Bu araştırma Wayne State Üniversitesi&#39;nden Amerikan Kalp Derneği ve start-up fonlarından AA Ulusal Bilim Geliştirme Grant (13SDG14420049) tarafından desteklenmektedir. Biz pTIRFM set-up ve yazının yararlı yorumlarla yardım için büyükbaş adrenal hazırlıkları ve Dr Daniel Axelrod konusunda tavsiye sağlamak için Dr Ronald W. Holz ve Dr Mary Bittner borçluyuz. Syt-1 pHluorin kullanıldı Dr Gero Miesenböck (Oxford Üniversitesi) izni. GCAMP5G Addgene yoluyla elde edilmiştir. Biz açıklanan prosedürlerin çeşitli adımlar optimize yardımı ile James T. Taylor, Tejeshwar Rao, Rachel L. Aikman ve Praneeth Katrapti teşekkür ederim.

1.. PTIRF Sistem Kurulumu PTIRFM teknik ters bir mikroskop platformu üzerine inşa edilmiştir. Lazer ışınları bir yan aydınlatma liman ve bir nonpolarizing yan bakan filtre küp aracılığıyla yönlendirilir, ve sonra 60X 1.49 NA TIRF objektif arka odak düzlemi üzerine odaklanmıştır. Mikroskop ve kamera arasında EMCCD emisyon yolu iki ek lens (1.6X ve 2X), yaklaşık 80 nm&#39;lik bir nihai piksel boyutunu verir. Lazer ışınları epi-ve toplam iç yansıma (TIR) ​​aydınlatma arasında hızlı geçiş için yazılım kontrollü galvanometre aynalar kullanılarak yönlendirilir. Aşağıda tarif edilen protokol TIRF için optik zaten florofor uyarma ve görüntüleme için uygun pozisyonlarda hava masaya yerleştirilmiş olduğunu varsayar. Bu polarizasyon optik hücre zarı deformasyonların görüntüleme sağlamak için varolan TIRF mikroskop set-up eklenir nasıl açıklar. TIR ve polarizat hem üretmek için bizim laboratuarın optik set-up şematikiyon bazlı TIR Şekil 1A&#39;da gösterilmiştir. Protokol karbosiyanin boyanın görüntüleme için floresan vezikül proteinlerin uyarılması için bir 488-nm lazer kullanımı ve 561 nm lazer varsayar yaptım. <ol><li> Tüm mikroskop bileşenleri, lazerler, ve bilgisayarlarda güç. </li><li> 488 nm lazer Şekil 1A&#39;da gösterildiği gibi, 1.49 NA merceğin arka odak düzlemi (BFP) bir kiriş Doğrudan. Lazer ışını BFP odaklanmıştır, bu paralelleştirilmiş ortaya ve doğrudan objektif yukarıda tavana küçük iyi tanımlanmış nokta görünür. </li><li> X galvanometre ayna (eşdeğer örnek düzlemde bulunan ayna) ayarlayın, böylece lazer ışını eksen dışı hareket ve objektif normal kademeli dik açılarda hedeften ortaya çıkar. </li><li> Sonraki, TIR elde doğrulayın. Bir cam alt tabak içinde PSS bir 1 ml hacme flüoresan mikro 10 ul ekle. O alt mikro sadece flüoresançanak f, TIR arayüzüne yakın, tespit edilmelidir. Yüzer mikro tespiti gelen ışık ve objektif, normal arasındaki açı yetersiz olduğunu gösterir. Aşağıdaki bölümde, polarizasyon tabanlı görüntüleme için gerekli optik bileşenlerin set-up açıklanır. </li><li> Bir aynı optik yol boyunca hareket eden, böylece bir kılavuz olarak hizalanmış 488 nm ışın kullanarak, ham 561 nm lazer ışınının konumunu ayarlamak. 561 nm lazer karbosiyanin boyanın görüntüleme için kullanılacak yaptım. </li><li> 561 nm lazer aşağı bir farklılaştı lens ve aynalar yerleştirin. , Aynalar kullanılarak, bu 488 nm ışını ile coaligned böylece ışın ayarlamak ve galvano aynalar &quot;0&quot; konumunda olduğunda nokta tavana noktasını oluşturur. </li><li> Lazer açıklığın hemen alt baş ışın yolunda bir çeyrek dalga plakası (QW) ortalayın. Renksiz ya da dalgaboyu için ayarlanmış olan bir ya da QW kullanın.Bir QW dairesel optik ekseni ile 45 ° &#39;lik açıyla giren herhangi bir doğrusal polarize ışığı kutuplaşmaya olacaktır. Böyle polarizasyon küpler gibi bazı optik bileşenleri, kutuplaşma bir eksen yönünde bir zayıflatma önyargı var. QW bu önyargı telafi etmek için döndürülebilir. Bu ayarlama, eliptik olarak polarlanmış ışın neden olur. Bu açıklıktan çıkar gibi, lazer huzmesi, yüksek doğrusal (dikey olarak) polarize olduğu için A QW gereklidir. </li><li> Eliptik polarize ışının aşağı bir polarizasyon küp (PC1) yerleştirin. Polarizasyon küp elektrik alanının dikey (y) bileşeni yansıtır ve yatay (x) bileşen geçer. Polarizasyon küp polarizasyon ışın yolları takip eden hizalanmasını kolaylaştırmak için küçük bir çeviri kademesi üzerine yerleştirilmiştir. </li><li> Işınlarını recombine ikinci bir kutuplaştırıcı küp (PC2) ve aynalar (Şekil 1A) kullanın. </li><li> İlk polarizasyon küp (PC1) ve dikey işbirliği arasında bir deklanşör yerleştirinmponent ayna. Yatay bileşen ayna ve ikinci polarizasyon küp (PC2) arasında ikinci bir deklanşör yerleştirin. Bu perdeler hızla ışın kutuplaşmalar arasındaki seçmesini sağlayan görüntüleme yazılımı tarafından kontrol edilir. </li><li> Her ışın yolu elektrik alan yönünü doğrulamak için bir polarizasyon filtresi kullanın. Bir polarize filtre yalnızca filtrenin ekseni doğrultusunda iletimini sağlayacak. </li><li> Lazer ışınının dikey ve yatay bileşenleri birbirlerine ve 488 nm ışın ile hizalanmış olduğundan emin olun. Gerekli ayarlamaları yapın. Üç kirişler, tüm BFP odaklanmış ve tavana aynı noktaya hedeften collimated ortaya edilmelidir. Bu noktada gelecek uyumu kolaylaştırmak için bir X ile işaretlenmiş olabilir. </li><li> Amaç üzerinde daldırma bir damla yağ koyun. Amaç üzerinde floresan küreleri içeren çanak (yukarıdaki adım 4) yerleştirin. </li><li> X galvanometre aynayı hareket ettirerek TIR girin. TIR, dikey componen içindekirişin t s-pol ve kirişin yatay bileşen artık p-pol olmasıdır. QW plakayı çevirerek kirişler arasındaki göreli yoğunluğunu ayarlayın. Rastgele odaklı öngörülmektedir bir rhodamine numune, her polarize yiten alanını görüntüleyebilirsiniz. Ortalama piksel yoğunlukları maç QW plakasını döndürün. Gerekirse, yoğunluğunu azaltmak için bir polarize ışın yolunda bir nötral yoğunluk filtresi eklemek. </li></ol> 2. Kromafin Hücre İzolasyonu Baldır adrenal bezi sağlıklı kromafin hücrelerinin izole edilmesi için bir prosedür aşağıda verilmiştir. Bu Wick, Senter ve diğ. 19 ve O&#39;Connor tarafından, daha önce yayınlanmış protokollere uyarlanmıştır, Mahata et al. 20 izole edildikten sonra, hücrelere, bir elektroporasyon sistemi kullanılarak ilgi plazmid (ler) ile elektroporasyona edilir. İstenen floresan proteinleri ifade eden hücrelerin% 20-30 Bu sistem elde edilir. Tipik olarak, hücrelerin% 70&#39;i hayatta seçecekroporation süreci. PSS ve ortam bileşenleri detayları Tablo 2, 3 ve 4 de verilmiştir. <ol><li> İki gün hücre hazırlık, 1.25 ml sığır kollajeni, ardından 1 mL poli-D-lisin (0.1 mg / ml) ile birlikte 35 mm optik kalitede cam alt (kalın 0.17 mm) yemekler tedavi. Doku kültürü kaputu kuru hava yemekleri bırakın. </li><li> Mezbahaya sığır adrenal bezleri edinin. Onlar laboratuara geri taşınır ise buz üzerinde bezleri tutun. Sığır adrenal bezleri yağ kalın bir tabaka ile kaplı olabilir. Aşırı yağ çıkarmak ve adrenal ven açıklığı ortaya çıkarmak için cerrahi makas kullanın. Bezi kan temizlendi kadar art arda hazırlık-PSS ile ven serpmek. </li><li> Daha sonra, yavaş yavaş bezi şişer kadar damar açıklığı içine TH-PSS çözeltisi 2 ml pipetle. 15 dakika boyunca 37 ° C &#39;de şişirilmiş bezleri inkübe edin. TH-PSS tedaviyi tekrarlayın ve tekrar kuluçkaya yatmaktadır. </li><li> S ile bezinin kenarında dış adrenal korteks ile kesticissors ve medulla maruz ayrı bezi kabuğu. Hafifçe kazıyın ve kortikal doku medullayı ayırmak için bir neşter kullanın. </li><li> 5-10 dakika süreyle neşter bir çift medulla kıyma. </li><li> Son bir sindirim adımı tek kromafin hücreleri izole etmek için gereklidir. Bir dönen şişe içerisine kıyılmış hücre süspansiyonu dökün. Kısmen TL-PSS (15 mi) TH-PSS (30 mi) bir 02:01 oranı ile şişe girip yaklaşık 100 rpm&#39;de dönen ise 37 ° C&#39;de 30 dakika boyunca inkübe edin. </li><li> Bir 400 um elek içinden süzme ile sindirilmemiş doku, bireysel kromafin hücreleri ayırın. Filtrat toplayın. 200 pelet hücreleri xg ve buz soğuk PSS&#39;teki tekrar süspansiyon santrifüj. </li><li> Bir 250 um ağ gözü, pelet yoluyla hücrelerin filtre ve son olarak (adım 2.9 bakınız), elektroporasyon tamponu içinde tekrar süspansiyon haline getirin. </li><li> Hemasitometre kullanarak hücrelerin sayısı ve nakil için hazırlamak. </li><li> Göre olan elektroporasyon sistemi hücreleri transfekteüreticinin önerileri. Elektroporasyon için kesin koşullar ampirik olarak belirlenmelidir. Not: sığır kromafin hücrelerin bu hazırlık için transfeksiyon verimlilik ve hücre sağkalım oranı arasındaki en iyi dengeyi sağlayacak ayarları 1,100 V, 40 msn, ve 1 darbe. Biz, bu koşullar ile, hücrelerin transfekte% 20-30 olduğu tahmin edilmektedir. Hücrelerin yaklaşık% 30 elektroporasyon sürecini hayatta yok. </li><li> Yavaşça, poli-D-lisin ve kollajen levhalar hücreleri elektropore ısıtılmış ortam 1 ml yemekler işlemden geçirildi. </li><li> Bir 37 ° C kuluçka makinesi içinde yemekleri Sıra (% 5 CO2). 6 saat sonra her bir tabak için 2x antibiyotik ortam 1 ml ilave edilir. Ertesi gün normal medya ortamı değiştirin. </li><li> Kromafin hücreleri genellikle 2-5 gün elektroporasyon sonra görüntülenmiş. </li></ol> 3. pTIRF Image Acquisition <ol><li> Görüntüleme sistemi üzerinde güç ve satın alma yazılımını başlatmak. </li><li> Lazerler uyumlu olduğunu doğrulayın. Fani edinmikro küreleri kullanarak alan profili. </li><li> Küresel ve yerel perfüzyon sistemi hazırlayın. Temiz çözelti filtre deiyonize H 2 O ile rezervuarlar ve bazal ve PSS çözümler uyarıcı ile doldurun. </li><li> Kromafin hücreleri görüntüleme önce, p-pol ve s-pol uyarılmaları görüntüleme alanının aynı bölge aydınlatmak ve aydınlatma yoğunlukları kabaca eşdeğer olduğunu doğrulamak. Bunu yapmak için, 10 mM&#39;lik bir son konsantrasyonda rodamin PSS içeren 2 ml bir cam alt çanak doldurun. Sırayla p-pol ve s-pol ışık ile rodamin örnek heyecanlandırmak ve görüntüleri yakalayabilir. Uygulamada, mı gelen P ve S emisyon P ve S rodamin emisyonlarının ortalama normalize edilmiştir. Daha fazla ayrıntı için Görüntü Analizi ve Tartışma bölümlerine bakın. </li><li> Şimdi yaptım ile sığır kromafin hücrelerin boyanması geçin. Kromafin hücreleri içeren çanak kültür ortamları durulayın ve bazal-PSS 2 ml ile değiştirin. 10 mM&#39;lik çözeltiden 10 ul (etanol içinde seyreltilmiş) yaptıdoğrudan hücreleri ihtiva eden çanak. Yavaşça 2-10 saniye boyunca yemek ajitasyon ve yaptım + PSS çözüm kaldırın. </li><li> Herhangi bir kalıntı DID kaldırmak için bazal-PSS ile çanak 3-4x yıkayın. Hücreler artık lekeli ve kullanmaya hazırdır. </li><li> Hedefe daldırma bir damla yağ ekleyin. Objektif üstüne yaptım-lekeli kromafin hücreleri içeren tabak yerleştirin. </li><li> Objektif aracılığıyla veya kamera ya çanak görüntülerken, ilgilenilen protein ile transfekte ve muydunuz ile boyanmış bir hücreyi bulmak. İyi boyanan hücre canlı hücrenin kenarlarını vurgular P emisyon gösterir; S emisyon hücre ayak izi boyunca kabaca eşit olmalıdır (cama yapıştırılır ve TIRF görüntülü hücrenin bölgesi, yani.) </li><li> Bu aşağı yukarı 100 um uzak hücreden böylece yerel perfüzyon iğne yerleştirin. </li><li> Hücre zarı odaklanın ve hemen hücre stimülasyon / görüntü elde önce otofokus donanım etkinleştirin. &lt;/ Li&gt; <li> Görüntü alımı başlar. Bir depolarize 56 mM KCI çözeltisi ile 60 saniye daha sonra, taban çözelti ile 10 saniye için hücreleri serpmek. Hızla 561 nm p-pol arasındaki perde ise görüntüleri almak, 561 nm s-pol (P değişiklikleri yaptım ve S emisyonu izlemek için) ve (görüntü transfekte vezikül prob için) 488 nm uyarma. Deneyler sırasında elde edilen görüntü örnekleri Şekil 2 ve Şekil 3 &#39;de gösterilmiştir. </li></ol> 4. Görüntü Analizi Görüntü işleme için hesaplamalar ImageJ ile yapılabilir, ancak IDL veya Matlab gibi esnek bir programlama dili kullanarak komut ölçüde görevi otomatik tarafından analiz verimini artırabilir. Görüntülerin iki tip ham emisyon görüntüler topolojik bilgi edinmek için hesaplanması gerekir -. P / S ve P +2 S P +2 S toplamı belirli bir bölgedeki toplam membran boya bildiriyor P / S yerel membran deformasyonlar raporlarıAlanın. <ol><li> Tüm resimler plan çıkarılmalıdır. , Bir off-hücre ROI seçin ROI ortalama piksel yoğunluğunu ölçmek ve daha sonra görüntü yığını tüm pikseller bu değeri çıkarılarak. </li><li> , P / S hesaplamak sonraki &quot;S&quot; emisyon çerçeve (piksel-piksel) ile her bir &quot;P&quot; emisyon çerçeve bölün. P / S, p-ve S-pol kuvvetlerin, nispi yoğunlukları, önyargıları göre değişir optik sistem ve girişim saçakları. Bu etkileri azaltmak 10 mM rodamin 18 ihtiva eden bir çözelti ile elde edilen oran için yaptığı emisyon elde edilen gelen P / S oranı normalleştirmek için. </li><li> Bireysel DCVs ekzositozu gibi Synaptotagmin-1 pHluorin (Şekil 2B) gibi bir floresan protein vezikül, yoğunluğundaki bir ani değişimin bellidir. P / S lokalize artışlar üzerinde merkezli bir 240 nm yarıçapı ROI piksellerin ortalama P / S ve P 2 S değişiklikleri belirlemekekzositoz sitelerde oranı. Füzyon P / S, belirgin bir artış olmadan oluştuğunda, ROI DCV eritme bölgesi üzerine ortalanır. </li><li> Bilgisayar simülasyonları bir genişleten füzyon gözenek basit geometriler açısından P / S ve P +2 S membran yoğunluğu değişiklikleri yorumlamak için yapılabilir. Simülasyonları ayrıntılar için Anantharam vd. 18&#39;e bakın lütfen </li></ol>

<ol>
	<li>Chernomordik, L. V., Zimmerberg, J., Kozlov, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Membranes of the world unite! Cell Biol. 175, 201-207 (2006).</li><li>Chapman, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+does+synaptotagmin+trigger+neurotransmitter+release.">How does synaptotagmin trigger neurotransmitter release.</a> Annu. Rev. Biochem. 77, 615-641 (2008).</li><li>Hinshaw, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamin+and+its+role+in+membrane+fission.">Dynamin and its role in membrane fission.</a> Annu. Cell Dev. Biol. 16, 483-519 (2000).</li><li>Lang, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ca2+-triggered+peptide+secretion+in+single+cells+imaged+with+green+fluorescent+protein+and+evanescent-wave+microscopy.">Ca2+-triggered peptide secretion in single cells imaged with green fluorescent protein and evanescent-wave microscopy.</a> Neuron. 18 (6), 857-863 (1997).</li><li>Steyer, J. A., Horstman, H., Almers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transport,+docking+and+exocytosis+of+single+secretory+granules+in+live+chromaffin+cells.">Transport, docking and exocytosis of single secretory granules in live chromaffin cells.</a> Nature. 388, 474-478 (1997).</li><li>Allersma, M. W., Wang, L., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+regulated+exocytosis+with+a+granule-membrane+probe+using+total+internal+reflection+microscopy.">Visualization of regulated exocytosis with a granule-membrane probe using total internal reflection microscopy.</a> Mol. Biol. Cell. 15, 4658-4668 (2004).</li><li>Toomre, D., Steyer, J. A., Keller, P., Almers, W., Simons, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fusion+of+constitutive+membrane+traffic+with+the+cell+surface+observed+by+evanescent+wave+microscopy.">Fusion of constitutive membrane traffic with the cell surface observed by evanescent wave microscopy.</a> J. Cell Biol. 149, 33-40 (2000).</li><li>Schmoranzer, J., Goulian, M., Axelrod, D., Simon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+constitutive+exocytosis+with+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy.">Imaging constitutive exocytosis with total internal reflection fluorescence microscopy.</a> J. Cell Biol. 149, 23-32 (2000).</li><li>Heinemann, C., Chow, R. H., Neher, E., Zucker, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+the+secretory+response+in+bovine+chromaffin+cells+following+flash+photolysis+of+caged+Ca2.">Kinetics of the secretory response in bovine chromaffin cells following flash photolysis of caged Ca2.</a> Biophys. J. 67, 2546-2557 (1994).</li><li>Heidelberger, R., Heinemann, C., Neher, E., Matthews, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+dependence+of+the+rate+of+exocytosis+in+a+synaptic+terminal.">Calcium dependence of the rate of exocytosis in a synaptic terminal.</a> Nature. 371 (6497), 513-515 (1994).</li><li>Chow, R. H., Klingauf, J., Heinemann, C., Zucker, R. S., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+determining+the+time+course+of+secretion+in+neuroendocrine+cells.">Mechanisms determining the time course of secretion in neuroendocrine cells.</a> Neuron. 16, 369-376 (1996).</li><li>Thompson, N. L., McConnell, H. M., Burhardt, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Order+in+supported+phospholipid+monolayers+detected+by+the+dichroism+of+fluorescence+excited+with+polarized+evanescent+illumination.">Order in supported phospholipid monolayers detected by the dichroism of fluorescence excited with polarized evanescent illumination.</a> Biophys. J. 46, 739-747 (1984).</li><li>Sund, S. E., Swanson, J. A., Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+membrane+orientation+visualized+by+polarized+total+internal+reflection+fluorescence.">Cell membrane orientation visualized by polarized total internal reflection fluorescence.</a> Biophys. J. 77, 2266-2283 (1999).</li><li>Zenisek, D., Steyer, J. A., Feldman, M. E., Almers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+membrane+marker+leaves+synaptic+vesicles+in+milliseconds+after+exocytosis+in+retinal+bipolar+cells.">A membrane marker leaves synaptic vesicles in milliseconds after exocytosis in retinal bipolar cells.</a> Neuron. 35, 1085-1097 (2002).</li><li>Anantharam, A., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+plasma+membrane+deformations+reveals+pre-fusion+membrane+curvature+changes+and+a+role+for+dynamin+in+the+regulation+of+fusion+pore+expansion.">Real-time imaging of plasma membrane deformations reveals pre-fusion membrane curvature changes and a role for dynamin in the regulation of fusion pore expansion.</a> J. Neurochem. , 10-1111 (2012).</li><li>Anantharam, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+role+for+the+dynamin+GTPase+in+the+regulation+of+fusion+pore+expansion.">A new role for the dynamin GTPase in the regulation of fusion pore expansion.</a> Mol. Biol. Cell. 22, 1907-1918 (2011).</li><li>Anantharam, A., Axelrod, D., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polarized+TIRFM+reveals+changes+in+plasma+membrane+topology+before+and+during+granule+fusion.">Polarized TIRFM reveals changes in plasma membrane topology before and during granule fusion.</a> Cell Mol. Neurobiol. 30, 1343-1349 (2010).</li><li>Anantharam, A., Onoa, B., Edwards, R. H., Holz, R. W., Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localized+topological+changes+of+the+plasma+membrane+upon+exocytosis+visualized+by+polarized+TIRFM.">Localized topological changes of the plasma membrane upon exocytosis visualized by polarized TIRFM.</a> J. Cell. 188, 415-428 (2010).</li><li>Wick, P. W., Senter, R. A., Parsels, L. A., Holz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+transfection+studies+of+secretion+in+bovine+chromaffin+cells+and+PC12+cells:+generation+of+kainate-sensitive+chromaffin+cells.">Transient transfection studies of secretion in bovine chromaffin cells and PC12 cells: generation of kainate-sensitive chromaffin cells.</a> J. Biol. Chem. 268, 10983-10989 (1993).</li><li>O'Connor, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+culture+of+bovine+chromaffin+cells.">Primary culture of bovine chromaffin cells.</a> Nat. Protoc. 2, 1248-1253 (2007).</li><li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+signal-to-noise+Ca2++composed+of+a+single+green+fluorescent+protein.">A high signal-to-noise Ca2+ composed of a single green fluorescent protein.</a> Nat. Biotechnol. 19, 137-141 (2001).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+GCaMP+calcium+indicator+for+neural+activity+imaging.">Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging.</a> Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Polarizasyon tabanlı TIRFM membran topolojisinde hızlı, mikroskopik değişiklikleri algılar. Tekniği uygulayarak TIRF optik zaten yerinde, özellikle nispeten basittir. Gerekli tüm çeyrek dalga plakası, iki polarize küpler, ve p-pol ve s-pol aydınlatma yolları ayırmak için kepenkleri olduğunu. Masaya bu bileşenlerin kesin konumu, genellikle mevcut olan yer ile belirlenir. Membran topolojik bilgi elde etmek amacıyla, kullanılan floresan prob, bir sabit ya da bilinen bir yönlendirme ile enterkale gerekir. Bu teknik, bu makalede anlatıldığı gibi, bu tür FM1-43 14 da kullanılabilir edilebilir karbosiyanin boya ancak diğer boyaların kullanılmasını varsayar. Zar, boyama işlemi kendisi basittir. Kültürlenmiş hücreler, canlı bir zarın elde edilmesi için etiketleme mi DII / &#39;küçük bir miktar için sadece çok kısa bir poz (10 saniyeden az) gerektirir. Fazla boya ekleme ışık saçılım aggreg yol açargörüntü kalitesini düşürecektir camına ates. Boya ile Over-hücrelerinin kuluçkalanması görüntü kalitesi ve muhtemelen hücre canlılığı üzerinde zararlı etkileri vardır içselleştirme boya yol açar. Bir hücre de lekeli ise, P ve S emisyon görüntülerde net bir ayrım olacaktır. Şekil 2A&#39;da gösterildiği gibi, P emisyon canlı S emisyon yoğunluğu hücre ayak izi üzerinde kabaca homojen olacak ise (hücre ayak izi kenarlarında örneğin) lamel eğik olan membran alanları vurgular. P ve S arasında net bir ayrım belirgin değilse, o zaman hücre kötü alt-tabakaya yapıştırılmış ya da hücre zarı sağlıklı değildir ve hücre deneyleri için kullanılmaz, olanaklıdır. PTIRFM açıklayan önceki çalışmalar floresan membran sensörü olarak dII kullanılmaktadır. Bu diğer flüorofor GFP / pHluorin istihdam çift renkli görüntüleme deneyleri için uygundur çünkü burada, yaptığımız kullanmaktadır. Yaptığımız wi heyecanlandırmakBir 561 nm lazer yerine (kendi uyarma zirveye yakın) 640 nm lazer inci çünkü 640 nm daha hızlı flüoroforun beyazlatıcılar. 561 nm lazer yayınlanmış uyarım spektrumu, floresan verimli yayılan muydunuz kuyruk olduğu gerçeğine rağmen. 561 nm lazer diğer avantajı hem dII heyecanlandıran ve hem de problar için aynı polarizasyon ayarlarını kullanmak için bize sağlayan olmasıdır. Zardaki fluorofor oryantasyon zar topoloji yorumlanmasını etkileyecek unutmayın. (DII ile mi ya da olduğu gibi, daha çok paralel, ya da neredeyse paralel bir yerine) bir florofor membran düzlemine dik olan geçiş dipoller ile oryante edilmiştir, örneğin, daha sonra düzlemsel olmayan zar bölgelerde daha kolay bir şekilde S ile vurgulanır yerine olacak P emisyon. Ayrıca, sığır adrenal kromafin hücrelerinin izolasyonu ve elektroporasyon teknikleri tarif eder. Sığır kromafin hücre mükemmel secretory modeli. Bu salgılatıcı çeşitli duyarlı kültür içinde bakımı kolay olan ve hali hazırda geleneksel ışık mikroskopisi ile görselleştirildiği büyük salgı vezikülleri sahip olma avantajlarına sahiptir. Floresan proteinleri ifade etmek için, hücreler önce kollajen ile muamele edilmiş kültür çanakları üzerinde kaplama süspansiyon içinde elektroporate edilmiştir. Bizim tecrübelerimize göre, ifade verimliliği Ca 2 +-fosfat veya Lipofektamin reaktifleri ile ya daha elektroporasyon ile daha yüksektir. Elektroporasyon dezavantajı daha fazla hücre gerektirir (birçok olarak süreci hayatta yok) ve pahalı ticari reaktifler olmasıdır. Bizim için belirsiz nedenlerden dolayı, her zar yaptım içermektedir. Buna ek olarak, tabağına hücrelerin yalnızca bir kısmını transfekte edilir. Transfekte olan yaptım ve iyi lekeli hücrelerin bulma boyama ve elektroporasyon çabaya değer için koşulları optimize neden olduğu zaman alıcı olabilir. Özet olarak, burticle pTIRFM sığır chromaffin hücreleri yoğun çekirdek veziküllerin füzyonu sırasında meydana hızlı ve lokalize membran deformasyonları izlemek için nasıl uygulandığını açıklar. Sadece bir uygulama yer almaktadır, ancak, teknik ideal endositoz, sitokinez ve hücre hareketi gibi zar şekil değişiklikleri, içeren diğer biyolojik süreçlerin çalışma için uygundur.

Ekzositoz uygun yürütülmesine tam orkestra için zar bilayeri şeklinde aşırı değişiklikler gerektirir. Önceki füzyon, granül altında plazma zarının lokal bükülme ikili katmandan etkileşimi için enerji bariyerini azaltmak için kısmen oluşur. Zarlar daha sonra birleştirme gibi, yüksek bir eğrilik alanları oluşturulur ve stabil olması gerekir. Son olarak, kaynaşmış membranlar füzyon gözenek genişletmek ve içerik salınımını 1 etkinleştirmek için onların ilk eğilebilir gerekir. Tek başına zarlar dramatik ve koordine değişikliklere olası olduğu için, proteinler olaylara aracılık için gereklidir. Ama nasıl füzyon sürecinde membran topoloji değişiklikleri etkilemek için hareket çok açık bir soru kalır. In vitro modellerde iyi membran eğrilik görselleştirmek için vardır. Negatif leke EM kullanımı, örneğin, iki büyük kaçakçılık p eylemler için geçerli moleküler modelleri şekillendirmek için önemli olmuşturroteins - synaptotagmin ve Dynamin (değerlendirmeleri için, Chapman 2 ve Henshaw 3). Ekzositoz çoğu gerçek-zamanlı tahlilleri doğrudan eğrilik tespit yok. Bunun yerine, eğrilik lümene ilişkin yük serbest 4-8 ya da zar bölgesinde 9-11 değişim kinetiği deneyleri rapor anlaşılmaktadır. PTIRFM membran mikroskobik değişikliklerin doğrudan, gerçek zamanlı ölçümler sağlayarak in vivo ve in vitro çalışmalar arasındaki köprü. PTIRFM, bir nonimaging modunda, bir model membran 12 içerisine dahil NPD-PE yönünü ölçmek için Axelrod ve arkadaşları tarafından öncülük edilmiştir. Bu teknik, daha sonra DII ve FM1-43 13-18 etiketli canlı hücrelerde dinamik değişimleri görselleştirmek için uygulanmıştır. P-polarizasyon (insidans düzlemi içinde) ve (yansıma düzlemine dik) s-polarizasyon: pTIRFM olarak, iki alan polarizasyonlar kaybolan bir sekans, bir zar-gömülü prob uyarmak için kullanılır. Önceki görüntüleme için, prob - bu durumda, yaptı - kısa bir süre için, hücre dışı ortama ilave edilir ve incelenmesi gereken hücrelerin plazma zarlarında enterkale bırakılır. Membran (zar fırfır veya çentiğe gibi) coverglass için paralel olmayan olduğu bölgelerde, aynı zamanda paralel olmayan olacaktır yaptı. Bu nedenle, bu bölgeler, p-pol ışını ile uyarılabilir olacaktır. P-pol ışın daha az etkili çoğunlukla coverglass paralel olan membran bölgelerde yaptım heyecanlandıracak. Piksel-piksel oranı görüntüleri (P / S), bu nedenle, özellikle membran deformasyon bölgeleri vurgulamak olacaktır yaptım sıralı p-ve s-pol uyarma gelen emisyon raporlama. Teorik olarak, P / S oranı görüntüleri hassas olan bilgisayar simülasyonları 18 öngördüğü değişikliklerin genliği ile coverglass plazma zarı sapma, hatta küçük açılarla. P / S görüntüleri de coverglass yüzeyinden fluoroforun mesafe bağımsız ve Yerel Fluoroforkonsantrasyonu. Yerel florofor konsantrasyon yerine P emisyon piksel-piksel toplamı ve 2 kez S emisyon (P +2 S) rapor görüntüleri ile sağlanmaktadır. P 2 S ölçüm bazı mümkün az ya da hiç bir değişiklik ile, girinti tam geometrisi duyarlıdır. Bu bilgisayar simülasyonları ile gösterilebilir ki bir sonraki durumuna 16,18 (a dar boyunlu yani) erken bir füzyon gözenek modeli geçişler. P, bir dar boyunlu ile plazma zarına bağlanmış bir kaynaşık vesikülün 2 S (ve daha arayüze kapattı mı) (daha geniş bir gözenek ile kaynaşmış bir vezikül daha, örneğin, daha büyük olduğu tahmin edilmektedir burada yaptım) yiten alanın dimmest parçası içinde. Bu yazıda, pTIRFM hayata ve füzyon gözenek genişlemesi sırasında meydana gelen membran şeklinde hızlı, lokalize değişiklikleri incelemek için kullanılır nasıl tartışacağız. Sadece bir uygulama açıkça di ikenscussed, yöntem doğrudan veya dolaylı olarak zar yeniden dahil diğer hücre biyolojik süreçlerin çeşitli genellenebilir bulunmaktadır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="817">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:277px;">iXon3 EMMCD Camera</td>
			<td style="width:179px;">Andor</td>
			<td style="width:147px;">897</td>
			<td style="width:215px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">IX81 Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>Side-mounted Filtercube Assembly</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">43 Series Ar-Ion Laser</td>
			<td>CVI Milles Griot Laser Optics</td>
			<td>543-AP-A01</td>
			<td>Tunable to 488nm</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Sapphire 561 LP Diode Laser</td>
			<td>Coherent</td>
			<td></td>
			<td>561nm</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Scanning Galvo Mirror System</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>GVS102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">VC3 Channel Focal Perfusion System</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA VC3X4PP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">QMM Quartz MicroManifold</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA QMM-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10 PSI Pressure Regulator</td>
			<td>ALA Scientific Instruments</td>
			<td>ALA PR10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Manipulator</td>
			<td>Burleigh</td>
			<td>TS 5000-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Mounted Achromatic Quarter-Wave Plate</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AQWP05M-600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">420-680nm Polarizing Beamsplitter Cube</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PBS201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Six Station Neutral Density Wheel</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FW1AND</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Stepper-motor Driven SmartShutter</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>IQ25-1219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">HQ412lp Dichroic Filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>NC255583</td>
			<td>Joins 488nm and 561nm beams</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Concave Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCV 100mm VIS 0</td>
			<td>Diverges 488nm beam</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Concave Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCV 250mm VIS 0</td>
			<td>Diverges 561nm beam</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Convex Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCX 125mm VIS 0</td>
			<td>Focuses both beams</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Coated Plano-Convex Lens</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>PCX 50mm VIS 0</td>
			<td>Cemented to filter cube assembly</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">z488/561rpc Dichroic</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>z488/561rpc</td>
			<td>Filtercube dichroic</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">z488/561_TIRF Emission Filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>z488/561m_TIRF</td>
			<td>Filtercube emission</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">UIS2 60x Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UPLSAPO 60XO</td>
			<td>NA 1.37</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Neon Transfection System</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>MPK 5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">MetaMorph Imaging Software</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DiI Membrane Dye</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>V-22885</td>
			<td>For Alignment Purposes</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">TH Liberase</td>
			<td>Roche</td>
			<td>5401135001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">TL Liberse</td>
			<td>Roche</td>
			<td>5401020001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DNAse I Type IV from bovine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Hemocytometer</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>0267110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">DiD Membrane Dye</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D-7757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Rhodamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>R634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">.22 &#956;m Membrane Syringe Filter Unit</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SLGS033SS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fluoresbrite Polychromatic Red Microspheres</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>19507</td>
			<td>0.5 microns</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Immersion Oil</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>56822</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">LabVIEW</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Controlls galvo mirrors</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;">Spinner Flask</td>
			<td>Bellco</td>
			<td>1965-00250</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging plasma membrane deformations with ptirfm

Ekzositoz dinamikleri yeni bakış açıları kazanmak için, bizim grup tam vezikül ve plazma zarlarının füzyonu sırasında düzenlenmiş olması gerekir lipit katman şeklinde değişiklikler üzerinde duruluyor. Bu hızlı bölgesel değişiklikler, lipidler ve membran eğriliği kontrol özel bir protein arasındaki dinamik etkileşimleri ile elde edilir. Bu tür etkileşimlerin olmaması sadece vesikül füzyon için yıkıcı sonuçlara sahip, ancak membran şeklin kontrolü ile ilgili olduğu diğer hücresel fonksiyonların bir ev sahibi olmaz. Son yıllarda, zar-şekillendirme özellikleri olan bir dizi protein kimliği tespit edilmiştir. Ne eksik kaldığı zaman, nerede ve nasıl füzyon ve içerik serbest ilerleme olarak hareket bir yol haritasıdır. Membran yeniden etkinleştirmek moleküler olayların anlayışımız tarihsel membran eğrilik duyarlı veya zamansal çözünürlük TRAC zorunda analitik yöntemlerin eksikliği ile sınırlı olmuşturhızlı değişikliklerin k. PTIRFM Bu kriterlerin ikisi de karşılar. Biz pTIRFM yoğun çekirdek vezikül (AEOV) füzyon sırasında kromafin hücre zarlarının yönde hızlı, submikron değişiklikleri görselleştirmek ve yorumlamak için nasıl uygulandığını tartışmak. Kullandığımız kromafin hücreler sığır adrenal bezlerinden izole edilmiştir. Zar, bir lipofilik karbosiyanin boya, 1,1 &#39;-dioktadesil-3, 3,3&#39;, 3&#39;-tetramethylindodicarbocyanine, 4-klorobenzensülfonat ile boyanmış ya da olduğunu gösterdi. &quot;Sabit&quot; yönlendirme ile membran düzlemde intercalates yaptım ve kaybolan alanın kutuplaşma nedenle duyarlıdır. -Lekeli yaptım hücre zarı bir 561 nm lazer (p-pol, s-pol) ortogonal polarizasyonlar sıralı heyecanlı. Bir 488 nm lazer füzyon moment vezikül bileşenleri ve zamanı göstermek için kullanılır. Ekzositoz yerel olarak depolarize edici KCI çözeltisi ile perfüze hücreler tarafından tetiklenir. Analiz nasıl yaptığını anlamak için özel yazılmış yazılımını kullanarak çevrimdışı yapılıremisyon yoğunluğu değişiklikler füzyon gözenek genişlemesi ile ilgilidir.

Konvansiyonel ve polarize TIRFM görüntüleme teknikleri aynı hava masaya uygulanmaktadır. Optik elemanların konfigürasyonu uyarma ışık polarize edilir önemli fark (Şekil 1A) ile benzerdir. Polarize ışık tercihen polarizasyon yönünde emme dipollerde florosforlar heyecanlandırıyor. PTIRFM zar topolojik değişiklikleri izleyerek etkili olduğu için bu nedenle, kullanılan prob sabit bir yönlendirme ile zardaki enterkale gerekir. Floresan karbosiyanin boyalar (DII yaptım) membran düzleminde (Şekil 1B) geçiş dipollerde yönlendirilmiş bir şekilde lipit tabakalarının içine enterkale. -Etiketli yaptım membranların P-polarize aydınlatma (Şekil 1C) seçici lamel eğik florosforlar (Şekil 1B RED ve 1D) heyecanlandırıyor. Kromafin hücrelerinin Exuberant membran etiketleme ab sonra elde ediliryaptı. Şekil 2A ile rief inkübasyon iyi boyanmış bir hücre zarının bir örneğini göstermektedir. Sağlıklı, yapışık hücre P ve S emisyonlarında belirgin farklılıklar gösterecektir. P emisyon görüntüsü hücrenin geri kalanına göre daha parlak bir sınır hücre gösterir. S emisyon görüntüsü hücre ayak izi boyunca kabaca homojen floresans gösterir. Hesaplanan piksel-piksel P / S ve P +2 S görüntüleri sırasıyla membran eğrilik ve boya konsantrasyonu, duyarlıdır. Gösterilen kromafin hücresi ayrıca salgı vezikülleri (Şekil 2B) etiket Synaptotagmin-1 pHluorin (Syt-1) ile transfekte edilmiştir. Kromafin hücre, hücre zarını depolarize ve eksositosizini tetiklemek için 56 mM KCI ile uyarılır. Parlak floresan Syt-1 pHluorin yerlerinden bir dizi aniden DCVs sigorta (Şekil 2B, sağ panel) olarak belirginleşmiştir. Beyaz bir kutu, bir füzyon olayı (Şekil 2B, sağ panel) etrafında çizilir. Bu füzyon olayı iŞekil 2C ve 2D analiz var. Şekil 2C Syt-1-pHluorin, P / S ve P +2 S görüntü şiddetleri de kare kare değişiklikleri gösterir. Protein sitesi füzyon (Şekil 2D) uzağa doğru difüzyon yaparken SYT-1 floresans yoğunluğu hızlı bir şekilde azalır. Erimiş vezikül / plazma zarı kompleksini temsil girinti nispeten yavaş bir hızda (Şekil 2B grafikleri Not) de azalır. Illüstrasyon (Şekil 2E) bu ölçümlerin her biri yorumunu gösteriyor. Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi, hızlı ve lokalize zar şekil uyarıyla tetiklenen Ca2 + akışı bir sonucudur. Bu, Şekil 3A&#39;da gösterilmiştir. A kromafin hücre genetik Ca 2 + göstergesi GCaMP5G 21,22 ile transfekte edilmiş ve 56 mM KCI ile uyarılır. Membran depolarizasyon (GCaMP5G floresanın belirgin bir artışa neden olmaktadır <stro<html> ng&gt; 3A ve Şekiller 3B) subplasmalemmal artışa Ca2 + düzeyi gösterme. Hücrenin bir 30 x 20 piksel seçilir ve GCaMP5G, P / S, ve P 2 S piksel yoğunlukları çerçeve kare değişiklikler görüntüleri (Şekil 3B) ve şemalar (Şekil 3C) &#39;de gösterilmiştir. Time &quot;0&quot; Bir değişiklik, bir P / S önce çerçevesini belirler (ekzositoz önce, yani kare) açıktır. Beyaz ok başları membran deformasyon (P / S artış) P 2 S emisyonunda azalma ile birlikte olduğunu işaret eder. Sitosolik protein GCaMP5G kaynaşık DCV ile alanından hariçtir. Ayrıca Şekil 3C&#39;de, sol panelde 0 zamanında GCaMP5G yoğunluğunda ani düşüş dikkat edin. Uzun ömürlü P / S artış ve P 2 S azalma yavaş yavaş (Şekil 3D) genişletir bir füzyon gözenek öneririz. / Files/ftp_upload/51334/51334fig1.jpg &quot;/&gt; Şekil 1. PTIRFM tekniği için illüstrasyonlar. A) polarizasyon bazlı TIRF görüntüleme ile, geleneksel bir araya getirilmesi için bir şema gösterilmiştir. Bir çeyrek-dalga (QW) plaka eliptik lazer ışınını kutuplaştırmak için 561-nm safir lazer önünde yerleştirilir. Bir polarize küp (PC1) düz dikey (V) ve yatay (h) bileşenlerine polarizasyonda ayırmak için kullanılır. Dikey ve yatay bileşenleri TIR yüzeyde, sırasıyla p-pol ve s-pol uyarma kirişler hale gelir. P-pol ve s-pol yolları bağımsız (S1 ve S2) kepenk indirdi. Onlar aynalar ve ikinci bir kutuplaştırıcı küp (PC2) ile yeniden birleştirilir. Onlar bir ayna oluşan ve çift renkli ayna (DC) nonpolarizing bir ışın direksiyon elemanı vasıtasıyla 488 nm ışın (ayrıca bağımsız S3, kepenkli) katılacak. Lensler (L) ışınlarını genişletmek ve odaklanmak için kullanılır. Combined 488-nm ve 561-nm kirişler galvano via mikroskop a yan ışıklandırma port to direksiyonlametre aynalar (GM). Onlar objektif arka odak düzlemi (BPP) için odak. Florofor ikinci fotonların) bir PC. B&#39;ye bağlı olan bir EMCCD kamera ile çekilen mı etiketleme kısaca fazlasının ayrılması için, art arda boya ve yıkama ile hücrelerin inkübe edilmesi ile gerçekleştirilir. DiD kabaca gösterildiği gibi insidansı (p-pol) düzleminde polarize gelen ışık, arabirime, normal ağırlıklı olarak polarize olan genliği azalan bir alan oluşturur, zar uçak. ° C) içindeki geçiş dipol momentleri ile membran içinde intercalates. D) p-polarize ışık ile bir etiketli yaptım zar aydınlatma seçici coverglass-eğik (RED) olan bu florosforlar heyecanlandıracak. Bu bir s-polarize yiten alanı olsaydı, coverglass paralel olan bu flüoroforlar yerine (SİYAH) heyecanlı olacaktır. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/51334/51334fig2.jpg" /> Şekil 2. </s<html> trong&gt; pTIRFM ile İzleme hücre zarı deformasyonlar. A) hesaplanır P / S ve P +2 S emisyon görüntüleri ile birlikte Ham P ve S emisyon görüntüleri gösterilir. Ölçek çubuğu, 3.2 mikron. B) Syt-1 pHluorin ifade A kromafin hücre KCl ile depolarize. Parlak floresan noktalar (sağ panel) bir dizi bireysel DCVs füzyon göstermektedir. Ölçek çubuğu, bir eritme Syt-1 pHluorin DCV 3.2 mikron. C) Kare kare görüntüleri. (Görüntülerin yukarıda) Times saniye vardır. Zaman 0 DCV füzyonu önce çerçevesini belirler. Karşılık gelen P / S ve P +2 S emisyon görüntüleri de gösterilmiştir. .. Füzyon çerçevesi E) C ve D sonuçlarından biri olası yorumlama gösterilir - Ölçek çubuğu 1 mikron D) Grafikler C. Noktalı çizgi görüntüler için zaman 0 olduğunu.<html> &quot;boş&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/51334/51334fig3.jpg" /> Şekil 3.. Deformasyonlar uyaran-uyarılmış Ca 2 + akını bir sonucudur. A) GCaMP5G ile transfekte edilmiş bir hücre kromafin 56 mM KCI ile depolarize edildi. GCaMP5G floresansta bir artış ortaya çıkan görüntüler üzerinde A. Times hücrenin 30 x 20 piksel alanının kare-çerçeve görüntüleri saniye içindedir subplasmalemmal bir artış Ca 2 + kat. B) anlamına gelir. Beyaz ok uçları P / S artış ve P +2 S azalma bölgesini göstermektedir. Sitozolik GCaMP5G protein kaynaştırma DCV tarafından bölgeden çıkarılmıştır. B. gösterilen görüntüler için Ölçek çubuğu, 1 mikron. C) Grafikler D) B ve C sonuçların Bir olası yorumlama gösterilmiştir.3highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için buraya tıklayınız. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> iXon3 EMMCD Kamera </td><td> Andor </td><td> 897 </td><td></td></tr><tr><td> IX81 Ters Mikroskop </td><td> Olimpos </td><td></td><td> Yandan monteli Filtercube Meclisi </td></tr><tr><td> 43 Serisi Ar-Ion Lazer </td><td> CVI Milles Griot Lazer Optik </td><td> 543-AP-A01 </td><td> 488 nm için ayarlanabilir </td></tr><tr><td> 561 LP Diode lazer Sapphire </td><td> Tutarlı </td><td></td><td> 561 nm </td></tr><tr><td> Galvo Ayna Sistem tarama </td><td> Thorlabs </td><td> GVS102 </td><td></td></tr><tr><td> VC 3 Kanal Odak Perfüzyon Sistemi </td><td> ALA Scientific Instruments </td><td> ALA VC3X4PP </td><td></td></tr><tr><td> QMM Kuvars MicroManifold </td><td> ALA Scientific Instruments </td><td> ALA-4 QMM </td> &lt;td&gt; </td></tr><tr><td> 10 psi Basınç Regülatörü </td><td> ALA Scientific Instruments </td><td> ALA PR10 </td><td></td></tr><tr><td> Manipülatör </td><td> Burleigh </td><td> TS 5000-150 </td><td></td></tr><tr><td> Atlı Akromatik Çeyrek Dalga Plaka </td><td> Thorlabs </td><td> AQWP05M-600 </td><td></td></tr><tr><td> 420-680 nm Polarize zayiflatıcı Cube </td><td> Thorlabs </td><td> PBS201 </td><td></td></tr><tr><td> Altı İstasyonu Nötr Yoğunluk Tekerlek </td><td> Thorlabs </td><td> FW1AND </td><td></td></tr><tr><td> Step motor Driven SmartShutter </td><td> Sutter Instruments </td><td> IQ25-1219 </td><td></td></tr><tr><td> HQ412lp Dikroyik Filtre </td><td> Renk parlaklığı </td><td> NC255583 </td><td> 488 nm ve 561 nm kirişler Katıldı </td></tr><tr><td> Kaplı-konkav mercek </td><td> Edmund Optik </td><td> PCV 100mm VIS 0 </td><td> 488 nm ışın uzaklaşmakta </td></tr> &lt;tr&gt; <td> Kaplı-konkav mercek </td><td> Edmund Optik </td><td> PCV 250mm VIS 0 </td><td> 561 nm ışın uzaklaşmakta </td></tr><tr><td> Kaplı Plano-Konveks Lens </td><td> Edmund Optik </td><td> PCX 125mm VIS 0 </td><td> Iki ışınlarını odaklanır </td></tr><tr><td> Kaplı Plano-Konveks Lens </td><td> Edmund Optik </td><td> PCX 50mm VIS 0 </td><td> Küp düzeneğini filtrelemek için çimentolu </td></tr><tr><td> z488/561rpc Dikroyik </td><td> Renk parlaklığı </td><td> z488/561rpc </td><td> Filtercube dikroik </td></tr><tr><td> z488/561_TIRF Emisyon Filtre </td><td> Renk parlaklığı </td><td> z488/561m_TIRF </td><td> Filtercube emisyonu </td></tr><tr><td> UIS2 60X Amaç </td><td> Olimpos </td><td> UPLSAPO 60xO </td><td> NA 1.37 </td></tr><tr><td> Neon Transfeksiyon System </td><td> Invıtrogen </td><td> MPK 5000 </td><td></td></tr><tr><td> MetaMorph Görüntüleme Yazılımı </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> DII Membran Boya </td><td> Invıtrogen </td><td> V-22885 </td><td> Uyum Amaçlı </td></tr><tr><td> TH Liberase </td><td> Roche </td><td> 5401135001 </td><td></td></tr><tr><td> TL Liberse </td><td> Roche </td><td> 5401020001 </td><td></td></tr><tr><td> Büyükbaş ikinci DNAse I Tipi IV </td><td> Sigma </td><td> D5025 </td><td></td></tr><tr><td> Hemositometre </td><td> Balıkçı </td><td> 0267110 </td><td></td></tr><tr><td> Membran mı boyadın </td><td> Invıtrogen </td><td> D-7757 </td><td></td></tr><tr><td> Rodamin </td><td> Invıtrogen </td><td> R634 </td><td></td></tr><tr><td> 0,22 um membran şırınga Filtre Ünitesi </td><td> Millipore </td><td> SLGS033SS </td><td></td></tr><tr><td> Floresbrit Polikromatik Kırmızı MİKROSFERLERİ </td><td> Polysciences </td><td> 19507 </td><td> 0.5 mikron </td></tr><tr><td> Daldırma Yağ </td&gt; <td> Sigma </td><td> 56822 </td><td></td></tr><tr><td> LabVIEW </td><td> National Instruments </td><td></td><td> Kontroller aynalar galvo </td></tr><tr><td> Spinner Flask </td><td> Bellco </td><td> 1965-00250 </td><td></td></tr></tbody></table> Tablo 1. pTIRF Mikroskopi ekipmanları. <table><tbody><tr><td> Içindekiler </td><td> Hazırlık-PSS </td><td> Bazal-PSS </td><td> Stim-PSS </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 145 mM </td><td> 145 mM </td><td> 95 mM </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 5.6 mM </td><td> 5.6 mM </td><td> 56 mM </td></tr><tr><td> MgCI2 </td><td> - </td><td> 0.5 mM </td><td> 0.5 mM </td></tr><tr><td> CaCl2 </td><td> - </td><td> 2.2 mM </td><td> 5 mM </td></tr><tr><td> Hepes </td><td> 15 mM </td><td> 15 mM </td><td> 15 mM </td></tr><tr><td> pH </td><td> 7.4 </td><td> 7.4 </td><td> 7.4 </td></tr><tr><td> Glikoz </td><td> 2.8 mM </td><td> 5.6 mM </td><td> 5.6 mM </td></tr><tr><td> Pen-Strep </td><td> 1x </td><td> - </td><td> - </td></tr></tbody></table> Tablo 2.. Perfüzyon ve kromafin hücre hazırlık çözümleri. <table><tbody><tr><td> Içindekiler </td><td> Electroporating Medya </td><td> Normal Kaplama Medya </td><td> 2x Antibiyotik Medya </td></tr><tr><td> 1x DMEM/F-12 </td><td> 1 ml / plaka </td><td> 2 ml / tabak </td><td> 1 ml / plaka </td></tr><tr><td> FBS </td><td> % 10. </td><td> % 10. </td><td> % 10. </td></tr><tr><td> Sitozin arabinofuranosid (CAF) </td><td> - </td><td> 10 mM stokta 1 ul / ml </td><td> - </td></tr><tr><td> Penisilin </td><td> - </td><td> 100 ünite / ml </td&gt; <td> 200 ünite / ml </td></tr><tr><td> Streptomisin </td><td> - </td><td> 100 ug / ml </td><td> 200 ug / ml </td></tr><tr><td> Gentamisin </td><td> - </td><td> 25 ug / ml </td><td> 50 ug / ml </td></tr></tbody></table> Tablo 3. Kromafin Hücre Medya. <table><tbody><tr><td> Içindekiler </td><td> TH-PSS </td><td> TL-PSS </td></tr><tr><td> TH Liberase </td><td> 2 mi </td><td> - </td></tr><tr><td> Liberase TL </td><td> - </td><td> 0.85 mi </td></tr><tr><td> Hazırlık-PSS </td><td> 98.0 ml </td><td> 84.0 mi </td></tr><tr><td> Dnaz </td><td> 8.75 mg </td><td> 7.4 mg </td></tr></tbody></table> Tablo 4. TH-PSS ve TL-PSS Çözümleri.

Watch this Scientific Journal Video about Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM at JoVE.com

Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM

Polarizasyon tabanlı Toplam İç Yansıma Floresan Mikroskobu (pTIRFM) hücre zarı dinamiklerinin gerçek zamanlı algılama sağlar. Bu makalede, düzenlenmiş Ekzositoz sırasında zar yeniden çalışma için pTIRFM uygulanmasını tarif etmektedir. Teknik doğrudan veya dolaylı membran şekil değişiklikleri içeren hücre biyolojisi diğer işlemler için genellenebilir.

PTIRFM ile görüntüleme Plazma Membran deformasyonlar

To gain novel insights into the dynamics of exocytosis, our group focuses on the changes in lipid bilayer shape that must be precisely regulated during ...

imaging-plasma-membrane-deformations-with-ptirfm

Research

JoVE Journal

Biology

13.5K Görüntüleme.  Wayne State University.  Polarizasyon tabanlı Toplam İç Yansıma Floresan Mikroskobu (pTIRFM) hücre zarı dinamiklerinin gerçek zamanlı algılama sağlar. Bu makalede, düzenlenmiş Ekzositoz sırasında zar yeniden çalışma için pTIRFM uygulanmasını tarif etmektedir. Teknik doğrudan veya dolaylı membran şekil değişiklikleri içeren hücre biyolojisi diğer işlemler için genellenebilir. 

Video: Imaging Plasma Membrane Deformations With pTIRFM

Measuring Near Plasma Membrane and Global Intracellular Calcium Dynamics in Astrocytes

The brain contains glial cells.  Astrocytes, a type of glial cell, have long been known to provide a passive supportive role to neurons. However, increasing evidence suggests that astrocytes may also actively participate in brain function through functional interactions with neurons.  However, many fundamental aspects of astrocyte biology remain controversial, unclear and/or experimentally unexplored. One important issue is the dynamics of intracellular calcium transients in astrocytes. This is relevant because calcium is well established as an important second messenger and because it has been proposed that astrocyte calcium elevations can trigger the release of transmitters from astrocytes. However, there has not been any detailed or satisfying description of near plasma membrane calcium signaling in astrocytes. Total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy is a powerful tool to analyze physiologically relevant signaling events within about 100 nm of the plasma membrane of live cells. Here, we use TIRF microscopy and describe how to monitor near plasma membrane and global intracellular calcium dynamics almost simultaneously. The further refinement and systematic application of this approach has the potential to inform about the precise details of astrocyte calcium signaling. A detailed understanding of astrocyte calcium dynamics may provide a basis to understand if, how, when and why astrocytes and neurons undergo calcium-dependent functional interactions.

We describe how to measure near membrane and global intracellular calcium dynamics in cultured astrocytes using total internal reflection and epifluorescence microscopy.

Astrositler Plazma Membran ve Küresel Hücre içi kalsiyum Dynamics civarında Ölçüm

The brain contains glial cells.  Astrocytes, a type of glial cell, have long been known to provide a passive supportive role to neurons. However, ...

Biyoloji

Measuring Plasma Membrane Protein Endocytic Rates by Reversible Biotinylation

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins is responsible for a variety of key cellular events, including nutrient delivery, cellular excitability, and chemical signaling.  Many plasma membrane proteins are dynamically regulated by endocytic trafficking, which modulates protein function by altering protein surface expression.  The mechanisms that facilitate protein endocytosis are complex and are not fully understood for many membrane proteins.  In order to fully understand the mechanisms that control the endocytic trafficking of a given protein, it is critical that the protein s endocytic rate be precisely measured.  For many receptors, direct endocytic rate measurements are frequently achieved utilizing labeled receptor ligands.  However, for many classes of membrane proteins, such as transporters, pumps and ion channels, there is no convenient ligand that can be used to measure the endocytic rate.  In the present report, we describe a reversible biotinylation method that we employ to measure the dopamine transporter (DAT) endocytic rate.  This method provides a straightforward approach to measuring internalization rates, and can be easily employed for trafficking studies of most membrane proteins.

Regulated endocytosis governs the cell surface expression levels of the majority of membrane proteins. Here we utilize reducible, membrane impermeant biotinylation reagents to measure the endocytic rate of the dopamine transporter (DAT), a polytopic membrane protein. The method facilitates a straightforward approach to measuring the endocytic rate of most plasma membrane proteins.

Tersinir biyotinilasyon Plazma Membran Protein endositik Oranları Ölçüm

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins ...

Quantitative Measurement of GLUT4 Translocation to the Plasma Membrane by Flow Cytometry

Glucose is the main source of energy for the body, requiring constant regulation of its blood concentration. Insulin release by the pancreas induces glucose uptake by insulin-sensitive tissues, most notably the brain, skeletal muscle, and adipocytes. Patients suffering from type-2 diabetes and/or obesity often develop insulin resistance and are unable to control their glucose homeostasis. New insights into the mechanisms of insulin resistance may provide new treatment strategies for type-2 diabetes.
The GLUT family of glucose transporters consists of thirteen members distributed on different tissues throughout the body1. Glucose transporter type 4 (GLUT4) is the major transporter that mediates glucose uptake by insulin sensitive tissues, such as the skeletal muscle. Upon binding of insulin to its receptor, vesicles containing GLUT4 translocate from the cytoplasm to the plasma membrane, inducing glucose uptake. Reduced GLUT4 translocation is one of the causes of insulin resistance in type-2 diabetes2,3.
The translocation of GLUT4 from the cytoplasm to the plasma membrane can be visualized by immunocytochemistry, using fluorophore-conjugated GLUT4-specific antibodies.
Here, we describe a technique to quantify total amounts of GLUT4 translocation to the plasma membrane of cells during a chosen duration, using flow cytometry. This protocol is rapid (less than 4 hours, including incubation with insulin) and allows the analysis of as few as 3,000 cells or as many as 1 million cells per condition in a single experiment. It relies on anti-GLUT4 antibodies directed to an external epitope of the transporter that bind to it as soon as it is exposed to the extracellular medium after translocation to the plasma membrane.

This protocol describes a rapid technique to quantify the translocation of GLUT4 from the cytoplasm to the plasma membrane of cells by flow cytometry.

Akış Sitometri Plazma Membran GLUT4 Translokasyon Kantitatif Ölçüm

Glucose is the main source of energy for the body, requiring constant regulation of its blood concentration. Insulin release by the pancreas induces ...

Quantification of Proteins Using Peptide Immunoaffinity Enrichment Coupled with Mass Spectrometry

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in quantitation, are associated with a high cost, long lead time, and are fraught with drawbacks (e.g. heterophilic antibodies, autoantibody interference, 'hook-effect').1 An alternative technique is affinity enrichment of peptides coupled with quantitative mass spectrometry, commonly referred to as SISCAPA (Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies).2 In this technique, affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution and detection by selected/multiple reaction monitoring mass spectrometry (SRM/MRM-MS) provides quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. SRM/MRM-MS is well established for accurate quantitation of small molecules 3, 4 and more recently has been adapted to measure the concentrations of proteins in plasma and cell lysates.5-7 To achieve quantitation of proteins, these larger molecules are digested to component peptides using an enzyme such as trypsin. One or more selected peptides whose sequence is unique to the target protein in that species (i.e. "proteotypic" peptides) are then enriched from the sample using anti-peptide antibodies and measured as quantitative stoichiometric surrogates for protein concentration in the sample. Hence, coupled to stable isotope dilution (SID) methods (i.e. a spiked-in stable isotope labeled peptide standard), SRM/MRM can be used to measure concentrations of proteotypic peptides as surrogates for quantification of proteins in complex biological matrices. The assays have several advantages compared to traditional immunoassays. The reagents are relatively less expensive to generate, the specificity for the analyte is excellent, the assays can be highly multiplexed, enrichment can be performed from neat plasma (no depletion required), and the technique is amenable to a wide array of proteins or modifications of interest.8-13 In this video we demonstrate the basic protocol as adapted to a magnetic bead platform.

Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies (SISCAPA) couples affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution mass spectrometry (MRM-MS) to provide quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. Here we describe the protocol using magnetic particles in a partially automated format.

Proteinler Peptid immunoaffiniti Zenginleştirme kullanarak Niceleme Kütle Spektrometresi ile birleştiğinde

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in ...

Mapping Molecular Diffusion in the Plasma Membrane by Multiple-Target Tracing (MTT)

Our goal is to obtain a comprehensive description of molecular processes occurring at cellular membranes in different biological functions. We aim at characterizing the complex organization and dynamics of the plasma membrane at single-molecule level, by developing analytic tools dedicated to Single-Particle Tracking (SPT) at high density: Multiple-Target Tracing (MTT)1. Single-molecule videomicroscopy, offering millisecond and nanometric resolution1-11, allows a detailed representation of membrane organization12-14 by accurately mapping descriptors such as cell receptors localization, mobility, confinement or interactions.
We revisited SPT, both experimentally and algorithmically. Experimental aspects included optimizing setup and cell labeling, with a particular emphasis on reaching the highest possible labeling density, in order to provide a dynamic snapshot of molecular dynamics as it occurs within the membrane. Algorithmic issues concerned each step used for rebuilding trajectories: peaks detection, estimation and reconnection, addressed by specific tools from image analysis15,16. Implementing deflation after detection allows rescuing peaks initially hidden by neighboring, stronger peaks. Of note, improving detection directly impacts reconnection, by reducing gaps within trajectories. Performances have been evaluated using Monte-Carlo simulations for various labeling density and noise values, which typically represent the two major limitations for parallel measurements at high spatiotemporal resolution.
The nanometric accuracy17 obtained for single molecules, using either successive on/off photoswitching or non-linear optics, can deliver exhaustive observations. This is the basis of nanoscopy methods17 such as STORM18, PALM19,20, RESOLFT21 or STED22,23, which may often require imaging fixed samples. The central task is the detection and estimation of diffraction-limited peaks emanating from single-molecules. Hence, providing adequate assumptions such as handling a constant positional accuracy instead of Brownian motion, MTT is straightforwardly suited for nanoscopic analyses. Furthermore, MTT can fundamentally be used at any scale: not only for molecules, but also for cells or animals, for instance. Hence, MTT is a powerful tracking algorithm that finds applications at molecular and cellular scales.

Mapping Molecular Diffusion in the Plasma Membrane by Multiple-Target Tracing MTT

Multiple-Target Tracing is a homemade algorithm developed for tracking individually labeled molecules within the plasma membrane of living cells. Efficiently detecting, estimating and tracing molecules over time at high-density provide a user-friendly, comprehensive tool to investigate nanoscale membrane dynamics.

Çoklu Hedef İzleme (MTT) tarafından Plazma Membran Moleküler Difüzyon Haritalama

Our goal is to obtain a comprehensive description of molecular processes occurring at cellular membranes in different biological functions. We aim at ...

Intravital Microscopy for Imaging Subcellular Structures in Live Mice Expressing Fluorescent Proteins

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, we use the salivary glands of live mice since they provide several advantages. First, they can be easily exposed to enable access to the optics, and stabilized to facilitate the reduction of the motion artifacts due to heartbeat and respiration. This significantly facilitates imaging and tracking small subcellular structures. Second, most of the cell populations of the salivary glands are accessible from the surface of the organ. This permits the use of confocal microscopy that has a higher spatial resolution than other techniques that have been used for in vivo imaging, such as two-photon microscopy. Finally, salivary glands can be easily manipulated pharmacologically and genetically, thus providing a robust system to investigate biological processes at a molecular level.
In this study we focus on a protocol designed to follow the kinetics of the exocytosis of secretory granules in acinar cells and the dynamics of the apical plasma membrane where the secretory granules fuse upon stimulation of the beta-adrenergic receptors. Specifically, we used a transgenic mouse that co-expresses cytosolic GFP and a membrane-targeted peptide fused with the fluorescent protein tandem-Tomato. However, the procedures that we used to stabilize and image the salivary glands can be extended to other mouse models and coupled to other approaches to label in vivo cellular components, enabling the visualization of various subcellular structures, such as endosomes, lysosomes, mitochondria, and the actin cytoskeleton.

Intravital microscopy is a powerful tool that enables imaging various biological processes in live animals. In this article, we present a detailed method for imaging the dynamics of subcellular structures, such as the secretory granules, in the salivary glands of live mice.

Floresan Proteinler ifade Canlı Farelerde Görüntüleme hücrealtı Yapıların Intravital Mikroskopi

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, ...

The Cell-based L-Glutathione Protection Assays to Study Endocytosis and Recycling of Plasma Membrane Proteins

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. The cell based L-glutathione protection assays can be used to study endocytosis and recycling of protein receptors, channels, transporters, and adhesion molecules localized at the cell surface. The endocytic assay requires labeling of cell surface proteins with a cell membrane impermeable biotin containing a disulfide bond and the N-hydroxysuccinimide (NHS) ester at 4 &#186;C -&#160;a temperature at which membrane trafficking does not occur. Endocytosis of biotinylated plasma membrane proteins is induced by incubation at 37 &#186;C. Next, the temperature is decreased again to 4 &#186;C to stop endocytic trafficking and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins that have remained at the plasma membrane is reduced with L-glutathione. At this point, only proteins that were endocytosed remain protected from L-glutathione and thus remain biotinylated. After cell lysis, biotinylated proteins are isolated with streptavidin agarose, eluted from agarose, and the biotinylated protein of interest is detected by western blotting. During the recycling assay, after biotinylation cells are incubated at 37 &#176;C to load endocytic vesicles with biotinylated proteins and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins remaining at the plasma membrane is reduced with L-glutathione at 4 &#186;C as in the endocytic assay. Next, cells are incubated again at 37 &#176;C to allow biotinylated proteins from endocytic vesicles to recycle to the plasma membrane. Cells are then incubated at 4 &#186;C, and the disulfide bond in biotin attached to proteins that recycled to the plasma membranes is reduced with L-glutathione. The biotinylated proteins protected from L-glutathione are those that did not recycle to the plasma membrane.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. Methods described in this article are designed to study endocytosis and recycling of plasma membrane proteins.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

Memeli hücrelerinde devlet tükenmesi süper kararlılık düşsel yer

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins

This method provides a fast approach for the determination of plasma membrane partitioning of any fluorescently-tagged peripherally-associated protein using the profiles of fluorescence intensity across the plasma membrane. Measured fluorescence profiles are fitted by a model for membrane and cytoplasm fluorescence distribution along a line applied perpendicularly to the cell periphery. This model is constructed from the fluorescence intensity values in reference cells expressing a fluorescently-tagged marker for cytoplasm and with FM 4-64-labeled plasma membrane. The method can be applied to various cell types and organisms; however, only plasma membranes of non-neighboring cells can be evaluated. This fast microscopy-based method is suitable for experiments, where subtle and dynamic changes of plasma membrane-associated markers are expected and need to be quantified, e.g., in the analysis of mutant versions of proteins, inhibitor treatments, and signal transduction observations. The method is implemented in a multi-platform R package that is coupled with an ImageJ macro that serves as a user-friendly interface.

Here, we present a protocol to perform a quantitative analysis of the level of plasma-membrane association for fluorescently-tagged peripherally-associated protein. The method is based on the computational decomposition of membrane and cytoplasmic component of signal observed in cells labeled with plasma membrane fluorescent marker.

Plazma zarı periferik ilişkili proteinler için bölümleme belirlenmesi

This method provides a fast approach for the determination of plasma membrane partitioning of any fluorescently-tagged peripherally-associated protein ...

Characterization of MLKL-mediated Plasma Membrane Rupture in Necroptosis

Necroptosis is a programmed cell death pathway triggered by activation of receptor interacting protein kinase 3 (RIPK3), which phosphorylates and activates the mixed lineage kinase-like domain pseudokinase, MLKL, to rupture or permeabilize the plasma membrane. Necroptosis is an inflammatory pathway associated with multiple pathologies including autoimmunity, infectious and cardiovascular diseases, stroke, neurodegeneration, and cancer. Here, we describe protocols that can be used to characterize MLKL as the executioner of plasma membrane rupture in necroptosis. We visualize the process of necroptosis in cells using live-cell imaging with conventional and confocal fluorescence&#160;microscopy, and in fixed cells using electron microscopy, which together revealed the redistribution of MLKL from the cytosol to the plasma membrane prior to induction of large holes in the plasma membrane. We present in vitro nuclear magnetic resonance (NMR) analysis using lipids to identify putative modulators of MLKL-mediated necroptosis. Based on this method, we identified quantitative lipid-binding preferences and phosphatidyl-inositol phosphates (PIPs) as critical binders of MLKL that are required for plasma membrane targeting and permeabilization in necroptosis.

We report methods for characterization of MLKL-mediated plasma membrane rupture in necroptosis including conventional and confocal live-cell microscopy imaging, scanning electron microscopy, and NMR-based lipid binding.