אנחנו רוצים להכיר בני הזוג. רוברט Gereau, הנרי לאל, ולארה הגרוטאה לסיועם מועיל בהקמת מערכת זו. אנחנו רוצים גם להודות מקורות מימון עבור עבודה זו (BJK - האגודה הבינלאומית לחקר כאב בתחילת קריירה מענק מחקר על ידי הסריקה | קרן Design by אינגר &amp; Jens Bruun ואוניברסיטת Duquesne Hunkele המפחיד מחלות הקרן).

הפרוטוקול הבא כבר אושר על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת Duquesne ועולה בקנה אחד עם הנחיות מהמכון הלאומי לבריאות. 1. השתלה כירורגית של חוט אלקטרודות ושתן בשלפוחית ​​השתן צנתר באמצעות טכניקות ועיקור (זמן כולל דקות 5-10) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צריכים להיות מוכנים הפריטים הבאים לפני הניתוח מתחיל: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פעיל לנטר ולהתאים את טמפרטורת גוף ל37.5 ± 0.5 מעלות צלזיוס באמצעות מערכת ניטור טמפרטורה עם כרית חימום הפועל על סוללות ובדיקת טמפרטורת גוף של בעלי חיים (חומרי רשימה) חבר מערכת אוטומטית למנורת חום בהספק נמוך לבקרה נוספת של טמפרטורת גוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הציוד הדרוש להרדמת isoflurane כולל אוויר דחוס מערכת פליטה (100% O לדוגמא 2), מאדה isoflurane, isoflurane, חדר האינדוקציה isoflurane (למציאה ראשונית), חרטום, ו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב הדואר מכשירים ראויים כירורגית, קטטר IV, ואלקטרודות (חומרי רשימה) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום למדינת הרדמה בחדר אינדוקציה בisoflurane 2-3%. הסר את העכבר מחדר כאשר רפלקס ליישר הולך לאיבוד (0-1 דק &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את עכבר בחרטום עם isoflurane 2-2.5%. קמצוץ הבוהן כדי לבדוק עבור הרדמה מלאה. לא צריך להיות שום תגובה מבעלי החיים. התחל טיימר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 1 טיפה של משחת עיניים בכל עין של עכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל עכבר מעל כל כך בצד הגבי פונה כלפי מטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר דרך שופכה ולתוך שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טובלים קטטר בסיכה כירורגית כדי לשמן קטטר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צמד בעדינות את פתח שופכה עם מלקחיים מחודדים בניצב לגופו של בעל החיים. מחזיק קטטר עם סט 2 nd של מלקחיים, בעדינות להכניס סוף קטטר לתוך שופכה בזווית המאונכת לגופו של בעל החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר צנתר הושקע שופכה ~ 1-2 מ&quot;מ, בעדינות להתאים קטטר כך שהוא עכשיו במקביל לגוףמכוון לכיוון הראש. תנועה זו היא הכרחית כדי למנוע את עצם הערווה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחף בעדינות קטטר לכיוון גופו של העכבר. קטטר צריך להחליק אל תוך חלל הגוף בצורה חלקה וללא התנגדות. אל תכריח את הקטטר. אם הצנתר לא נכנס בצורה חלקה, לחזור למצב קטטר בניצב ולהתחיל שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם קטטר מוכנס באופן מלא בשלפוחית ​​השתן, בעדינות לדחוף למטה על הבטן של העכבר כדי לגרש את תכולת שלפוחית ​​השתן. הסר את כל השתן מצנתר על ידי דחיפת חתיכה קטנה של נייר מגבת לפתיחת קטטר. כאשר מגבת נייר ספוגה בשתן, להחליף. הסר את השתן ברציפות לאורך הפרוטוקול שנותר ביניהם במהלך ניסויי התנפחות שלפוחית ​​השתן (ראה פרוטוקול 3 להלן). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את שני חוטי כסף לשרירי בטן על ימין ועל חוט כסף אחד לחזה (כקרקע.) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ישתמש באלכוהול או יוד לחיטוי לרוחב שטח מהימין לקטטר (בצד השמאל של החיה של גוף.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את השרירים בטן שמאלי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העור ליד שרירים בטן נשארים עם מלקחיים. לעשות חתך 1-2 סנטימטר קטן עם מספריים כירורגיות בינוניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קצה של מספריים לתוך חתך וחתך בעדינות להרחיב עד 2 סנטימטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים להעביר fascia שמעליה לחשוף את השרירים בטן אלכסוניים מעולים. היזהר שלא לחתוך / לקרוע כל של כלי דם הגדולים הנמצאים באזור זה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כופפו את שלושה חוטי כסף במחצית. השתמש במחט 21 G חד לקחת ביס קטן של השריר. ואז, לדחוף את המחט דרך שריר. בעת הכנסה בשריר להיזהר לא לנקב כל איברים פנימיים או לגרום נזק מיותר לשריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היצמד קצה חופשי של חוט כסף אחד לפתיחת 21 מחט G. משוך בעדינות מחט בחזרה דרך השריר לצייר חוט הכסף באמצעות עקיצת השריר. כאשר המחט היא ללא שרירים, משוך בעדינות חוט כסף דרך שרירים עד ללולאה בחוט היא מיושר עםביס שריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 1.7.3-1.7.4 לחוט שריר שני. חוט זה צריך להיות ממוקם ~ 0.5 סנטימטר מחוט השריר הראשון. חשוב ששני חוטים לא לגעת לאחר כניסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את החוט השלישי הכסף (קרקע) בחזהו הנחותה ללב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במחט 21 G חד לקחת ביס קטן של עור (אין צורך לעשות חתך או לגלח את העור) ולדחוף את המחט דרך העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס חוט כסף כפי שתואר לעיל ולמשוך דרך עור. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים כמות קטנה של שמן מינרלי 37.5 סטרילי ° C מעל השרירים החשופים כדי לשמור עליהם לחים ולמשוך את העור מעל שרירים כנחשפו עד כמה שניתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מיליליטר תמיסת מלח תת עורי כדי לעזור לשמור על רמות נוזלים במהלך השלבים הבאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות מגלגל את בעלי חיים על צד כך שאפשר לקיים בקלות בטמפרטורת גוף. </li></ol> 2. נוהל שלב למטה הרדמה החלקית (טוטהזמן l ~ 75 דקות) פרוטוקול ההרדמה הבאה כבר אושר על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת Duquesne ועולה בקנה אחד עם הנחיות מהמכון הלאומי לבריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר החלק הראשון (למעלה) הוא מוחלט, isoflurane הנמוך ל1.5%. החזק ברמה זו במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> isoflurane נמוך יותר כך שבעלי החיים הוא מורדמים באופן חלקי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> isoflurane נמוך יותר על ידי 0.125% כל 15 דקות עד תערוכות בעלי חיים תגובת כיפוף לקמצוץ הבוהן אבל לא להשמיע או אחר לזוז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדרך כלל, ברמה של isoflurane .8-1.0% היא אופטימלית, עם זאת רמות יכולות להשתנות בשל הבדלים בהגדרות הרדמה. ניקוד ו / או ניידות הם אירועים נדירים ביותר, כאשר הרדמה היא ברמה הנאותה. </li></ol></li></ol> . 3 electromyogram הקלטה (EMG) בשלפוחית ​​שתן נפוח עם לחצים מדורגים (15-75 מ&quot;מ כספית) (זמן כולל - משתנים בהתאם לניסוי) <ol&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת הפריטים הבאים עבור הקלטת EMG והתנפחות שלפוחית ​​השתן: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנת מגבר, digitizer, ותוכנת צריבה. בהגדרה זו, יש digitizer קלט אחד למגבר ושתי כניסות לוסת לחץ (בלחץ ותשומות סמן גירוי, ראה להלן סעיף 3.1.2). התקנת חומרה ותוכנה מדויקת להתאמה אישית (ראה חומרי רשימה להוראות ספציפיות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנת מערכת כדי לספק פרצים מסוימים של לחץ אוויר לבעלי חיים. מערכת זו מכונות &quot;וסת לחץ מתוזמן&quot; בפרוטוקול הבא. היא מאפשרת משלוח לחץ אוטומטי כוללים דיגיטציה של לחץ אוויר, שליטה על אורך משפט, אוטומציה מרווח בין משפט, שליטה של מספר משפט, וגירוי אותות דיגיטליים תחילת (ראה Anderson et al. 14 לסכמטי של וסת לחץ מתוזמן). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחבר את כל החוטים להוביל מעכבר (2 חוטי בטן + חוט קרקע 1) למגבר וdigitizer ולהתחיל אות EMG הקלטה בתוכנת digitizer. שים לב באיזו שעה &quot;כתיבה&quot; נבחר בתוכנת digitizer. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מגבת נייר מצנתר בשלפוחית ​​השתן. חבר קטטר לצינור אוויר (מוסת לחץ מתוזמן.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק משפט 20 שניות בודדות בלחץ התנפחות mmHg 60. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את זרימת הרגולטור 60 מ&quot;מ כספית (בדיקת לחץ באמצעות מד לחץ דם אנלוגי.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את וסת לחץ מתוזמן כדי לספק מרווח prepressure 20 שניות (זה יהיה אות גירוי 2V נרשמה בתוכנת digitizer) ואחריו דופק התנפחות לחץ 20 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתחיל את הניסוי (מרווח prepressure + משפט התנפחות לחץ). כאשר ניסוי הלחץ הממשי מתחיל, בדוק את הלחץ באמצעות 3 sphygmomanometers מחובר למערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך משפט התנפחות לחץ, איתות חזקה EMG (&gt; 0.5 V) יש לשים לב במהלך ואולי אחרי התנפחות שניות 20. בעלי החיים עשויים להפגין abdomiתנועת nal אבל החיה לא צריכה להשמיע או אחרת לזוז. אמנם נדיר, אם תנועות או קולות חריגים הם נצפו, להעלות את רמת isoflurane. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם התנפחות mmHg 1 st 60 מייצרת אות מתאימה EMG, חזור על שלב 3.4 עוד פעמיים עם מרווח של 1-2 intertrial דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם קבלת אותות חזקים משלושת 60 mmHg הניסויים, לבצע distentions הניסיוני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחקרים רבים משתמשים התמתחויות מדורגות מתחילים בלחץ נמוך (10-15 מ&quot;מ כספית) ועובדים עד לחצים רעילים (75-80 מ&quot;מ כספית) במרווחים של 10-15 מ&quot;מ כספית. ראה תוצאות נציג מתחת לעקבות דוגמא בלחצים שונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים אופייניים כוללים מרווח 20 prepressure שניות, משפט התנפחות לחץ 20 שניות, ומרווח intertrial 1-2 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע שלוש distentions בכל לחץ ולאחר מכן בממוצע על פני שלושה הניסויים (להשיג תגובת visceromotor בודדת עבור כל לחץ). בשיטה חלופית, עמ &#39;erform חמש התמתחויות בכל לחץ, לבטל את הניסויים גבוהים ונמוכים, ולאחר מכן בממוצע שלוש התגובות שנותרו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התמתחויות ברגע שניסוי הושלמו, לעצור את ההקלטה, שמור את קובץ הניסוי, ולהקריב בעלי חיים תוך שימוש בשיטות שאושרו. </li></ol> 4. ניתוח של עקבות הגלם EMG <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח של תגובות visceromotor (כלומר הקלטות EMG) בקלות לעשות זאת באמצעות תוכנת digitizer ב-Board או באמצעות תכנית של צד שלישי (חומרי רשימה) ההוראות הבאות הן הוראות כלליות שיכול לשמש לניתוח נתונים זה באמצעות מספר רב של תוכניות או באמצעות ניתוח ידני . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לייצא EMG, לחץ, ונתונים אות גירוי מתוכנה digitizer בצעו את הפעולות הבאות: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את קובץ ניסיוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &quot;קובץ&quot;, &quot;יצוא כ&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשנות את סוג הקובץ ל&quot; טקסט גיליון אלקטרוני (. Txt), &quot;שם הקובץ ולחץ על&quot; שמור &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בפוחלון p-up, לשנות את קצב דגימת פלט &quot;1000,&quot; לשנות את שעת ההתחלה לאיסוף נתונים הרגע החל ולשנות את שעת הסיום ל&quot; MaxTime (). &quot;בחר בתיבת סימון&quot; פלט שינוי בזמן כל כך השורה הראשונה היא 0.0 שניות &quot;, ולחץ על&quot; אישור &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתוני החברה לייצא כקובץ טקסט שניתן לפתוח במגוון רחב של תוכניות. הקובץ צריך להכיל ארבעה עמודים (טיימר, VMR (EMG), לחץ, Stimulus). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכל חיה ניסיונית נבדקה, לבצע הפעולות מתמטיות הבאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן אות EMG לנתונים כל שנקבעו על ידי חישוב הערך המוחלט של כל נקודת זמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את תגובת EMG הממוצעת בסעיף הרקע של הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסר תגובה זו ממוצעת רקע EMG מכל נקודת נתונים לתקן בניסוי כדי להשיג את סט הנתונים המתוקן רקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את השטח מתחת לעקומה (AUC) עבור כל מראש 20 שניותמרווח לחץ בערכת נתונים המתוקן הרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את AUC עבור כל ניסוי התנפחות לחץ 20 שניות בערכת נתונים מתוקנות הרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים כל AUC נפיחות בלחץ המשפט (שהושג בשלב 4.3.5) על ידי מרווח prepressure הנמוך ביותר AUC מהניסוי כולו (שהושג בשלב 4.3.4.). זהו AUC תיקן המנורמל ורקע לכל ניסוי התנפחות לחץ מלא. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכל חיה ניסיונית, ניסויים מנורמלים מספר ממוצע מלחץ יחיד להשיג VMR המנורמל בוולט * שניות (Vsec). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את הסטטיסטיקה המתאימה על הנתונים בהתאם לעיצוב ניסיוני. </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States.">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li><li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+in+twin+sisters.">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2012).</li><li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders.">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li><li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction.">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

בבני אדם, תסמונת כאב דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן interstitial (IC / BPS) מהווה בעיה קלינית משמעותית, כי חולי כאב מתישים כי היא לעתים קרובות אינו מגיב לטיפול בכאב רגיל 15. אחד האתגרים המרכזיים בהבנה ובסופו של דבר טיפול בכאב כרוני בשלפוחית ​​השתן הוא להבין את התהליכים עצביים הרגילים שמעורבים בתגובה להתנפחות שלפוחית ​​השתן רעיל. על מנת להתגבר על האתגר הזה, מודל חיה של כאבים בשלפוחית ​​השתן הוא הכרחי. מודל זה צריך להיות לשחזור, יציב, בקלות ובנמדד. למרבה המזל, נס ועמיתים 10 פיתחו מערכת שיכול לשמש כדי לחקור את התגובות הפיזיולוגיות להתנפחות שלפוחית ​​השתן רעיל. הגדרת מערכת היא פשוטה וניתן לעשות זאת באמצעות בעיקר חומרה ותוכנה ה-off-המדף. החתיכה המותאמת אישית הגדולה של הציוד המעורב במערכת UBD VMR היא וסת לחץ מתוזמן. מכונה זו מספקת אנלוגיתלדיגיטלית המרה של לחץ אוויר ושולח סמני הופעת גירוי לחומרת digitizer. השימוש בוסת לחץ בעיתוי מאוד מפשטת ניתוח נתונים באופן אוטומטי על ידי סינכרון גירוי לחץ עם EMG שנרשם (כלומר. VMR) זה חשוב כי VMR לא בהכרח להתחיל דווקא כאשר שלפוחית ​​השתן הוא ראשון נפוחה וVMR לעתים קרובות נשמר במשך תקופה קצרה (&lt;5 שניות) לאחר סיום ההתנפחות. עם זאת, עם סנכרון זהיר, אפשר בקלות לבצע את הליך UBD VMR עם רגולטור / כיבוי כדי לשלוט התנפחות / כיבוי וטיימר שהוא מסונכרן עם אות EMG שנרשמה. יתרון עיקרי של מערכת UBD VMR לחקירה את תפקיד מערכת העצבים בכאב בשלפוחית ​​השתן הוא שתגובות ללחצי התנפחות שלפוחית ​​מדורגות נופלות לאורך עקומה סטנדרטית עם לחצים גובר וישכנע VMRs גדול יותר. זה מאפשר לחוקר לקבוע בקלות אם אדם ניסיוניipulation גורם לעלייה או ירידה בVMR בלחצים התנפחות שלפוחית ​​השתן שני תמימים ורעילים. בנוסף, האות מחיה אחת היא יציבה מאוד לאורך זמן, כך שניתן לעשות סיבובים רבים של התנפחות מדורגת (איור 3 ב). זה מאפשר לחוקרים לקבל בסיס UBD VMR ולאחר מכן לתפעל את בעלי החיים (למשל לספק סמים) עבור בתוך-הנושא 13 התואמים. החוקרים השתמשו במערכת UBD-VMR (בעכברים וחולדות) להקליט או לתפעל הנוירונים השדרה קרן הגבית כבל 16 ונוירונים אחרים במערכת העצבים המרכזית (לדוגמא מקורי הגחון לשד 17 או האמיגדלה 13,16.) מחקרים אלה ואחרים ימשיכו להוסיף לשל התפקיד של מרכיבים שונים של מערכת העצבים בעיבוד של קלט חושי ושלפוחית ​​שתן ההבנה המדעית הבסיסית שלנו בסופו של הכאב הסובייקטיבית הרגיש מקלט nociceptive זה. בעוד מערכת UBD VMR כוללת יתרונות רבים ניסיונייםמחדש כמה מגבלות למודל. ראשית, בזמן התנפחות שלפוחית ​​קרביים מעוררת תחושות הסובייקטיבית של &quot;כאב&quot; בבני אדם אי אפשר לדעת אם הקלטות EMG בטן בעכברים הם באמת נציג של כאב. עם זאת, תגובות UBD VMR מעוכבות על ידי משככי כאבים נפוצים המצביעים על כך VMR הוא תגובה כמו כאב. שנית, במערכת UBD-VMR הנוכחית, החיות מורדמים במהלך הקלטה. למרות שהשוואה של חיה לעומת הרדים UBD VMR יש תוקף את השימוש בהרדמת 10, יש השפעות לא ידועות אפשריות של isoflurane על תגובות כמו כאב. שלישית, הפרוטוקול המתואר הוא לא ניתוח הישרדות כך מספר קלטות של עכברים בודדים לאורך הזמן אינן אפשריות. יחד עם זאת, שימוש במודל UBD-VMR, כמו גם מערכות כאב קרביים אחרות יאפשר להבנה של כאב בטן מלאה יותר ויוביל לאפיקים טיפוליים חדשים עבור חולים הסובלים מIC / BPS ותנאי כאב קרביים אחרים.

כאב כרוני מוגדר באופן רשמי ככאב שנמשך כשלושה חודשים, או למשך זמן ארוך יותר מאשר זמן ריפוי רקמה הנורמלי 1. סוג זה של כאב הוא אחת הסיבות העיקריות שאנשים מונעים על לפנות לטיפול רפואי 2 ויכול לעלות עד $ 635,000,000,000 דולרים בשנה 3. אסטרטגיות כאב כרוני התמודדות נוכחית נחשבות ארכאיות; לאחר עשרות שנים של התקדמות רפואית, NSAIDs (תרופות נוגדות דלקת לא סטרואידיות) ואופיואידים עדיין הטיפולים הראשוניים נקבעו על ידי רופאים. עם זאת טיפולים אלה למקד את כל הסוגים השונים של כאב באותו אופן, ומספקים השפעות משכך כאבים בכל הגוף, בניגוד למתמקד במיוחד על סיבת שאירוע כאב מדויק. על מנת לסייע טוב יותר לאלה הסובלים מכאב כרוני, תשומת לב מחקר צריכה להיות מוזז כלפי אטיולוגיה וטיפולי כאב ספציפי אפשריים הקשורים גורמים השכיחים ביותר לכאב כרוני. המטרה של manuscri זהpt הוא לתאר מודל המשמש כדי להבין מצב המכונה דלקת שלפוחית ​​השתן ביניים / כואב שלפוחית ​​השתן תסמונת (IC / BPS) טוב יותר. IC / BPS הוא מצב מתישה המשפיע על מיליוני אנשים, בעיקר נשים מעל גיל 40 4. הסיבות של IC / BPS המדויקות אינן ידועות, אולם השכיחות נקשרה לגנטיקה 5, דיאטות מסוימות, ורמות לחץ גבוה 6 . תסמינים של IC / BPS כוללים אך לא מוגבלים ל: דחיפות מוגברת במתן שתן, בתדירות מוגברת של הטלת שתן, כואבת, נוקב, או צריבת כאב במהלך מילוי שלפוחית ​​ורקה, ונוקטוריה 7. יש חולים חווים תנאים אלה רמות לחץ גבוהות יותר, והם חרדים יותר 8. זה הגביר תוצאות מתח בכאב מוגבר, אשר מרחיב את רמות הלחץ המקוריות. מחקרים הראו כי רמות דיכאון והחרדה להקטין טיפולים הבאים שלהקל על כאב במתן שתן, ובכך למעשה לשבור את מעגל משוב החיובי הזה <sup&gt; 9. אחד האתגרים בגילוי טיפולים חדשים עבור IC / BPS היה מיעוט הבנת מדע בסיסית של כאבים בשלפוחית ​​השתן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודלים של בעלי חיים רבים פותחו על מנת לחקות את הכאב וסימפטומים הקשורים IC / BPS. באופן מסורתי, דלקת שלפוחית ​​השתן שוחזר בבעלי חיים עם ההקדמה של כימיקלים שונים, כגון שמן חרדל, אצטון, lipopolysaccharide, חומצת מלח, וציקלופוספמיד לתוך שלפוחית ​​השתן. עם זאת לא סוכנים זרים נמצאים בשתן סטרילי של חולי IC / BPS, ובכך לערער על תקפותם של מודלים אלה. עוד מודל עכברי של כאב אורולוגית הוא נפיחות בשתן בשלפוחית ​​השתן (UBD) 10. במודל זה, אוויר דחוס בלחץ מסוים מועבר לשלפוחית ​​השתן של בעל חיים ער או בהרדמה קלה על פני תקופת זמן מוגדרת. לאורך כל ההליך, חוטים בActiv מעולה שרירי בטן האלכסוני השיא החשמליity מהשריר (עם electromyogram (EMG)). פעילות זו מכונית תגובת visceromotor (VMR), והוא מדד אמין, לשחזור של nociception 10. התנפחות דומה חלולה איבר (למשל שלפוחית ​​השתן, פי הטבעת) במתנדבים אנושיים בריאים מייצרת תחושות של אי נוחות ועליות משמעותיות בכאב דיווח 11,12, תכונות המשמשות לעתים קרובות כדי לאבחן IC / BPS. וכך, בשילוב עם שיטות חשמליות, תרופתיים, וoptogenetic של גירוי או עיכוב, UBD הוא מודל שימושי ותקף להבנת שני מרכיבי מערכת עצבים ההיקפיים ומרכזיים של nociception שלפוחית ​​השתן וכאב. כאן, אנו מתארים את ההליך לUBD כמשמש כיום במעבדה שלנו בחברים נשיים של זן העכבר הנפוץ, C57BL/6J. בשל קשיים בתהליך הצנתור של זכרים, הליך זה מבוצע בעיקר בעכברים ממין נקבה. פרוטוקול זה הותאם שמפותח על ידי נס &lt;em&gt; et al. 10 ושפורסם בעבר מהמעבדה שלנו 13. הפרוטוקול הבא מתאר ארבעה מרכיבים עיקריים של מודל זה בחיות הרדים: (1) קטטר בשלפוחית ​​השתן וניתוח האלקטרודה הקלטה (2) אינדוקציה הרדמה חלקית (3) התנפחות שלפוחית ​​השתן והקלטת VMR, ו (4) ניתוח נתונים של עקבות VMR / EMG גלם . הבדלים דקים בהליך UBD-VMR בשל בחירה של האורגניזם, עומק הרדמה ואינדוקציה, וטמפרטורת גוף הם דנו בהמשך.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת דלקת שלפוחית ​​השתן / כאבים בשלפוחית ​​השתן interstitial (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בדחיפות מוגברת ותדירות מתן שתן, כמו גם נוקטוריה וכאבי אגן בכלל, ובפרט על מילוי או בשלפוחית ​​השתן הרקה. למרות שנים של מחקר, את סיבת IC / BPS נותרת חמקמקה ואסטרטגיות טיפול אינן מסוגלות לספק הקלה מוחלטת לחולים. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודלים של בעלי חיים רבים פותחו על מנת לחקות את הכאב וסימפטומים הקשורים IC / BPS. מודל עכברי אחד כזה הוא התנפחות שלפוחית ​​שתן (UBD). במודל זה, אוויר דחוס בלחץ מסוים מועבר לשלפוחית ​​השתן של חיה מורדמת בקלילות על פני תקופת זמן מוגדרת. לאורך כל ההליך, חוטים בשרירי הבטן אלכסוניים מעולים להקליט פעילות חשמלית של השריר. פעילות זו מכונית תגובת visceromotor (VMR) ואניsa מדד אמין לשחזור של nociception. כאן, אנו מתארים את הצעדים הדרושים כדי לבצע את הטכניקה הזו בעכברים כוללים מניפולציות כירורגית, הקלטה פיזיולוגית, וניתוח נתונים. עם השימוש במודל זה, ניתן נפרם התיאום בין הנוירונים העיקריים חושיים, afferents המשנית בעמוד השדרה, ובאזורים במערכת העצבים המרכזיות גבוהים יותר כרוכים בכאב בשלפוחית ​​השתן. ידע מדעי בסיסי אז זה יכול להיות מתורגם קליני לטיפול בחולים הסובלים מIC / BPS.

איור של התקנת UBD-VMR הכולל שניתן לראות באיור 1 א. צעדי לחץ גובר לגרום לעלייה בVMR הגלם (כלומר EMG) (איור 1). VMR הגלם, לחץ, ואות סמן גירוי שיש לשים לב במהלך ההקלטה באמצעות תוכנת digitizer ניתן לראות באיור 2. הערוץ העליון ראה ב איור 2 הוא עקבות EMG (בV). אות הרקע של עקבות EMG צריכה להיות יציבה ומשרעת נמוכים (&lt;0.2 V). אם הרקע הוא גבוה או מכיל קוצים גדולים ספורדי (&gt; 0.5 V) החוטים והגדרות מגבר אולי צריכים להיות מותאמים. בנסיבות מסוימות עטיפת חוטים (מעכבר למגבר ו / או מגבר לdigitizer) בנייר כסף יכול להפחית קצת רעש. הערוץ האמצעי באיור 2 מראה את האות ללחץ כלכמת ידי וסת לחץ מתוזמן במ&quot;מ כספי. שים לב שתחילת האות היא עקומה. זו מתרחשת משום התנפחות מלאהשלפוחית ​​השתן הוא לא מיידית. ברגע שאותות הלחץ מגיעים לערך המרבי עבור משפט ש( למשל 75 מ&quot;מ כספית באיור 2), הלחץ צריך להישאר באותו ערך מקסימאלי. בהזדמנות, אוויר יכול לדלוף החוצה של השופכה סביב הקטטר. זה קורה בתדירות הגבוהה ביותר בלחצים גבוהים (למשל.&gt; 60 מ&quot;מ כספית), ניתן להבחין בשינוי במשרעת של אותות לחץ, ויכול להיות מופחת על ידי הוספת כמות קטנה של חומר סיכה כירורגית סביב הפתח השופכה. הערוץ הסופי (החלק התחתון של איור 2) מראה את ערוץ סמן הגירוי. ערוץ סמן הגירוי מראה שני אותות נפרדים. בתחילת מרווח prepressure יש סמן אות 2 V רגעי. אות זה יכול לשמש כדי להפוך את תהליך ניתוח הנתונים עבור ניסוי נתון. באופן ספציפי, ניתן לתכנת את מערכת לניתוח נתונים כדי לסרוק באמצעות קובץ נתונים מחפש סמני גירוי המתנשאים מעל 1.5 V. זה מאפשר למערכת לניתוח נתונים לquickly למצוא אחד את המשפט שלם. המרכיב השני של ערוץ הגירוי הוא אות V 1 המתרחשת במהלך משפט התנפחות לחץ כולו. שוב, את נוכחותו של אות שנייה זה יכול לשמש לניתוח נתונים קל. נציגי נתונים מבעלי חיים ניסיוניים אחת שניתן לראות באיור 3 ולוח 1 החיה הייתה שלוש פעמים נפוחות בכל אחד מהלחץ הבא:. (. איור 3A; טבלת 1) 15, 30, 45, 60, ו75 mmHg שלוש distentions הם ממוצעים ומיוצגים כנקודת נתונים יחידה בגרף. שים לב כי עליות אות מנורמלות בהדרגה עם עלייה בלחצי התנפחות שלפוחית ​​השתן. בעקבות סט נפיחות ראשוני זה, החיה הזו קיבלה שתי קבוצות נוספות של התנפחות שלפוחית ​​מדורגת. כפי שניתן לראות באיור 3 ב, הסטים השניה והשלישי של distentions מיוצרים VMRs הדומה (בכל לחץ.) שלושת סטים אלה של distentions התרחשו מעל 2.5 פרי hrOD מפגין יציבות של הגדרת ההקלטה והשחזור של הגירוי ותגובת UBD VMR בחיה אחת. חשוב לציין, היציבות לטווח הארוך של הכנה זו מתרחשת רק כאשר ההרדמה isoflurane היא צעד למטה במשך שעה 1 בהדרגה. הליך הרדמה קצר יותר יכול להוביל לאובדן הדרגתי באות UBD VMR עם כל קבוצה של distentions (תצפיות לא פורסמו, סאדלר וקולבר.) גורם קריטי נוסף ביציבותה של מערכת UBD VMR הוא התחזוקה של טמפרטורת גוף יציבה. כפי שניתן לראות בתרשים 4, UBD VMR (בתגובה ל60 התנפחות מ&quot;מ כספית) נמוך באופן משמעותי ב33.5 טמפרטורת גוף ° C בהשוואה ל37.5 ° C. <img alt="איור 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51413/51413fig1highres.jpg" width="500" /> איור 1. תגובות Visceromotor (VMR) מUBD. () Schematiג של התקנת UBD. אוויר דחוס מועבר לשלפוחית ​​שתן באמצעות קטטר בשופכה. במהלך התמתחויות, אלקטרודות ברשומת שרירי בטן EMG. לאורך ההליך כולו, טמפרטורה נשמרת באמצעות כרית חימום הפועל על סוללות ומנורת תקרה. (ב) דוגמא EMG עקבות במהלך UBD. עם עלייה בלחץ, פלט חשמלי משרירי בטן מגביר congruently. <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51413/51413fig2highres.jpg" width="500" /> איור 2. מסך ירה מראה נתונים במהלך משפט UBD. שלושה ערוצים מוצגים. הערוץ העליון מראה את עקבות EMG גלם (בV.) הערוץ האמצעי מראה את הלחץ (במ&quot;מ הכספי) שהוא מועבר לשלפוחית ​​השתן. העקבות התחתונה מראה את ערוץ סמן גירוי המציין את תחילתו של מרווח prepressure ומשפט התנפחות לחץ כולו. תמונה היא למשפט שלם 40 שניות (2<html> מרווח prepressure 0 שניות בתוספת 20 משפט התנפחות לחץ שניות.) <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51413/51413fig3highres.jpg" width="500" /> איור 3. נתונים נציג מראים VMR מדורג. () עליות VMR מנורמלות בהדרגה עם לחץ הולך וגובר (15-75 מ&quot;מ כספית) מועברות לשלפוחית ​​השתן של העכבר. (ב) קבוצות עוקבות של distentions שלפוחית ​​השתן (15-75 מ&quot;מ כספית = סט 1) מראות VMRs הדומה בהשוואה לסט הראשון של distentions. <img alt="איור 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51413/51413fig4highres.jpg" width="300" /> . איור 4 טמפרטורת גוף יורדת UBD VMR ירידה בטמפרטורת גוף מ37.5 ° C ל33.5 מעלות צלזיוס גורמת לירידה משמעותית בVMR UBD. (N = 6;. לזווג מבחן t * P &lt;0.05) s = &quot;jove_content&quot; עבור: לשמור-together.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="טבלת 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51413/51413table2.jpg" width="600" /> טבלת 1. נציגי נתונים עבור סט מלא של distentions. טבלה מציגה נתונים כולל AUC התנפחות לחץ, prepressure AUC מרווח, AUC התנפחות לחץ תיקן רקע, וAUC התנפחות לחץ המנורמל. לכל לחץ, החיה קיבלה שלושה ניסויים התנפחות. ממוצע AUC התנפחות לחץ המנורמל בכל לחץ הוא להתוות איור 3 א.

Watch this Scientific Journal Video about Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice at JoVE.com

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת כאב ביניים דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בחלקו על ידי כאבים באגן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודל פיסיולוגי של כאב שלפוחית ​​שתן נמצא בשימוש בעכברים וחולדות.

תגובות שתן בשלפוחית ​​השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית ​​שתן כאב בעכברים

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Views.  Duquesne University.  כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת כאב ביניים דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בחלקו על ידי כאבים באגן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודל פיסיולוגי של כאב שלפוחית ​​שתן נמצא בשימוש בעכברי...

Video: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

שלפוחית ​​השתן עכבר וול Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

דגם orthotopic של סרטן שלפוחית ​​השתן Murine

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית ​​השתן

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

שלפוחית ​​השתן Orthotopic גידול דגם ואת הערכת טיפול סרנה השלפוחית

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

סרטן שלפוחית ​​השתן לדגם orthotopic ג&#39;ין משלוח לימודים

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

אינדוקציה של קרצינומה של תאי מעבר שלפוחית ​​השתן פולשנית בMUC1 עכברים הטרנסגניים חיסוניים אנושיים שלמים: מודל לפיתוח חיסוני

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית ​​השתן xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

דגם השת עצב איזוק של כאב נוירופתי בעכברים

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

שריר חלק בשלפוחית ​​השתן רצועת התכווצות כשיטה להערכת נמוכה יותר בדרכי שתן פרמקולוגיה

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

הערכת היעילות של<em&gt; H. פילורי</em&gt; חלבון HP-NAP ככלי טיפולי לטיפול בסרטן שלפוחית ​​השתן בדגם Murine Orthotopic

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...

תגובות שתן בשלפוחית ​​השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית ​​שתן כאב בעכברים

תגובות שתן בשלפוחית השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית שתן כאב בעכברים