td><td></td></tr><tr><td> TL Liberse </td><td> רוש </td><td> 5401020001 </td><td></td></tr><tr><td> אני DNAse סוג IV משור </td><td> סיגמא </td><td> D5025 </td><td></td></tr><tr><td> Hemocytometer </td><td> דיג </td><td> 0267110 </td><td></td></tr><tr><td> עשיתי ממברנה דיי </td><td> Invitrogen </td><td> D-7757 </td><td></td></tr><tr><td> Rhodamine </td><td> Invitrogen </td><td> R634 </td><td></td></tr><tr><td> 0.22 מיקרומטר יחידת מסנן ממברנה מזרק </td><td> Millipore </td><td> SLGS033SS </td><td></td></tr><tr><td> Fluoresbrite האדום מיקרוסכמות צבעוני </td><td> Polysciences </td><td> 19507 </td><td> 0.5 מיקרומטר </td></tr><tr><td> שמן טבילה </td&gt; <td> סיגמא </td><td> 56822 </td><td></td></tr><tr><td> LabVIEW </td><td> מכשירים לאומיים </td><td></td><td> פקדי galvo מראות </td></tr><tr><td> ספינר צפחת </td><td> בלו </td><td> 1965-00,250 </td><td></td></tr></tbody></table> טבלת 1. ציוד pTIRF מיקרוסקופית. <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> תוכן </td><td> Prep-PSS </td><td> Basal-PSS </td><td> Stim-PSS </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 145 מ&quot;מ </td><td> 145 מ&quot;מ </td><td> 95 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 5.6 מ&quot;מ </td><td> 5.6 מ&quot;מ </td><td> 56 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> MgCl 2 </td><td> - </td><td> 0.5 מ&quot;מ </td><td> 0.5 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> - </td><td> 2.2 מ&quot;מ </td><td> 5 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> 15 מ&quot;מ </td><td> 15 מ&quot;מ </td><td> 15 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> pH </td><td> 7.4 </td><td> 7.4 </td><td> 7.4 </td></tr><tr><td> גלוקוז </td><td> 2.8 מ&quot;מ </td><td> 5.6 מ&quot;מ </td><td> 5.6 מ&quot;מ </td></tr><tr><td> העט סטרפטוקוקוס </td><td> 1x </td><td> - </td><td> - </td></tr></tbody></table> טבלה 2. זלוף ופתרונות הכנת תא chromaffin. <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> תוכן </td><td> Electroporating מדיה </td><td> ציפוי מדיה רגילה </td><td> 2x אנטיביוטי מדיה </td></tr><tr><td> 1x DMEM/F-12 </td><td> 1 מיליליטר / צלחת </td><td> 2 מיליליטר / צלחת </td><td> 1 מיליליטר / צלחת </td></tr><tr><td> FBS </td><td> 10% </td><td> 10% </td><td> 10% </td></tr><tr><td> ציטוזין Arabinofuranoside (CAF) </td><td> - </td><td> μl 1 / מיליליטר מ10 מלאי מ&quot;מ </td><td> - </td></tr><tr><td> פניצילין </td><td> - </td><td> 100 יחידות / מיליליטר </td&gt; <td> 200 יחידות / מיליליטר </td></tr><tr><td> סטרפטומיצין </td><td> - </td><td> 100 מיקרוגרם / מיליליטר </td><td> 200 מיקרוגרם / מיליליטר </td></tr><tr><td> Gentamycin </td><td> - </td><td> 25 מיקרוגרם / מיליליטר </td><td> 50 מיקרוגרם / מיליליטר </td></tr></tbody></table> לוח 3. מדיה נייד chromaffin. <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> תוכן </td><td> TH-PSS </td><td> TL-PSS </td></tr><tr><td> Liberase TH </td><td> 2 מיליליטר </td><td> - </td></tr><tr><td> Liberase TL </td><td> - </td><td> 0.85 מיליליטר </td></tr><tr><td> Prep-PSS </td><td> 98.0 מיליליטר </td><td> 84.0 מיליליטר </td></tr><tr><td> DNase </td><td> 8.75 מ&quot;ג </td><td> 7.4 מ&quot;ג </td></tr></tbody></table> לוח 4. פתרונות TH-PSS וTL-PSS.

Watch this Scientific Journal Video about Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM at JoVE.com

Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM

ההשתקפות הפנימית מוחלטת המבוסס על קיטוב מיקרוסקופ פלואורסצנטי (pTIRFM) מאפשר זיהוי של דינמיקת קרום תא בזמן אמת. מאמר זה מתאר את היישום של pTIRFM לחקר שיפוץ קרום במהלך exocytosis המוסדר. הטכניקה היא להכליל לתהליכים אחרים בביולוגיה של תא באופן ישיר או עקיף כרוך בשינויים בצורת קרום.

הדמיה פלזמה ממברנה עיוותים עם pTIRFM

To gain novel insights into the dynamics of exocytosis, our group focuses on the changes in lipid bilayer shape that must be precisely regulated during ...

imaging-plasma-membrane-deformations-with-ptirfm

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K Views.  Wayne State University.  ההשתקפות הפנימית מוחלטת המבוסס על קיטוב מיקרוסקופ פלואורסצנטי (pTIRFM) מאפשר זיהוי של דינמיקת קרום תא בזמן אמת. מאמר זה מתאר את היישום של pTIRFM לחקר שיפוץ קרום במהלך exocytosis המוסדר. הטכניקה היא להכליל לתהליכים אחרים בביולוגיה של תא באופן ישיר או ע...

Video: Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM

Measuring Near Plasma Membrane and Global Intracellular Calcium Dynamics in Astrocytes

The brain contains glial cells.  Astrocytes, a type of glial cell, have long been known to provide a passive supportive role to neurons. However, increasing evidence suggests that astrocytes may also actively participate in brain function through functional interactions with neurons.  However, many fundamental aspects of astrocyte biology remain controversial, unclear and/or experimentally unexplored. One important issue is the dynamics of intracellular calcium transients in astrocytes. This is relevant because calcium is well established as an important second messenger and because it has been proposed that astrocyte calcium elevations can trigger the release of transmitters from astrocytes. However, there has not been any detailed or satisfying description of near plasma membrane calcium signaling in astrocytes. Total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy is a powerful tool to analyze physiologically relevant signaling events within about 100 nm of the plasma membrane of live cells. Here, we use TIRF microscopy and describe how to monitor near plasma membrane and global intracellular calcium dynamics almost simultaneously. The further refinement and systematic application of this approach has the potential to inform about the precise details of astrocyte calcium signaling. A detailed understanding of astrocyte calcium dynamics may provide a basis to understand if, how, when and why astrocytes and neurons undergo calcium-dependent functional interactions.

We describe how to measure near membrane and global intracellular calcium dynamics in cultured astrocytes using total internal reflection and epifluorescence microscopy.

מדידת הקרוב ממברנה פלזמה ו Global Dynamics סידן תאיים בתוך האסטרוציטים

The brain contains glial cells.  Astrocytes, a type of glial cell, have long been known to provide a passive supportive role to neurons. However, ...

Measuring Plasma Membrane Protein Endocytic Rates by Reversible Biotinylation

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins is responsible for a variety of key cellular events, including nutrient delivery, cellular excitability, and chemical signaling.  Many plasma membrane proteins are dynamically regulated by endocytic trafficking, which modulates protein function by altering protein surface expression.  The mechanisms that facilitate protein endocytosis are complex and are not fully understood for many membrane proteins.  In order to fully understand the mechanisms that control the endocytic trafficking of a given protein, it is critical that the protein s endocytic rate be precisely measured.  For many receptors, direct endocytic rate measurements are frequently achieved utilizing labeled receptor ligands.  However, for many classes of membrane proteins, such as transporters, pumps and ion channels, there is no convenient ligand that can be used to measure the endocytic rate.  In the present report, we describe a reversible biotinylation method that we employ to measure the dopamine transporter (DAT) endocytic rate.  This method provides a straightforward approach to measuring internalization rates, and can be easily employed for trafficking studies of most membrane proteins.

Regulated endocytosis governs the cell surface expression levels of the majority of membrane proteins. Here we utilize reducible, membrane impermeant biotinylation reagents to measure the endocytic rate of the dopamine transporter (DAT), a polytopic membrane protein. The method facilitates a straightforward approach to measuring the endocytic rate of most plasma membrane proteins.

מדידת חלבון ממברנה פלזמה חליפין Endocytic ידי Biotinylation הפיך

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins ...

Quantitative Measurement of GLUT4 Translocation to the Plasma Membrane by Flow Cytometry

Glucose is the main source of energy for the body, requiring constant regulation of its blood concentration. Insulin release by the pancreas induces glucose uptake by insulin-sensitive tissues, most notably the brain, skeletal muscle, and adipocytes. Patients suffering from type-2 diabetes and/or obesity often develop insulin resistance and are unable to control their glucose homeostasis. New insights into the mechanisms of insulin resistance may provide new treatment strategies for type-2 diabetes.
The GLUT family of glucose transporters consists of thirteen members distributed on different tissues throughout the body1. Glucose transporter type 4 (GLUT4) is the major transporter that mediates glucose uptake by insulin sensitive tissues, such as the skeletal muscle. Upon binding of insulin to its receptor, vesicles containing GLUT4 translocate from the cytoplasm to the plasma membrane, inducing glucose uptake. Reduced GLUT4 translocation is one of the causes of insulin resistance in type-2 diabetes2,3.
The translocation of GLUT4 from the cytoplasm to the plasma membrane can be visualized by immunocytochemistry, using fluorophore-conjugated GLUT4-specific antibodies.
Here, we describe a technique to quantify total amounts of GLUT4 translocation to the plasma membrane of cells during a chosen duration, using flow cytometry. This protocol is rapid (less than 4 hours, including incubation with insulin) and allows the analysis of as few as 3,000 cells or as many as 1 million cells per condition in a single experiment. It relies on anti-GLUT4 antibodies directed to an external epitope of the transporter that bind to it as soon as it is exposed to the extracellular medium after translocation to the plasma membrane.

This protocol describes a rapid technique to quantify the translocation of GLUT4 from the cytoplasm to the plasma membrane of cells by flow cytometry.

מדידה כמותית של טרנסלוקציה GLUT4 על קרום התא על ידי זרימת cytometry

Glucose is the main source of energy for the body, requiring constant regulation of its blood concentration. Insulin release by the pancreas induces ...

Quantification of Proteins Using Peptide Immunoaffinity Enrichment Coupled with Mass Spectrometry

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in quantitation, are associated with a high cost, long lead time, and are fraught with drawbacks (e.g. heterophilic antibodies, autoantibody interference, 'hook-effect').1 An alternative technique is affinity enrichment of peptides coupled with quantitative mass spectrometry, commonly referred to as SISCAPA (Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies).2 In this technique, affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution and detection by selected/multiple reaction monitoring mass spectrometry (SRM/MRM-MS) provides quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. SRM/MRM-MS is well established for accurate quantitation of small molecules 3, 4 and more recently has been adapted to measure the concentrations of proteins in plasma and cell lysates.5-7 To achieve quantitation of proteins, these larger molecules are digested to component peptides using an enzyme such as trypsin. One or more selected peptides whose sequence is unique to the target protein in that species (i.e. "proteotypic" peptides) are then enriched from the sample using anti-peptide antibodies and measured as quantitative stoichiometric surrogates for protein concentration in the sample. Hence, coupled to stable isotope dilution (SID) methods (i.e. a spiked-in stable isotope labeled peptide standard), SRM/MRM can be used to measure concentrations of proteotypic peptides as surrogates for quantification of proteins in complex biological matrices. The assays have several advantages compared to traditional immunoassays. The reagents are relatively less expensive to generate, the specificity for the analyte is excellent, the assays can be highly multiplexed, enrichment can be performed from neat plasma (no depletion required), and the technique is amenable to a wide array of proteins or modifications of interest.8-13 In this video we demonstrate the basic protocol as adapted to a magnetic bead platform.

Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies (SISCAPA) couples affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution mass spectrometry (MRM-MS) to provide quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. Here we describe the protocol using magnetic particles in a partially automated format.

כימות של חלבונים באמצעות העשרה Immunoaffinity פפטיד יחד עם ספקטרומטריית מסה

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in ...

Mapping Molecular Diffusion in the Plasma Membrane by Multiple-Target Tracing (MTT)

Our goal is to obtain a comprehensive description of molecular processes occurring at cellular membranes in different biological functions. We aim at characterizing the complex organization and dynamics of the plasma membrane at single-molecule level, by developing analytic tools dedicated to Single-Particle Tracking (SPT) at high density: Multiple-Target Tracing (MTT)1. Single-molecule videomicroscopy, offering millisecond and nanometric resolution1-11, allows a detailed representation of membrane organization12-14 by accurately mapping descriptors such as cell receptors localization, mobility, confinement or interactions.
We revisited SPT, both experimentally and algorithmically. Experimental aspects included optimizing setup and cell labeling, with a particular emphasis on reaching the highest possible labeling density, in order to provide a dynamic snapshot of molecular dynamics as it occurs within the membrane. Algorithmic issues concerned each step used for rebuilding trajectories: peaks detection, estimation and reconnection, addressed by specific tools from image analysis15,16. Implementing deflation after detection allows rescuing peaks initially hidden by neighboring, stronger peaks. Of note, improving detection directly impacts reconnection, by reducing gaps within trajectories. Performances have been evaluated using Monte-Carlo simulations for various labeling density and noise values, which typically represent the two major limitations for parallel measurements at high spatiotemporal resolution.
The nanometric accuracy17 obtained for single molecules, using either successive on/off photoswitching or non-linear optics, can deliver exhaustive observations. This is the basis of nanoscopy methods17 such as STORM18, PALM19,20, RESOLFT21 or STED22,23, which may often require imaging fixed samples. The central task is the detection and estimation of diffraction-limited peaks emanating from single-molecules. Hence, providing adequate assumptions such as handling a constant positional accuracy instead of Brownian motion, MTT is straightforwardly suited for nanoscopic analyses. Furthermore, MTT can fundamentally be used at any scale: not only for molecules, but also for cells or animals, for instance. Hence, MTT is a powerful tracking algorithm that finds applications at molecular and cellular scales.

Mapping Molecular Diffusion in the Plasma Membrane by Multiple-Target Tracing MTT

Multiple-Target Tracing is a homemade algorithm developed for tracking individually labeled molecules within the plasma membrane of living cells. Efficiently detecting, estimating and tracing molecules over time at high-density provide a user-friendly, comprehensive tool to investigate nanoscale membrane dynamics.

מיפוי דיפוזיה מולקולרית בקרום פלזמה ידי מרובות יעד Tracing (MTT)

Our goal is to obtain a comprehensive description of molecular processes occurring at cellular membranes in different biological functions. We aim at ...

Real-time Analyses of Retinol Transport by the Membrane Receptor of Plasma Retinol Binding Protein

Vitamin A is essential for vision and the growth/differentiation of almost all human organs. Plasma retinol binding protein (RBP) is the principle and specific carrier of vitamin A in the blood. Here we describe an optimized technique to produce and purify holo-RBP and two real-time monitoring techniques to study the transport of vitamin A by the high-affinity RBP receptor STRA6. The first technique makes it possible to produce a large quantity of high quality holo-RBP (100%-loaded with retinol) for vitamin A transport assays. High quality RBP is essential for functional assays because misfolded RBP releases vitamin A readily and bacterial contamination in RBP preparation can cause artifacts. Real-time monitoring techniques like electrophysiology have made critical contributions to the studies of membrane transport. The RBP receptor-mediated retinol transport has not been analyzed in real time until recently. The second technique described here is the real-time analysis of STRA6-catalyzed retinol release or loading. The third technique is real-time analysis of STRA6-catalyzed retinol transport from holo-RBP to cellular retinol binding protein I (CRBP-I). These techniques provide high sensitivity and resolution in revealing RBP receptor's vitamin A uptake mechanism.

Here we describe an optimized technique to produce high-quality vitamin A/RBP complex and two real-time monitoring techniques to study vitamin A transport by STRA6, the RBP receptor.

ניתוח בזמן אמת של תעבורת רטינול ידי הקולטן ממברנה של חלבון מחייב פלזמת רטינול

Vitamin A is essential for vision and the growth/differentiation of almost all human organs.  Plasma retinol binding protein (RBP) is the principle and ...

The Cell-based L-Glutathione Protection Assays to Study Endocytosis and Recycling of Plasma Membrane Proteins

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. The cell based L-glutathione protection assays can be used to study endocytosis and recycling of protein receptors, channels, transporters, and adhesion molecules localized at the cell surface. The endocytic assay requires labeling of cell surface proteins with a cell membrane impermeable biotin containing a disulfide bond and the N-hydroxysuccinimide (NHS) ester at 4 &#186;C -&#160;a temperature at which membrane trafficking does not occur. Endocytosis of biotinylated plasma membrane proteins is induced by incubation at 37 &#186;C. Next, the temperature is decreased again to 4 &#186;C to stop endocytic trafficking and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins that have remained at the plasma membrane is reduced with L-glutathione. At this point, only proteins that were endocytosed remain protected from L-glutathione and thus remain biotinylated. After cell lysis, biotinylated proteins are isolated with streptavidin agarose, eluted from agarose, and the biotinylated protein of interest is detected by western blotting. During the recycling assay, after biotinylation cells are incubated at 37 &#176;C to load endocytic vesicles with biotinylated proteins and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins remaining at the plasma membrane is reduced with L-glutathione at 4 &#186;C as in the endocytic assay. Next, cells are incubated again at 37 &#176;C to allow biotinylated proteins from endocytic vesicles to recycle to the plasma membrane. Cells are then incubated at 4 &#186;C, and the disulfide bond in biotin attached to proteins that recycled to the plasma membranes is reduced with L-glutathione. The biotinylated proteins protected from L-glutathione are those that did not recycle to the plasma membrane.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. Methods described in this article are designed to study endocytosis and recycling of plasma membrane proteins.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

הדמיה סופר-ברזולוציה המחסור בקרקע בתאים בתרבית

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins

This method provides a fast approach for the determination of plasma membrane partitioning of any fluorescently-tagged peripherally-associated protein using the profiles of fluorescence intensity across the plasma membrane. Measured fluorescence profiles are fitted by a model for membrane and cytoplasm fluorescence distribution along a line applied perpendicularly to the cell periphery. This model is constructed from the fluorescence intensity values in reference cells expressing a fluorescently-tagged marker for cytoplasm and with FM 4-64-labeled plasma membrane. The method can be applied to various cell types and organisms; however, only plasma membranes of non-neighboring cells can be evaluated. This fast microscopy-based method is suitable for experiments, where subtle and dynamic changes of plasma membrane-associated markers are expected and need to be quantified, e.g., in the analysis of mutant versions of proteins, inhibitor treatments, and signal transduction observations. The method is implemented in a multi-platform R package that is coupled with an ImageJ macro that serves as a user-friendly interface.

Here, we present a protocol to perform a quantitative analysis of the level of plasma-membrane association for fluorescently-tagged peripherally-associated protein. The method is based on the computational decomposition of membrane and cytoplasmic component of signal observed in cells labeled with plasma membrane fluorescent marker.

קביעת חלוקה למחיצות של קרום פלזמה חלבונים הקשורים באופן עקיף

This method provides a fast approach for the determination of plasma membrane partitioning of any fluorescently-tagged peripherally-associated protein ...

Characterization of MLKL-mediated Plasma Membrane Rupture in Necroptosis

Necroptosis is a programmed cell death pathway triggered by activation of receptor interacting protein kinase 3 (RIPK3), which phosphorylates and activates the mixed lineage kinase-like domain pseudokinase, MLKL, to rupture or permeabilize the plasma membrane. Necroptosis is an inflammatory pathway associated with multiple pathologies including autoimmunity, infectious and cardiovascular diseases, stroke, neurodegeneration, and cancer. Here, we describe protocols that can be used to characterize MLKL as the executioner of plasma membrane rupture in necroptosis. We visualize the process of necroptosis in cells using live-cell imaging with conventional and confocal fluorescence&#160;microscopy, and in fixed cells using electron microscopy, which together revealed the redistribution of MLKL from the cytosol to the plasma membrane prior to induction of large holes in the plasma membrane. We present in vitro nuclear magnetic resonance (NMR) analysis using lipids to identify putative modulators of MLKL-mediated necroptosis. Based on this method, we identified quantitative lipid-binding preferences and phosphatidyl-inositol phosphates (PIPs) as critical binders of MLKL that are required for plasma membrane targeting and permeabilization in necroptosis.

We report methods for characterization of MLKL-mediated plasma membrane rupture in necroptosis including conventional and confocal live-cell microscopy imaging, scanning electron microscopy, and NMR-based lipid binding.