אנחנו רוצים להכיר בני הזוג. רוברט Gereau, הנרי לאל, ולארה הגרוטאה לסיועם מועיל בהקמת מערכת זו. אנחנו רוצים גם להודות מקורות מימון עבור עבודה זו (BJK - האגודה הבינלאומית לחקר כאב בתחילת קריירה מענק מחקר על ידי הסריקה | קרן Design by אינגר &amp; Jens Bruun ואוניברסיטת Duquesne Hunkele המפחיד מחלות הקרן).

הפרוטוקול הבא כבר אושר על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת Duquesne ועולה בקנה אחד עם הנחיות מהמכון הלאומי לבריאות. 1. השתלה כירורגית של חוט אלקטרודות ושתן בשלפוחית ​​השתן צנתר באמצעות טכניקות ועיקור (זמן כולל דקות 5-10) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צריכים להיות מוכנים הפריטים הבאים לפני הניתוח מתחיל: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פעיל לנטר ולהתאים את טמפרטורת גוף ל37.5 ± 0.5 מעלות צלזיוס באמצעות מערכת ניטור טמפרטורה עם כרית חימום הפועל על סוללות ובדיקת טמפרטורת גוף של בעלי חיים (חומרי רשימה) חבר מערכת אוטומטית למנורת חום בהספק נמוך לבקרה נוספת של טמפרטורת גוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הציוד הדרוש להרדמת isoflurane כולל אוויר דחוס מערכת פליטה (100% O לדוגמא 2), מאדה isoflurane, isoflurane, חדר האינדוקציה isoflurane (למציאה ראשונית), חרטום, ו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב הדואר מכשירים ראויים כירורגית, קטטר IV, ואלקטרודות (חומרי רשימה) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום למדינת הרדמה בחדר אינדוקציה בisoflurane 2-3%. הסר את העכבר מחדר כאשר רפלקס ליישר הולך לאיבוד (0-1 דק &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את עכבר בחרטום עם isoflurane 2-2.5%. קמצוץ הבוהן כדי לבדוק עבור הרדמה מלאה. לא צריך להיות שום תגובה מבעלי החיים. התחל טיימר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 1 טיפה של משחת עיניים בכל עין של עכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל עכבר מעל כל כך בצד הגבי פונה כלפי מטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר דרך שופכה ולתוך שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טובלים קטטר בסיכה כירורגית כדי לשמן קטטר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צמד בעדינות את פתח שופכה עם מלקחיים מחודדים בניצב לגופו של בעל החיים. מחזיק קטטר עם סט 2 nd של מלקחיים, בעדינות להכניס סוף קטטר לתוך שופכה בזווית המאונכת לגופו של בעל החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר צנתר הושקע שופכה ~ 1-2 מ&quot;מ, בעדינות להתאים קטטר כך שהוא עכשיו במקביל לגוףמכוון לכיוון הראש. תנועה זו היא הכרחית כדי למנוע את עצם הערווה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחף בעדינות קטטר לכיוון גופו של העכבר. קטטר צריך להחליק אל תוך חלל הגוף בצורה חלקה וללא התנגדות. אל תכריח את הקטטר. אם הצנתר לא נכנס בצורה חלקה, לחזור למצב קטטר בניצב ולהתחיל שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם קטטר מוכנס באופן מלא בשלפוחית ​​השתן, בעדינות לדחוף למטה על הבטן של העכבר כדי לגרש את תכולת שלפוחית ​​השתן. הסר את כל השתן מצנתר על ידי דחיפת חתיכה קטנה של נייר מגבת לפתיחת קטטר. כאשר מגבת נייר ספוגה בשתן, להחליף. הסר את השתן ברציפות לאורך הפרוטוקול שנותר ביניהם במהלך ניסויי התנפחות שלפוחית ​​השתן (ראה פרוטוקול 3 להלן). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את שני חוטי כסף לשרירי בטן על ימין ועל חוט כסף אחד לחזה (כקרקע.) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ישתמש באלכוהול או יוד לחיטוי לרוחב שטח מהימין לקטטר (בצד השמאל של החיה של גוף.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את השרירים בטן שמאלי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העור ליד שרירים בטן נשארים עם מלקחיים. לעשות חתך 1-2 סנטימטר קטן עם מספריים כירורגיות בינוניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קצה של מספריים לתוך חתך וחתך בעדינות להרחיב עד 2 סנטימטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים להעביר fascia שמעליה לחשוף את השרירים בטן אלכסוניים מעולים. היזהר שלא לחתוך / לקרוע כל של כלי דם הגדולים הנמצאים באזור זה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כופפו את שלושה חוטי כסף במחצית. השתמש במחט 21 G חד לקחת ביס קטן של השריר. ואז, לדחוף את המחט דרך שריר. בעת הכנסה בשריר להיזהר לא לנקב כל איברים פנימיים או לגרום נזק מיותר לשריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היצמד קצה חופשי של חוט כסף אחד לפתיחת 21 מחט G. משוך בעדינות מחט בחזרה דרך השריר לצייר חוט הכסף באמצעות עקיצת השריר. כאשר המחט היא ללא שרירים, משוך בעדינות חוט כסף דרך שרירים עד ללולאה בחוט היא מיושר עםביס שריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 1.7.3-1.7.4 לחוט שריר שני. חוט זה צריך להיות ממוקם ~ 0.5 סנטימטר מחוט השריר הראשון. חשוב ששני חוטים לא לגעת לאחר כניסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את החוט השלישי הכסף (קרקע) בחזהו הנחותה ללב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במחט 21 G חד לקחת ביס קטן של עור (אין צורך לעשות חתך או לגלח את העור) ולדחוף את המחט דרך העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס חוט כסף כפי שתואר לעיל ולמשוך דרך עור. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים כמות קטנה של שמן מינרלי 37.5 סטרילי ° C מעל השרירים החשופים כדי לשמור עליהם לחים ולמשוך את העור מעל שרירים כנחשפו עד כמה שניתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מיליליטר תמיסת מלח תת עורי כדי לעזור לשמור על רמות נוזלים במהלך השלבים הבאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות מגלגל את בעלי חיים על צד כך שאפשר לקיים בקלות בטמפרטורת גוף. </li></ol> 2. נוהל שלב למטה הרדמה החלקית (טוטהזמן l ~ 75 דקות) פרוטוקול ההרדמה הבאה כבר אושר על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת Duquesne ועולה בקנה אחד עם הנחיות מהמכון הלאומי לבריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר החלק הראשון (למעלה) הוא מוחלט, isoflurane הנמוך ל1.5%. החזק ברמה זו במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> isoflurane נמוך יותר כך שבעלי החיים הוא מורדמים באופן חלקי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> isoflurane נמוך יותר על ידי 0.125% כל 15 דקות עד תערוכות בעלי חיים תגובת כיפוף לקמצוץ הבוהן אבל לא להשמיע או אחר לזוז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדרך כלל, ברמה של isoflurane .8-1.0% היא אופטימלית, עם זאת רמות יכולות להשתנות בשל הבדלים בהגדרות הרדמה. ניקוד ו / או ניידות הם אירועים נדירים ביותר, כאשר הרדמה היא ברמה הנאותה. </li></ol></li></ol> . 3 electromyogram הקלטה (EMG) בשלפוחית ​​שתן נפוח עם לחצים מדורגים (15-75 מ&quot;מ כספית) (זמן כולל - משתנים בהתאם לניסוי) <ol&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת הפריטים הבאים עבור הקלטת EMG והתנפחות שלפוחית ​​השתן: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנת מגבר, digitizer, ותוכנת צריבה. בהגדרה זו, יש digitizer קלט אחד למגבר ושתי כניסות לוסת לחץ (בלחץ ותשומות סמן גירוי, ראה להלן סעיף 3.1.2). התקנת חומרה ותוכנה מדויקת להתאמה אישית (ראה חומרי רשימה להוראות ספציפיות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנת מערכת כדי לספק פרצים מסוימים של לחץ אוויר לבעלי חיים. מערכת זו מכונות &quot;וסת לחץ מתוזמן&quot; בפרוטוקול הבא. היא מאפשרת משלוח לחץ אוטומטי כוללים דיגיטציה של לחץ אוויר, שליטה על אורך משפט, אוטומציה מרווח בין משפט, שליטה של מספר משפט, וגירוי אותות דיגיטליים תחילת (ראה Anderson et al. 14 לסכמטי של וסת לחץ מתוזמן). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחבר את כל החוטים להוביל מעכבר (2 חוטי בטן + חוט קרקע 1) למגבר וdigitizer ולהתחיל אות EMG הקלטה בתוכנת digitizer. שים לב באיזו שעה &quot;כתיבה&quot; נבחר בתוכנת digitizer. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מגבת נייר מצנתר בשלפוחית ​​השתן. חבר קטטר לצינור אוויר (מוסת לחץ מתוזמן.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק משפט 20 שניות בודדות בלחץ התנפחות mmHg 60. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את זרימת הרגולטור 60 מ&quot;מ כספית (בדיקת לחץ באמצעות מד לחץ דם אנלוגי.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את וסת לחץ מתוזמן כדי לספק מרווח prepressure 20 שניות (זה יהיה אות גירוי 2V נרשמה בתוכנת digitizer) ואחריו דופק התנפחות לחץ 20 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתחיל את הניסוי (מרווח prepressure + משפט התנפחות לחץ). כאשר ניסוי הלחץ הממשי מתחיל, בדוק את הלחץ באמצעות 3 sphygmomanometers מחובר למערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך משפט התנפחות לחץ, איתות חזקה EMG (&gt; 0.5 V) יש לשים לב במהלך ואולי אחרי התנפחות שניות 20. בעלי החיים עשויים להפגין abdomiתנועת nal אבל החיה לא צריכה להשמיע או אחרת לזוז. אמנם נדיר, אם תנועות או קולות חריגים הם נצפו, להעלות את רמת isoflurane. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם התנפחות mmHg 1 st 60 מייצרת אות מתאימה EMG, חזור על שלב 3.4 עוד פעמיים עם מרווח של 1-2 intertrial דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם קבלת אותות חזקים משלושת 60 mmHg הניסויים, לבצע distentions הניסיוני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחקרים רבים משתמשים התמתחויות מדורגות מתחילים בלחץ נמוך (10-15 מ&quot;מ כספית) ועובדים עד לחצים רעילים (75-80 מ&quot;מ כספית) במרווחים של 10-15 מ&quot;מ כספית. ראה תוצאות נציג מתחת לעקבות דוגמא בלחצים שונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים אופייניים כוללים מרווח 20 prepressure שניות, משפט התנפחות לחץ 20 שניות, ומרווח intertrial 1-2 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע שלוש distentions בכל לחץ ולאחר מכן בממוצע על פני שלושה הניסויים (להשיג תגובת visceromotor בודדת עבור כל לחץ). בשיטה חלופית, עמ &#39;erform חמש התמתחויות בכל לחץ, לבטל את הניסויים גבוהים ונמוכים, ולאחר מכן בממוצע שלוש התגובות שנותרו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התמתחויות ברגע שניסוי הושלמו, לעצור את ההקלטה, שמור את קובץ הניסוי, ולהקריב בעלי חיים תוך שימוש בשיטות שאושרו. </li></ol> 4. ניתוח של עקבות הגלם EMG <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח של תגובות visceromotor (כלומר הקלטות EMG) בקלות לעשות זאת באמצעות תוכנת digitizer ב-Board או באמצעות תכנית של צד שלישי (חומרי רשימה) ההוראות הבאות הן הוראות כלליות שיכול לשמש לניתוח נתונים זה באמצעות מספר רב של תוכניות או באמצעות ניתוח ידני . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לייצא EMG, לחץ, ונתונים אות גירוי מתוכנה digitizer בצעו את הפעולות הבאות: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את קובץ ניסיוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על &quot;קובץ&quot;, &quot;יצוא כ&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשנות את סוג הקובץ ל&quot; טקסט גיליון אלקטרוני (. Txt), &quot;שם הקובץ ולחץ על&quot; שמור &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בפוחלון p-up, לשנות את קצב דגימת פלט &quot;1000,&quot; לשנות את שעת ההתחלה לאיסוף נתונים הרגע החל ולשנות את שעת הסיום ל&quot; MaxTime (). &quot;בחר בתיבת סימון&quot; פלט שינוי בזמן כל כך השורה הראשונה היא 0.0 שניות &quot;, ולחץ על&quot; אישור &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתוני החברה לייצא כקובץ טקסט שניתן לפתוח במגוון רחב של תוכניות. הקובץ צריך להכיל ארבעה עמודים (טיימר, VMR (EMG), לחץ, Stimulus). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכל חיה ניסיונית נבדקה, לבצע הפעולות מתמטיות הבאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן אות EMG לנתונים כל שנקבעו על ידי חישוב הערך המוחלט של כל נקודת זמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את תגובת EMG הממוצעת בסעיף הרקע של הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסר תגובה זו ממוצעת רקע EMG מכל נקודת נתונים לתקן בניסוי כדי להשיג את סט הנתונים המתוקן רקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את השטח מתחת לעקומה (AUC) עבור כל מראש 20 שניותמרווח לחץ בערכת נתונים המתוקן הרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את AUC עבור כל ניסוי התנפחות לחץ 20 שניות בערכת נתונים מתוקנות הרקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים כל AUC נפיחות בלחץ המשפט (שהושג בשלב 4.3.5) על ידי מרווח prepressure הנמוך ביותר AUC מהניסוי כולו (שהושג בשלב 4.3.4.). זהו AUC תיקן המנורמל ורקע לכל ניסוי התנפחות לחץ מלא. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכל חיה ניסיונית, ניסויים מנורמלים מספר ממוצע מלחץ יחיד להשיג VMR המנורמל בוולט * שניות (Vsec). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את הסטטיסטיקה המתאימה על הנתונים בהתאם לעיצוב ניסיוני. </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States.">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li><li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+in+twin+sisters.">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2012).</li><li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders.">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li><li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction.">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

בבני אדם, תסמונת כאב דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן interstitial (IC / BPS) מהווה בעיה קלינית משמעותית, כי חולי כאב מתישים כי היא לעתים קרובות אינו מגיב לטיפול בכאב רגיל 15. אחד האתגרים המרכזיים בהבנה ובסופו של דבר טיפול בכאב כרוני בשלפוחית ​​השתן הוא להבין את התה?...

כאב כרוני מוגדר באופן רשמי ככאב שנמשך כשלושה חודשים, או למשך זמן ארוך יותר מאשר זמן ריפוי רקמה הנורמלי 1. סוג זה של כאב הוא אחת הסיבות העיקריות שאנשים מונעים על לפנות לטיפול רפואי 2 ויכול לעלות עד $ 635,000,000,000 דולרים בשנה 3. אסטרטגיות כאב כרוני התמודדות נוכחית נחשבות ארכאיות; לאחר עשרות שנים של התקדמות רפואית, NSAIDs (תרופות נוגדות דלקת לא סטרואידיות) ואופיואידים עדיין הטיפולים הראשוניים נקבעו על ידי רופאים. עם זאת טיפולים אלה למקד את כל הסוגים השונים של כאב באותו אופן, ומספקים השפעות משכך כאבים בכל הגוף, בניגוד למתמקד במיוחד על סיבת שאירוע כאב מדויק. על מנת לסייע טוב יותר לאלה הסובלים מכאב כרוני, תשומת לב מחקר צריכה להיות מוזז כלפי אטיולוגיה וטיפולי כאב ספציפי אפשריים הקשורים גורמים השכיחים ביותר לכאב כרוני. המטרה של manuscri זהpt הוא לתאר מודל המשמש כדי להבין מצב המכונה דלקת שלפוחית ​​השתן ביניים / כואב שלפוחית ​​השתן תסמונת (IC / BPS) טוב יותר. IC / BPS הוא מצב מתישה המשפיע על מיליוני אנשים, בעיקר נשים מעל גיל 40 4. הסיבות של IC / BPS המדויקות אינן ידועות, אולם השכיחות נקשרה לגנטיקה 5, דיאטות מסוימות, ורמות לחץ גבוה 6 . תסמינים של IC / BPS כוללים אך לא מוגבלים ל: דחיפות מוגברת במתן שתן, בתדירות מוגברת של הטלת שתן, כואבת, נוקב, או צריבת כאב במהלך מילוי שלפוחית ​​ורקה, ונוקטוריה 7. יש חולים חווים תנאים אלה רמות לחץ גבוהות יותר, והם חרדים יותר 8. זה הגביר תוצאות מתח בכאב מוגבר, אשר מרחיב את רמות הלחץ המקוריות. מחקרים הראו כי רמות דיכאון והחרדה להקטין טיפולים הבאים שלהקל על כאב במתן שתן, ובכך למעשה לשבור את מעגל משוב החיובי הזה <sup&gt; 9. אחד האתגרים בגילוי טיפולים חדשים עבור IC / BPS היה מיעוט הבנת מדע בסיסית של כאבים בשלפוחית ​​השתן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודלים של בעלי חיים רבים פותחו על מנת לחקות את הכאב וסימפטומים הקשורים IC / BPS. באופן מסורתי, דלקת שלפוחית ​​השתן שוחזר בבעלי חיים עם ההקדמה של כימיקלים שונים, כגון שמן חרדל, אצטון, lipopolysaccharide, חומצת מלח, וציקלופוספמיד לתוך שלפוחית ​​השתן. עם זאת לא סוכנים זרים נמצאים בשתן סטרילי של חולי IC / BPS, ובכך לערער על תקפותם של מודלים אלה. עוד מודל עכברי של כאב אורולוגית הוא נפיחות בשתן בשלפוחית ​​השתן (UBD) 10. במודל זה, אוויר דחוס בלחץ מסוים מועבר לשלפוחית ​​השתן של בעל חיים ער או בהרדמה קלה על פני תקופת זמן מוגדרת. לאורך כל ההליך, חוטים בActiv מעולה שרירי בטן האלכסוני השיא החשמליity מהשריר (עם electromyogram (EMG)). פעילות זו מכונית תגובת visceromotor (VMR), והוא מדד אמין, לשחזור של nociception 10. התנפחות דומה חלולה איבר (למשל שלפוחית ​​השתן, פי הטבעת) במתנדבים אנושיים בריאים מייצרת תחושות של אי נוחות ועליות משמעותיות בכאב דיווח 11,12, תכונות המשמשות לעתים קרובות כדי לאבחן IC / BPS. וכך, בשילוב עם שיטות חשמליות, תרופתיים, וoptogenetic של גירוי או עיכוב, UBD הוא מודל שימושי ותקף להבנת שני מרכיבי מערכת עצבים ההיקפיים ומרכזיים של nociception שלפוחית ​​השתן וכאב. כאן, אנו מתארים את ההליך לUBD כמשמש כיום במעבדה שלנו בחברים נשיים של זן העכבר הנפוץ, C57BL/6J. בשל קשיים בתהליך הצנתור של זכרים, הליך זה מבוצע בעיקר בעכברים ממין נקבה. פרוטוקול זה הותאם שמפותח על ידי נס &lt;em&gt; et al. 10 ושפורסם בעבר מהמעבדה שלנו 13. הפרוטוקול הבא מתאר ארבעה מרכיבים עיקריים של מודל זה בחיות הרדים: (1) קטטר בשלפוחית ​​השתן וניתוח האלקטרודה הקלטה (2) אינדוקציה הרדמה חלקית (3) התנפחות שלפוחית ​​השתן והקלטת VMR, ו (4) ניתוח נתונים של עקבות VMR / EMG גלם . הבדלים דקים בהליך UBD-VMR בשל בחירה של האורגניזם, עומק הרדמה ואינדוקציה, וטמפרטורת גוף הם דנו בהמשך.

<table><tbody><tr><td>Infrared heating blanket and monitoring system</td><td>Kent Scientific</td><td>Right-Temp System&amp;nbsp;</td><td>This system is set up to monitor two separate temperatures.&amp;nbsp; This should include the animal and the heating blanket.&amp;nbsp; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&amp;nbsp; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&amp;nbsp; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer</td><td>Draeger</td><td>Vapor 19.1</td><td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has multiple notches between 0-2% isoflurane.</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>100% Oxygen air tank</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td>For ventilation of animal</td></tr><tr><td>Air breathing grade</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td>For bladder distention</td></tr><tr><td>24 G 0.56 in IV catheter</td><td>BD Biosciences&amp;nbsp;</td><td>381411</td><td>For bladder catheterization</td></tr><tr><td>Surgilube (sterile)</td><td>Savage Laboratories</td><td>0281-0205-02</td><td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td></tr><tr><td>Mineral oil (sterile)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Saline (sterile)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008 in) D, L, No Insulation&amp;nbsp;</td><td>Warner Instruments</td><td>W4 64-1318&amp;nbsp;</td><td>Any silver wire with these specifications will work.&amp;nbsp; Wire does not need to be &quot;chlorinated.&quot;</td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Small surgical scissors</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Sharp forceps</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>21 G Needle</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td><td>Grass Instruments</td><td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td><td>This is the &quot;amplifier&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td></tr><tr><td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>1401 Plus</td><td>This is the &quot;digitizer&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td></tr><tr><td>CED Spike2 software</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike 2</td><td>This is the the &quot;digitizer software&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Should be from same manufacturer as digitizer.&amp;nbsp; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td></tr><tr><td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&amp;nbsp; Air tank to 1/4 in tubing to Gilmont flowmeter to y connector.&amp;nbsp; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&amp;nbsp; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&amp;nbsp; to a 3rd y connector.&amp;nbsp; Branch 1 of y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td></tr><tr><td>Gilmont Flowmeter&amp;nbsp;</td><td>Gilmont</td><td>GF8321-1401</td><td>Multiple brands of flowmeters will work.&amp;nbsp; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&amp;nbsp; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 ml/min (typical mouse rate is 500-1,000 ml/min).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-way Gang valve</td><td>Elite</td><td></td><td>This is a specific piece of equipment.&amp;nbsp; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&amp;nbsp; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&amp;nbsp; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1/4 in Tubing</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>3/32 inch Tubing</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>&quot;Y&quot; connectors (1/4 and 3/32 in)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>CVS</td><td></td><td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Timed Pressure Regulator</td><td>custom</td><td></td><td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&amp;nbsp; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&amp;nbsp;&amp;nbsp; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see Protocol 4).&amp;nbsp; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>IGOR Pro</td><td>Wavemetrics</td><td>n/a</td><td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td></tr></tbody></table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת דלקת שלפוחית ​​השתן / כאבים בשלפוחית ​​השתן interstitial (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בדחיפות מוגברת ותדירות מתן שתן, כמו גם נוקטוריה וכאבי אגן בכלל, ובפרט על מילוי או בשלפוחית ​​השתן הרקה. למרות שנים של מחקר, את סיבת IC / BPS נותרת חמקמקה ואסטרטגיות טיפול אינן מסוגלות לספק הקלה מוחלטת לחולים. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודלים של בעלי חיים רבים פותחו על מנת לחקות את הכאב וסימפטומים הקשורים IC / BPS. מודל עכברי אחד כזה הוא התנפחות שלפוחית ​​שתן (UBD). במודל זה, אוויר דחוס בלחץ מסוים מועבר לשלפוחית ​​השתן של חיה מורדמת בקלילות על פני תקופת זמן מוגדרת. לאורך כל ההליך, חוטים בשרירי הבטן אלכסוניים מעולים להקליט פעילות חשמלית של השריר. פעילות זו מכונית תגובת visceromotor (VMR) ואניsa מדד אמין לשחזור של nociception. כאן, אנו מתארים את הצעדים הדרושים כדי לבצע את הטכניקה הזו בעכברים כוללים מניפולציות כירורגית, הקלטה פיזיולוגית, וניתוח נתונים. עם השימוש במודל זה, ניתן נפרם התיאום בין הנוירונים העיקריים חושיים, afferents המשנית בעמוד השדרה, ובאזורים במערכת העצבים המרכזיות גבוהים יותר כרוכים בכאב בשלפוחית ​​השתן. ידע מדעי בסיסי אז זה יכול להיות מתורגם קליני לטיפול בחולים הסובלים מIC / BPS.

איור של התקנת UBD-VMR הכולל שניתן לראות באיור 1 א. צעדי לחץ גובר לגרום לעלייה בVMR הגלם (כלומר EMG) (איור 1). VMR הגלם, לחץ, ואות סמן גירוי שיש לשים לב במהלך ההקלטה באמצעות תוכנת digitizer ניתן לראות באיור 2. הערוץ העליון ראה ב איור 2 הוא עקבות EMG...

Watch this Scientific Journal Video about Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice at JoVE.com

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת כאב ביניים דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בחלקו על ידי כאבים באגן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודל פיסיולוגי של כאב שלפוחית ​​שתן נמצא בשימוש בעכברים וחולדות.

תגובות שתן בשלפוחית ​​השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית ​​שתן כאב בעכברים

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.7K Views.  Duquesne University.  כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת כאב ביניים דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בחלקו על ידי כאבים באגן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודל פיסיולוגי של כאב שלפוחית ​​שתן נמצא בשימוש בעכברי...

Video: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית ​​השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

Bioengineering

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית ​​השתן

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Measurement of Tactile Allodynia in a Murine Model of Bacterial Prostatitis

Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are pathogens that play an important role in urinary tract infections and bacterial prostatitis1. We have recently shown that UPEC have an important role in the initiation of chronic pelvic pain2, a feature of Chronic prostatitis/Chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS)3,4. Infection of the prostate by clinically relevant UPEC can initiate and establish chronic pain through mechanisms that may involve tissue damage and the initiation of mechanisms of autoimmunity5.
A challenge to understanding the pathogenesis of UPEC in the prostate is the relative inaccessibility of the prostate gland to manipulation. We utilized a previously described intraurethral infection method6 to deliver a clinical strain of UPEC into male mice thereby establishing an ascending infection of the prostate. Here, we describe our protocols for standardizing the bacterial inoculum7 as well as the procedure for catheterizing anesthetized male mice for instillation of bacteria.
CP/CPPS is primarily characterized by the presence of tactile allodynia4. Behavior testing was based on the concept of cutaneous hyperalgesia resulting from referred visceral pain8-10. An irritable focus in visceral tissues reduces cutaneous pain thresholds allowing for an exaggerated response to normally non-painful stimuli (allodynia). Application of normal force to the skin result in abnormal responses that tend to increase with the intensity of the underlying visceral pain. We describe methodology in NOD/ShiLtJ mice that utilize von Frey fibers to quantify tactile allodynia over time in response to a single infection with UPEC bacteria.

Infection of the prostate may be a contributing factor in mediating pelvic pain in chronic prostatitis. We describe the procedure for preparation of standardized bacterial inoculum, instillation of bacteria into the urethra of male mice and methodology for measuring tactile allodynia in mice over time.

מדידה של Allodynia משושים בדגם Murine של ערמונית קטריאלי

Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are pathogens that play an important role in urinary tract infections and bacterial prostatitis1. We have recently ...

Immunology and Infection

Real-Time Void Spot Assay

Normal voiding behavior is the result of the coordinated function of the bladder, the urethra, and the urethral sphincters under the proper control of the nervous system. To study voluntary voiding behavior in mouse models, researchers have developed the void spot assay (VSA), a method that measures the number and area of urine spots deposited on a filter paper lining the floor of an animal&#8217;s cage. Although technically simple and inexpensive, this assay has limitations when used as an end-point assay, including a lack of temporal resolution of voiding events and difficulties quantifying overlapping urine spots. To overcome these limitations, we developed a video-monitored VSA, which we call real-time VSA (RT-VSA), and which allows us to determine voiding frequency, assess voided volume and voiding patterns, and make measurements over 6 h time windows during both the dark and light phases of the day. The method described in this report can be applied to a wide variety of mouse-based studies that explore the physiological and neurobehavioral aspects of voluntary micturition in health and disease states.

This article describes a new method to study mouse voiding behavior by incorporating video monitoring in the conventional void spot assay. This approach provides temporal, spatial, and volumetric information on the voiding events and details of mouse behavior during the light and dark phases of the day.

בדיקת ספוט ריק בזמן אמת

Normal voiding behavior is the result of the coordinated function of the bladder, the urethra, and the urethral sphincters under the proper control of the ...

Behavior

Urokinase-type Plasminogen Activator-induced Mouse Back Pain Model

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid induction of a persisting back pain model in mice are provided here using an injection of urokinase-type plasminogen activator (urokinase), a serine protease present in humans and other animals. The methodology for induction of persisting lower back pain in mice involves a simple injection of urokinase along the ligamentous insertion region of the lumbar spine. The urokinase inflammatory agent activates plasminogen to plasmin. Typically, the model can be induced within 10 min and hypersensitivity persists for at least 8 weeks.
Hypersensitivity, gait disturbance, and other standard anxiety- and depression-like measures can be tested in the persisting model.&#160;Back pain is the most prevalent type of pain. To improve awareness of back pain, the International Association for the Study of Pain (IASP) named 2021 the &#34;Global Year about Back Pain&#34; and 2022 the &#34;Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.&#34; One limitation of the therapeutic advancement of pain therapeutics is the lack of suitable models for testing persistent and chronic pain. The&#160;features of this model&#160;are suitable for testing potential therapeutics aimed at the reduction of back pain and its ancillary characteristics, contributing to IASP&#39;s naming 2022 as the Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.

Methods for simple, rapid induction of a back pain model in mice are provided here using an intraligament injection of urinary plasminogen activator.

מודל כאב גב עכבר הנגרם על ידי מפעיל אורוקינאז

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid ...

Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the age of 50, yet it is the least understood and studied chronic pelvic pain disorder. A significant subset of patients with chronic pelvic pain report having experienced early life stress or abuse, which can markedly affect the functioning and regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal (HPA) axis. Mast cell activation, which has been shown to be increased in both urine and expressed prostatic secretions of CP/CPPS patients, is partially regulated by downstream activation of the HPA axis. Neonatal maternal separation (NMS) has been used for over two decades to study the outcomes of early life stress in rodent models, including changes in the HPA axis and visceral sensitivity. Here we provide a detailed protocol for using NMS as a preclinical model of CP/CPPS in male C57BL/6 mice. We describe the methodology for performing NMS, assessing perigenital mechanical allodynia, and histological evidence of mast cell activation. We also provide evidence that early psychological stress can have long-lasting effects on the male urogenital system in mice.

We are measuring perigenital mechanical sensitivity and mast cell activation in the prostate of male C57BL/6 mice that underwent an early life stress paradigm &#8211; neonatal maternal separation, in order to induce a preclinical model of chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome.

הערכה של הפעלת תא Perigenital רגישות וערמונית תורן במודל עכבר של הפרדה אימהית עובריים

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the ...

Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into the urinary bladder to either induce animal models of bladder pathologies or evaluate the effectiveness of intravesical treatments. Most rodent models of lower urinary tract (LUT) pathologies are induced in female mice due to ease of intravesical instillation of the substances via the female urethra. However, due to anatomical differences between the female and male LUT, transurethral instillation in a male mouse has been deemed a very challenging procedure, and it has not been previously described. In this manuscript, we provide a detailed description of how to prepare polyethylene (PE) tubing for subsequent insertion into the urethra of a male mouse. In addition, we discuss the ideal types of PE tubing to be used depending on the desired site of inoculation. Furthermore, we describe point by point how to prepare an animal for a successful transurethral instillation to avoid injury to the urethra and ensure the delivery of the solution to the desired location. The procedure is started by retracting the prepuce and the glans to expose the opening of the urethral meatus. Next, the glans are grasped by blunt non-crushing forceps to stabilize the penis and the PE tubing. The PE tubing is first inserted into the urethral meatus parallel to the animal body, then its angle is adjusted by tilting the catheter to maneuver it to follow the natural curvature of the urethra. This technique can be used to induced murine models of bladder pathologies and/or evaluate the effectiveness of intravesical treatments in male mice.

Transurethral instillation is a challenging procedure and has not been well described in the literature. The aim of this manuscript is to describe a technique for transurethral insertion of a catheter for intravesical delivery of liquids with active substances into the urinary bladder and/or prostate in adult male mice.

הליך ההתקנה-transurethral עכבר זכר בוגר

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among laboratories. The goal of this study was to describe the microsurgical procedure used to implant an intravesical tube and the experimental technique for recording urinary bladder pressure in an awake, freely moving mouse. In addition, experimental data is presented to show how surgery, as well as tubing type and size, affect lower urinary tract function and recording sensitivity. The effect of tube diameter on pressure recording was assessed in both polyethylene and polyurethane tubing with different internal diameters. Subsequently, the best performing tube from both materials was surgically implanted into the dome of the urinary bladder of male C57BL/6 mice. Twelve-hour, overnight micturition frequency was recorded in healthy, intact animals and animals 2, 3, 5, and 7 days post-surgery. At harvest, bladders were assessed for signs of swelling using gross observation and were subsequently processed for pathological analysis. The greatest extent of bladder swelling was observed on day 2 and 3, which correlated with behavioral voiding data showing significantly impaired bladder function. By day 5, bladder histology and voiding frequency had normalized. Based on the literature and evidence provided by our studies, we propose the following steps for in vivo recording of intravesical pressure and voided volume in an awake mouse: 1) Perform the surgery using an operating microscope and microsurgical tools, 2) Use polyethylene-10 tubing to minimize movement artifacts, and 3) Perform cystometry on post-operative day 5, when bladder swelling resolves.

This study describes the surgical procedures and experimental techniques for performing awake cystometry in a freely moving mouse. In addition, it provides experimental evidence to support its optimization and standardization.

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

A Decentralized (Ex Vivo) Murine Bladder Model with the Detrusor Muscle Removed for Direct Access to the Suburothelium during Bladder Filling

Previous studies have established the release of chemical substances from flat bladder mucosa sheets affixed in Ussing chambers and exposed to changes in hydrostatic pressure or mechanical stretch and from cultured urothelial cells upon hydrostatic pressure changes, stretch, cell swelling, or drag forces, and in bladder lumen at end of filling. Such findings led to the assumption that these mediators are also released in suburothelium (SubU)/lamina propria (LP) during bladder filling, where they affect cells deep in the bladder wall to ultimately regulate bladder excitability. There are at least two obvious limitations in such studies: 1) none of these approaches provide direct information about the presence of mediators in SubU/LP, and 2) the stimuli used are not physiological and do not recapitulate authentic filling of the bladder. Here, we discuss a procedure that enables direct access to the suburothelial surface of the bladder mucosa in the course of bladder filling. The murine detrusor-free preparation we created closely resembles filling of the intact bladder and allows pressure-volume studies to be performed on the bladder in the absence of confounding signaling from spinal reflexes and detrusor smooth muscle. Using the novel detrusor-free bladder model, we recently demonstrated that intravesical measurements of mediators cannot be used as a proxy to what has been released or present in the SubU/LP during bladder filling. The model enables examination of urothelium-derived signaling molecules that are released, generated by metabolism and/or transported into the SubU/LP during the course of bladder filling to transmit information to neurons and smooth muscle of the bladder and regulate its excitability during continence and micturition.

A Decentralized Ex Vivo Murine Bladder Model with the Detrusor Muscle Removed for Direct Access to the Suburothelium during Bladder Filling

The detrusor-free bladder model enables direct access to the suburothelium to study local mechanisms for regulation of biologically active mediator availability in suburothelium/lamina propria during storage and voiding of urine. The preparation closely resembles filling of an intact bladder and allows pressure-volume studies to be performed without systemic influences.

מבוזרים (Ex Vivo) מורלין מודל שלפוחית השתן עם השריר הדטראאור הוסר עבור גישה ישירה Suburothelium במהלך מילוי שלפוחית השתן

Previous studies have established the release of chemical substances from flat bladder mucosa sheets affixed in Ussing chambers and exposed to changes in ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

תגובות שתן בשלפוחית השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית שתן כאב בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית השתן

מדידה של Allodynia משושים בדגם Murine של ערמונית קטריאלי

בדיקת ספוט ריק בזמן אמת

מודל כאב גב עכבר הנגרם על ידי מפעיל אורוקינאז

הערכה של הפעלת תא Perigenital רגישות וערמונית תורן במודל עכבר של הפרדה אימהית עובריים

הליך ההתקנה-transurethral עכבר זכר בוגר

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

מבוזרים (Ex Vivo) מורלין מודל שלפוחית השתן עם השריר הדטראאור הוסר עבור גישה ישירה Suburothelium במהלך מילוי שלפוחית השתן

ב Vivo מדידה לומינלית של שחרור ATP אורותלי מעורר התנפחות במכרסמים

תגובות שתן בשלפוחית ​​השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית ​​שתן כאב בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית ​​השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית ​​השתן

מדידה של Allodynia משושים בדגם Murine של ערמונית קטריאלי

בדיקת ספוט ריק בזמן אמת

מודל כאב גב עכבר הנגרם על ידי מפעיל אורוקינאז

הערכה של הפעלת תא Perigenital רגישות וערמונית תורן במודל עכבר של הפרדה אימהית עובריים

הליך ההתקנה-transurethral עכבר זכר בוגר

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

מבוזרים (Ex Vivo) מורלין מודל שלפוחית השתן עם השריר הדטראאור הוסר עבור גישה ישירה Suburothelium במהלך מילוי שלפוחית השתן

ב Vivo מדידה לומינלית של שחרור ATP אורותלי מעורר התנפחות במכרסמים

תגובות שתן בשלפוחית השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית שתן כאב בעכברים

הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית השתן