נתמכים על ידי NIH / ניסויי 011582. הדמיה NIDCD R01 DC בוצעו באוניברסיטת קולורדו אנשוץ הרפואי קמפוס האור מתקדם מיקרוסקופית Core נתמך בחלקו על ידי NIH / NCRR קולורדו CTSI גרנט מספר UL1 RR025780 והפרעות Rocky Mountain Neurlogical Core מרכז גרנט NIH P30NS048154. ד&quot;ר Sascha du Lac ממכון סאלק סיפק לנו עכברי GlyT2-GFP.

1. Genotyping האופטי 1. האופטי Genotyping של גורי עכבר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו ביטוי של סמן פלואורסצנטי המתאים באמצעות מצביע לייזר של גל העירור המתאים (405 ננומטר בניסויים שתוארו כאן) ומתאימים משקפי מסנן חוסמים את גל העירור אבל עובר את אורך גל הפליטה (450-700 ננומטר בניסויים שתוארו כאן) . כוון את מצביע הלייזר בחלק האחורי של הראש או בחוט השדרה של גור העכבר (ראה איור 1). הימנע זורח הלייזר בעיניים והחשיפה ממושכת של העור לאור הלייזר. </li></ol> 2. האופטי Genotyping של בעלי חיים ישנים יותר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עמוק להרדים את העכבר (P14 הגיל לp138 בניסויים שתוארו כאן) עם מנת יתר של pentobarbital באמצעות זריקת intraperitoneal (120 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף). אשר הרדמה תקינה על ידי בדיקת הרפלקסים של החיה (לצבוט את הקצה של ה בקצרהאוזן דואר או באחד מרגליו האחוריות כדי לעורר את רפלקס הנסיגה של האוזן או רגל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הערה: למרות השימוש במנת יתר של pentobarbital (120 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף) אנו מתייחסים להליך ההזרקה כ&quot; הרדמה עמוקה &quot;במקום המתת חסד, כי בעלי החיים הוא באופן אידיאלי עדיין בחיים (כלומר לבו עדיין פועם), כאשר ניתוח ולהתחיל זלוף. הדבר מבטיח זלוף יעיל יותר של האיברים הפנימיים כולל המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שבעלי החיים לא מראים שום רפלקסים, להסיר בזהירות את העור שמעל הגולגולת (איור 2 א) על ידי ביצוע חתך בעור המכסה את החלק האחורי של הראש וחיתוך לבטן של הגולגולת. לחשוף את הגולגולת שנחשפה לאור הלייזר ולבחון את הקרינה באמצעות משקפי המסנן כמתואר לעיל. אם אות ה- GFP חיובית הוא ציין, המשך לשלב 2, אם לא, להקריב בעלי החיים באמצעות עריפת הראש (שני / הבטחת צורה של המתת חסד הבאה שלנותקנות IACUC). </li></ol> הערה: בעכברים אפילו מבוגרים (&gt; 1 חודש) ניתן לראות את הקרינה דרך עיניו של בעל החיים. 2. Transcardial זלוף ומוח הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Perfuse transcardially עם פוספט קר כקרח שנאגרו (PBS; NaCl: 137 מ&quot;מ, KCl: 2.7 מ&quot;מ, KH 2 PO 4: 1.76 מ&quot;מ, Na 2 HPO 4: 10 מ&quot;מ) באמצעות מחט מזרק 30 G כדי להסיר במידה רבה את הדם מ החיה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית, לפתוח בזהירות את כלוב הצלעות עם מספריים חדים ולאחר מכן דחף את המחט לתוך החדר השמאלי של הלב. להתחיל לשאוב PBS לתוך הלב ואב העורקים ומייד לאחר שלב זה לפתוח את אטריום ימין של הלב עם המספריים כדי לאפשר לדם כדי לצאת מהגוף. הערה: זלוף לוקח 5 - 10 דקות, תלוי בגודל של החיה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר exsanguination באמצעות זלוף, לערוף את החיה, לאבטח את ראשה עם n הסיכהeedles (או 30 מחטי מזרק G) על ידי הפירסינג דרך ארובות עיניים בצלחת הכנה ולהסיר את המוח מהגולגולת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית, להשתמש במספריים חדים לחתוך את העור שכיסה את הגולגולת: לעשות חתך קטן בחלק האחורי של הראש, ואז לחתוך לאורך קו האמצע בצד הגב של הראש, לחתוך לצדדים רק caudally של העיניים של בעלי החיים ולבסוף חתך לכיוון הזנב להסיר לחלוטין את הדשים של עור בחלק האחורי של הראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הבא, לחזור על אותה תבנית החיתוך לגולגולת עצמה, הקפד להסיר את שני cochleas בתהליך, כי זה יהיה משמעותי לפשט את ההסרה של גזע המוח בסופו של הדבר. לאחר הליך זה חצי הזנב של המוח צריך לשקר חשוף לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, להשתמש בסכין גילוח חד או אזמל כדי לחתוך את כל המוח הקדמי בזווית של 45 מעלות ועל כ -2 מ&quot;מ מקורי מהמוח הקטן. לגרוף את החלק הקדמי של המוח המופרד עם abמרית אף אוזן גרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במרית כדי להעלות את מחצית הזנב של המוח בסוף מקורי שלה ולאחר מכן לחתוך את עצבי גולגולת שעדיין מחוברים לגזע המוח בצד הגחון שלה. כתוצאה סופית, חצי הזנב של המוח כולל גזע המוח צריך ליפול באופן חופשי את שאר ראש החיה מוכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את מחצית הזנב הוסרה מהמוח כדי לחשוף צד הגחון שלה ולחתוך לאורך מישור העטרה מקורי רק (לזריקות אנטרוגרדית) או רק הזנב (לזריקות מדרדר) של &quot;נורות&quot; ממוקם ventrally מכיל גוף הטרפז (ראה שלב 2.3). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש תמיד בסכין גילוח חד או אזמל להליך החיתוך כדי למזער מוות של תאים הנגרם על ידי לחץ מכאני מוגזם ברקמות. כתוצאה סופית, צריך התקבלו explant המוח פורש כ 1 סנטימטר באורך ומכיל קומפלקס olivary מעולה המלא לאורך אזורים אחרים במוח. </li></ol></li></ol> &lt;/ Li&gt; </ol> הערה: פרוטוקול זה מדגים את הליך הזרקה נותב לתוך גוף הטרפז ממוקם בגזע המוח השמיעתי. להתאים את המיקום וכיוון של מטוסי החיתוך ואתרי הזרקה בהתאם לצורך. אם האזורים במוח fluorescing של שקר הריבית קרוב מספיק למשטח המוח, כך שהם יכולים להיות מזוהים והזריקו בלי לחתוך את המוח (ראו איור 2), ולאחר מכן ניתן להשמיט את צעד חיתוך העטרה. <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את גוף הטרפז כשני &quot;נורות&quot; בולט הגחון המכיל את גרעין הגחון של גוף הטרפז (VNTB). </li></ol> הערה: התייחסות אנטומיים נוספת בדבר מיקום stereotactic המשוער של מטוסי חיתוך אלה, ראה פרנקלין ופקסינוס, 2008. לוח 78 לאטלס, גבחת ~ -5.7 מ&quot;מ מראה את הגרעין המדיאלי של גוף הטרפז (= MNTB) שכותרתו &quot;צ &quot;. לוח 69 מציג את גרעין הגחון של bo הטרפזdy (VNTB) שכותרתו &quot;MVPO&quot; (גרעין periolivary medioventral) 19. 3. אנטרוגרדית / מדרדר איתור הערה: בצע את כל הנהלים הבאים ב RT (25 מעלות צלזיוס). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר החיתוך, למקם את explant גזע המוח בצלחת הכנה מכיל חומץ (95% O 2, 5% CO 2) לנתח פתרון (NaCl: 125 מ&quot;מ, KCl: 2.5 מ&quot;מ, MgCl 2: 1 מ&quot;מ, CaCl 2: 0.1 מ&quot;מ, גלוקוז : 25 מ&quot;מ, Nah 2 PO 4: 1.25 מ&quot;מ, NaHCO 3: 25 מ&quot;מ, חומצה אסקורבית: 0.4 מ&quot;מ, מיו-אינוזיטול: 3 מ&quot;מ, פירובט: 2 מ&quot;מ), המאבטחת אותו עם 30 מחטי מזרק G. ודא שהאזור של הזרקה פונה כלפי מעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך טפטפות הזרקה מהזכוכית בורוסיליקט ולמלא אותם באחד משלושת הפתרונות הבאים: א) פתרון 1.0 מ&quot;ג / מיליליטר של choleratoxin מקטע-ב מצומדות לfluorophore Alexa 555 ב PBS 12-13 (משמש בעיקר לתחבורה מדרדר), ב ) -d 1%ilution מלוחים 0.9% מtetramethylrhodamine dextran 555 (3,000 מגוואט, המשמש בעיקר לתחבורה מדרדר) או ג) -dilution 1% בתמיסת מלח 0.9% 10,000 מגה וואט dextran-TRITC 555 (משמש בעיקר לתחבורת אנטרוגרדית). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח טווח התנגדויות פיפטה ההזרקה ש2.5-3.5 mOhm וכי הם מיוצרים ב 3 - 4 מחזורים מושכים. לניסויים שתוארו כאן, להשיג זאת על ידי בחירת אלגוריתם מושך מתוכנתים מראש על חולץ פיפטה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאיר את explant המוח באמצעות מצביע לייזר רכוב סטטי של אורך הגל המתאים (פריט מס &#39;2 באיור 3 א; 405 אורך גל בניסויים שתוארו כאן). השתמש במצביע הלייזר כמדריך לזריקות, ולכוון את קרן הלייזר בגרעין המוח שכותרתו fluorescently או תאים של ריבית שהוזרקו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצא ולבחון את אזור היעד המואר באמצעות מיקרוסקופ משקפת בעת לובש משקפי מסנן התואמים (450-70מסנן להקה עוברת 0 ננומטר בניסויים שתוארו כאן). הכנס את האלקטרודה ההזרקה באמצעות micromanipulator לאזור של עניין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק את החומר נותב. הזריקות מורכבות של 2 - 10 פעימות בלחץ 15 PSI 50 msec כל, שימוש במכשיר הזרקה בלחץ, בבימויו בניצב לאזור של העניין (ROI) בתוך קטע המוח. לנהל דופק בכל לחץ במרווחים של 10 - 15 שניות כדי לאפשר לצבע להתפשט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה של זריקות tetramethylrhodamine (TRITC), גם לעורר חשמלי כדי לשפר את ספיגת הצבע באמצעות electroporation עם אלקטרודה ממוקמת באזור המוח של עניין (MNTB וVNTB בניסויים שתוארו כאן). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש 8 פולסים TTL של 8 וולט עבור 50 אלפיות שניים עם 50 אלפיות שניים interpulse מרווחים, מונעים על ידי ממריץ ומוגבר ל -55 V עם יחידת בידוד גירוי (פריטי מס &#39;7 ו -9 באיור 3). השתמש 10 - 20 חזרות של פרוטוקול, מינהל זהtered על פני כמה דקות 7,8. הקפד להאריק את האלקטרודה כראוי - חוט ההארקה צריך להיות מחובר לפתרון האמבטיה! </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק להצלחה של ההזרקה. מאז נותב ניאון עם אורך גל פליטה יותר גם פולט אות ניאון על עירור לייזר עם אורכי גל קצרים יותר, מבחינה ויזואלית לבדוק את ספיגת הצבע / התפשטה באזור היעד המוזרק בעת מאיר את האזור עם הלייזר וההתבוננות דרך המשקפים מסננים. </li></ol> 4. דגירה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר ההזרקה, דגירה brainstems בנוזל השדרתי מלאכותי מחומצן (ACSF; NaCl: 125 מ&quot;מ, KCl: 2.5 מ&quot;מ, MgCl 2: 1 מ&quot;מ, CaCl 2: 2 מ&quot;מ, גלוקוז: 25 מ&quot;מ, Nah 2 PO 4: 1.25 מ&quot;מ, NaHCO 3: 25 מ&quot;מ, חומצה אסקורבית: 0.4 מ&quot;מ, מיו-אינוזיטול: 3 מ&quot;מ, פירובט: 2 מ&quot;מ, מבעבע עם 95% O 2 - 5% CO 2) בטמפרטורת חדר (RT, 25 מעלות צלזיוס) במשך 1 - 4 שעות, ואילוהצבע הוא להיות מועבר. בועת הפתרון במשך כל תקופת הדגירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהמשך לכך, להעביר את brainstems paraformaldehyde 4% (PFA) מומס בPBS (כ -100 מיליליטר;. PH 7 לתמהיל PFA / PBS) דגירה אותם ב 4 ° C כדי לאפשר לאחר קיבוע-לילה (O / N). </li></ol> 5. רקמות חיתוך והרכבה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, לשטוף את המוח שלוש פעמים PBS (5 דקות לכל שלב כביסה), לכסות אותו באגר 4% ואז לחתוך ל50-80 מיקרומטר פרוסות עבות על vibratome. פרוסות הר באמצעות הרכבה בינונית בשקופית זכוכית, וcoverslip. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, לתייג חלקים עם Nissl פלורסנט במשך 25 דקות (לדוגמא Nissl הכחול של 1: בתקשורת AB דילול 100). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין תקשורת AB, לערבב 250 מיליליטר של 0.2 M חיץ פוספט (PB; 51 מ&quot;מ KH 2 PO 4, 150 מ&quot;מ Na 2 HPO 4), 15 מיליליטר 5 M NaCl, 15 מיליליטר 10% Triton-X, 220 מיליליטר DDH 2 O וalbumine סרום שור 5 גרם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בר דודדה ולהצליח צעד Nissl תיוג על ידי 3 שלבי כביסה בPBS (10 דקות כל אחד). </li></ol></li></ol> הערה: במקרים בהם חלקים עבים צריכים להיות מותקנים ונותחו (בניסויים שתוארו כאן פרוסות כזה היו 100-500 מיקרון העבה לשמר קשרי axonal על פני מרחקים גדולים יותר), הטכניקה יכולה להיות משולבת עם סליקת רקמה. מצאנו ClearT2 12 כדי להצליח 20. כאשר צעד סליקת רקמה כלול, לבצע אותו לפני ההרכבה החלקים.

<ol>
	<li>Waller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+sections+of+glossopharyngeal+and+hypoglossal+nerves+of+the+frog+and+observations+of+the+alterations+produced+thereby+in+the+structure+of+their+primitive+fibers.">Experiments on the sections of glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog and observations of the alterations produced thereby in the structure of their primitive fibers.</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. 140, 423-429 (1850).</li><li>Fink, R. P., Heimer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+methods+for+selective+silver+impregnation+of+degenerating+axons+and+their+synaptic+endings+in+the+central+nervous+system.">Two methods for selective silver impregnation of degenerating axons and their synaptic endings in the central nervous system.</a> Brain Res. 4, 369-374 (1967).</li><li>Nauta, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+silver+impregnation+of+degenerating+axons+in+the+central+nervous+system.">Selective silver impregnation of degenerating axons in the central nervous system.</a> Stain Technol. 27, 175-179 (1952).</li><li>Ram&#243;n y Cajal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histologie+du+syst&#232;me+nerveux+de+l'Homme+et+des+vert&#233;br&#233;s.">Histologie du syst&#232;me nerveux de l'Homme et des vert&#233;br&#233;s.</a> , (1911).</li><li>Kristensson, K., Olsson, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+and+retrograde+transport+of+peroxidase+in+hypoglossal+neurons.+Electron+microscopical+localization+in+the+neuronal+perikaryon.">Uptake and retrograde transport of peroxidase in hypoglossal neurons. Electron microscopical localization in the neuronal perikaryon.</a> Acta Neuropathol. 19, 1-9 (1971).</li><li>Kristensson, K., Olsson, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+axonal+transport+of+protein.">Retrograde axonal transport of protein.</a> Brain Res. 29, 363-365 (1971).</li><li>Burger, R. M., Cramer, K. S., Pfeiffer, J. D., Rubel, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Avian+superior+olivary+nucleus+provides+divergent+inhibitory+input+to+parallel+auditory+pathways.">Avian superior olivary nucleus provides divergent inhibitory input to parallel auditory pathways.</a> J. Comp. Neurol. 481, 6-18 (2005).</li><li>Ford, M. C., Grothe, B., Klug, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fenestration+of+the+calyx+of+Held+occurs+sequentially+along+the+tonotopic+axis,+is+influenced+by+afferent+activity,+and+facilitates+glutamate+clearance.">Fenestration of the calyx of Held occurs sequentially along the tonotopic axis, is influenced by afferent activity, and facilitates glutamate clearance.</a> J. Comp. Neurol. 514, 92-106 (2009).</li><li>Glover, J. C., Petursdottir, G., Jansen, J. K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+dextran+amines+used+as+axonal+tracers+in+the+nervous+system+of+chicken+embryo.">Fluorescent dextran amines used as axonal tracers in the nervous system of chicken embryo.</a> J. Neurosci. Methods. 18, 243-254 (1986).</li><li>Trojanowski, J. Q., Gonatas, J. O., Gonatas, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conjugates+of+horseradish+peroxidase+(HRP)+with+cholera+toxin+and+wheat+germ+agglutinin+are+superior+to+free+HRP+as+orthograde+transported+markers.">Conjugates of horseradish peroxidase (HRP) with cholera toxin and wheat germ agglutinin are superior to free HRP as orthograde transported markers.</a> Brain Res. 223, 381-385 (1981).</li><li>Trojanowski, J. Q., Gonatas, J. O., Steiber, A., Gonatas, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Horseradish+peroxsidase+(HRP)+conjugates+of+cholera+toxin+and+lectins+are+more+sensitive+retrograde+transported+markers+than+free+HRP.">Horseradish peroxsidase (HRP) conjugates of cholera toxin and lectins are more sensitive retrograde transported markers than free HRP.</a> Brain Res. 231, 33-50 (1982).</li><li>Conte, W. L., Kamishina, H., Corvin, J. V., Reep, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+in+the+projections+of+lateral+posterior+thalamus+with+cingulate+and+medial+agranular+cortex+in+relation+to+circuitry+for+directed+attention+and+neglect.">Topography in the projections of lateral posterior thalamus with cingulate and medial agranular cortex in relation to circuitry for directed attention and neglect.</a> Brain Res. 1240, 87-95 (2008).</li><li>Conte, W. L., Kamishina, H., Reep, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+neuroanatomical+tract-tracing+using+fluorescent+Alexa+Fluor+conjugates+of+cholera+toxin+subunit+B+in+rats.">Multiple neuroanatomical tract-tracing using fluorescent Alexa Fluor conjugates of cholera toxin subunit B in rats.</a> Nat. Protoc. 4, 1157-1166 (2009).</li><li>Haas, K., Jensen, K., Sin, W. C., Foa, L., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+electroporation+in+Xenopus+tadpoles+in+vivo-+from+single+cells+to+the+entire+brain.">Targeted electroporation in Xenopus tadpoles in vivo- from single cells to the entire brain.</a> Differentiation. 70, 148-154 (2002).</li><li>Zeilhofer, H. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycinergic+neurons+expressing+enhanced+green+fluorescent+protein+in+bacterial+artificial+chromosome+transgenic+mice.">Glycinergic neurons expressing enhanced green fluorescent protein in bacterial artificial chromosome transgenic mice.</a> J. Comp. Neurol. 482, 123-141 (2005).</li><li>Poyatos, I., Ponce, J., Arag&#246;n, C., Gim&#233;nez, C., Zafra, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+glycine+transporter+GLYT2+is+a+reliable+marker+for+glycine-immunoreactive+neurons.">The glycine transporter GLYT2 is a reliable marker for glycine-immunoreactive neurons.</a> Brain. Res. Mol. Brain Res. 49, 63-67 (1997).</li><li>Gong, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gene+expression+atlas+of+the+central+nervous+system+based+on+bacterial+artificial+chromosomes.">A gene expression atlas of the central nervous system based on bacterial artificial chromosomes.</a> Nature. 425, 917-925 (2003).</li><li>Heintz, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bac+to+the+future:+the+use+of+BAC+transgenic+mice+for+neuroscience+research.">Bac to the future: the use of BAC transgenic mice for neuroscience research.</a> Nat. Rev. Neurosci. 2, 861-870 (2001).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2008).</li><li>Kuwajima, T., Sitko, A. A., Bhansali, P., Jurgens, C., Guido, W., Mason, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ClearT:+a+detergent-+and+solvent-free+clearing+method+for+neuronal+and+non-neuronal+tissue.">ClearT: a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue.</a> Development. 140, 1364-1368 (2013).</li><li>Wouterlood, F. G., Jorritsma-Byham, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+anterograde+neuroanatomical+tracer+biotinylated+dextran+amine:+comparison+with+the+tracer+PHA-L+in+preparations+for+electron+microscopy.">The anterograde neuroanatomical tracer biotinylated dextran amine: comparison with the tracer PHA-L in preparations for electron microscopy.</a> J. Neurosci. Methods. 48, 75-87 (1993).</li><li>Lanciego, J. L., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+half+century+of+experimental+neuroanatomical+tracing.">A half century of experimental neuroanatomical tracing.</a> J. Chem. Neuroanat. 42, 157-183 (2011).</li><li>Rodriguez-Contreras, A., Silvio, J., van Hoeve, S., Habets, L. P., Locher, H., Borst, J. G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+development+of+the+calyx+of+Held+synapse.">Dynamic development of the calyx of Held synapse.</a> PNAS. 105 (14), 5603-5608 (2008).</li><li>Albrecht, O., Dondzillo, A., Mayer, F., Thompson, J. A., Klug, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibitory+projections+from+the+ventral+nucleus+of+the+trapezoid+body+to+the+medial+nucleus+of+the+trapezoid+body+in+the+mouse.">Inhibitory projections from the ventral nucleus of the trapezoid body to the medial nucleus of the trapezoid body in the mouse.</a> Front. Neural Circuits. 8, 83 (2014).</li><li>Benson, D. A., Teas, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+unit+of+binaural+interaction+in+the+auditory+cortex+of+the+chinchilla.">Single unit of binaural interaction in the auditory cortex of the chinchilla.</a> Brain Res. 103, 313-338 (1976).</li><li>Koka, K., Jones, H. G., Thornton, J. L., Lupo, J. E., Tollin, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sound+pressure+transformations+by+the+head+and+pinnae+of+the+adult+Chinchilla+(Chinchilla+lanigera).">Sound pressure transformations by the head and pinnae of the adult Chinchilla (Chinchilla lanigera).</a> Hear Res. 272 (1-2), 135-147 (2011).</li><li>Ryan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hearing+sensitivity+of+the+mongolian+gerbil,+Meriones+unguiculatus.">Hearing sensitivity of the mongolian gerbil, Meriones unguiculatus.</a> J. Acoust. Soc. Am. 59 (5), 1222-1226 (1976).</li><li>Zwicker, E., Fastl, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Psychoacoustics Facts and Models. , (1990).</li><li>Chu, G., Hayakawa, H., Berg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+for+the+efficient+transfection+of+mammalian+cells+with+DNA.">Electroporation for the efficient transfection of mammalian cells with DNA.</a> Nucleic Acids Res. 15 (3), 1311-1326 (1987).</li><li>Klenchin, V. A., Sukharev, S. I., Serov, S. M., Chernomordik, L. V., Chizmadzhev, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrically+induced+DNA+uptake+by+cells+is+a+fast+process+involving+DNA+electrophoresis.">Electrically induced DNA uptake by cells is a fast process involving DNA electrophoresis.</a> Biophys J. 60 (4), 804-811 (1991).</li><li>Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+Slice+Culture+of+E18+Rat+Brains.">Organotypic Slice Culture of E18 Rat Brains.</a> J. Vis. Exp. (6), e235 (2007).</li><li>G&#228;hwiler, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+monolayer+cultures+of+nervous+tissue.">Organotypic monolayer cultures of nervous tissue.</a> J. Neurosci. Methods. 4 (4), 329-342 (1981).</li><li>Tallini, Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BAC+transgenic+mice+express+enhanced+green+fluorescent+protein+in+central+and+peripheral+cholinergic+neurons.">BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons.</a> Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).</li></ol>

יש לנו מה למסור.

כוח כללי של במבחנה electroporation נותב, בניגוד למחקרי in vivo מעקב, הוא שזה נותן לחוקרי גישה טובה יותר לאזור במוח של עניין ולכן, אינו כרוך stereotactic יקרה (ולעתים קרובות אלקטרו) ציוד. בנוסף, תקופת ההישרדות נדרשת לexplants המוח משתרעת רק כמה שעות (1 - 4) במקום ימים או אפילו שבועות ?...

על מנת להגדיר מעגל מסוים עצבי (מיקרו), יש להתחיל על ידי מציאת המשתתפים השונים של מעגל אמר, ודפוס הקשר שלהם. מאז הפרסום של וולר על neurofiber התחקות דרך lesioning 1 מגוון רחב של טכניקות מעקב neuroanatomical כבר נקבע. חלק מטכניקות אלה ניתן ליישם בנתיחה שלאחר מות רקמות קבועות 2-4, אחרים מסתמכים על התחבורה הפעילה של הצבע בתאי עצב חי, כפי שהתגלו בשנת 1971 5-6. האחרון יכול להיות מחולק חלוקה נוספת בשתי קבוצות להפלות בין שיטות ניצול של מדרדר פעיל (מהאזור המוזרק למקור של הקרנה נתון, כלומר. Somata של נוירונים שמקרינים לאמר אזור) ואנטרוגרדית הפעילה (מהזריק אזור ליעד של הקרנה נתון, כלומר. תחזיות axonal ומסופי axonal של התחבורה) נוירונים שכותרת. כמו כן, במקרים מסוימים traחומר מוזרק לתוך CER בעלי חיים שלאחר מכן לשרוד את הזריקה בכמה ימים או שבועות (בזריקות נותב vivo), ואילו במקרים אחרים מוח explanted מוזרקים ודגירה במשך כמה שעות לאחר ההזרקה בנוזל השדרתי מלאכותי (במבחנה זריקות נותב) . בפרוטוקול זה אנו שונה קיימים בטכניקת electroporation מבחנה 7-8 לתייג somata ותהליכים עצביים בניסויי אנטרוגרדית ומעקב מדרדר באמצעות dextran choleratoxin מקטע-ב וtetramethylrhodamine כחומרי התחקות. המטרה הכללית של פרוטוקול זה היא לספק מדעני מוח עם כלי יעיל כדי לעקוב אחר דפוסי קישוריות עצביים בין גרעינים שונים במוח, תוך ניצול קווים זמינים מהונדסים עכבר וציוד אופטי בסיסי כדי להגדיל את דיוק מיקוד במהלך זריקות נותב. למרות שהשיטה של ​​אנטרוגרדית ומעקב מדרדר באמצעותcholeratoxin והאמין dextran וconjugates שכותרתו fluorescently שלהם הוא לא חדש 9-13 (כמו השיטה של electroporation, למשל. et al האס. 14), השילוב של זריקות נותב עם electroporation בהכנה במבחנה מעורב בלוקים של רקמת המוח הוא התפתחות האחרונה יותר 7. היתרון העיקרי שלה על פני שיטות מעקב עצביות באמצעות אותו הסוג של צבעים נותב בבעלי חיים הוא עוצמת התיוג המוגברת, בשל היעילות גבוהה יותר שבה צבע electroporated הוא נלקח על ידי תאי עצב. יתרון נוסף הוא התקופה המקוצרת הדגירה (הנדרשת להובלת הצבע) ודיוק היעד המוגבר שלה במהלך ההזרקה נותב, כי הנסיין יש שליטה חזותית על אזור היעד של ההזרקה. האחרון גם אומר שאין צורך בציוד יקר stereotactic למצוא את אזור הגרעין או מוח של עניין. לaddiלהגדיל tionally מיקוד דיוק, אנו ניצלנו קו עכבר מהונדס, המבטא GFP בתת-אוכלוסיית glycinergic של נוירונים 15 וציוד אופטי בסיסי בהיקף של מצביע לייזר כף יד של משקפי סינון אורך גל והתאמת להקה עובר 405 ננומטר (450 - 700 ננומטר). כך, השגנו גידול משמעותי נוסף במיקוד דיוק בזיהוי אזור ההזרקה באמצעות אות הניאון שלה ועל ידי מתן דרך עדינה יותר כדי לשלוט על התפשטות הצבע בתוך אזור ההזרקה באמצעות ההתבוננות באינטראקציה בין אות ה- GFP ילידים ונותבו פלוּאוֹרסצֵנצִיָה. הטכניקה שלנו גם מאפשרת לחשוף את הפונקציונליות של מעגל יחד עם הקישוריות שלה על ידי זיהוי נוירונים מעכבים GFP החיובי (או מעוררת בקווי עכבר אחרים) שהיו מלא בנותבה. לסיכום, אנו נוספים משופרים כלי נירולוגית מדעי רב עוצמה כדי לחקור connectome של מוח החוליות ולהעריך tהוא תכונות neuroanatomical שונות של neurocircuit נתון. על ידי שימוש בעכברים מהונדסים יחד עם ציוד אופטי זול וזמין באופן נרחב הצלחנו להגביר את דיוק המיקוד שלנו באופן משמעותי הזריקות. יתר על כן, העכברים הטרנסגניים אפשרו לנו לזהות את סוג הקשרים לייחס, שסייעו לחשוף את הפונקציונליות של microcircuit מעכב בגזע המוח השמיעתי.

<table><tbody><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td>All chemicals are from Sigma-Aldrich, unless noted otherwise.</td></tr><tr><td>Potassium chloride&amp;nbsp;</td><td></td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate monobasic</td><td></td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate di-basic</td><td></td><td>S907</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td></td><td>M2670</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td></td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td></td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td></td><td>S6297</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbic acid</td><td></td><td>A4544</td><td></td></tr><tr><td>Myo-inositol</td><td></td><td>I5125</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td></td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumine</td><td></td><td>A2153</td><td>optional, for additional (immuno)histochemistry</td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td></td><td>X100</td><td>optional, for additional (immuno)histochemistry</td></tr><tr><td>Poly(ethylene glycol), 8000 MW</td><td></td><td>P2139</td><td>optional, for brain clearing</td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Fisher Scientific</td><td>F84</td><td>optional, for brain clearing</td></tr><tr><td>Choleratoxin subunit-b</td><td>Molecular Probes</td><td>C-34776 (Alexa 555)&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dextrane tetramethyl-rhodamine</td><td>Molecular Probes</td><td>D-7162 (Alexa 555)</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescent Nissl</td><td>Invitrogen</td><td>N-21479 (blue)</td><td>optional</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF93</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Invitrogen</td><td>16520</td><td></td></tr><tr><td>Fluoromount-G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbi-tal</td><td>Vortech Pharmaceuticals</td><td>Fatal-Plus&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass filaments</td><td>Harvard Apparatus</td><td>G150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Pipette puller</td><td>Zeitz Instruments, Germany</td><td>DMZ Universal Puller</td><td></td></tr><tr><td>Perfusion setup</td><td>Custom-made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laser pointer&amp;nbsp;</td><td>laserpointerpro.com, Hong Kong</td><td>HK-88007294 (405 nm)</td><td></td></tr><tr><td>Filter/safety goggles</td><td>Dragon Lasers, China</td><td>LSG09 (band-pass 450-700 nm)</td><td></td></tr><tr><td>Bionocular microscope&amp;nbsp;</td><td>Wild Heerbrugg, Switzerland</td><td>Wild M3</td><td>Equipped with high-intensity illuminator (MI-150; Dolan-Jenner Inc.)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Picospritzer</td><td>Parker Instruments</td><td>Picospritzer III</td><td></td></tr><tr><td>PC with installed MC Stimulus software</td><td>Multi Channel Sys-tems, Germany (software)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-channel stimulator</td><td>Multi Channel Sys-tems, Germany</td><td>STG-1002</td><td></td></tr><tr><td>Stimulation isolation unit</td><td>A.M.P.I., Israel</td><td>Iso-Flex</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Narishige, Japan</td><td>YOU-1</td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica, Germany</td><td>VT1000S</td><td></td></tr></tbody></table>

laser-guided neuronal tracing in brain explants

אנו מציגים טכניקה המשלבת במבחנה פרוטוקול הזרקה נותב, אשר עושה שימוש בסדרה של פולסים חשמליים ולחץ כדי להגדיל את ספיגת צבע באמצעות electroporation בexplants המוח עם תאורת לייזר ממוקדת ומשקפי מסנן התאמה במהלך ההליך. הטכניקה המתוארת של electroporation במבחנה על ידי עצמו מניבה שליטה חזותית טובה יחסית לה ממוקדים באזורים מסוימים של המוח. על ידי שילוב של זה עם עירור לייזר של סמנים גנטיים ניאון וקריאה דרך המשקפים מסננים-עובר להקה, שיכול להרים את הפליטה של תאים / גרעינים שכותרתו גנטית וצבע איתור הניאון, חוקר יכול להגדיל באופן משמעותי את דיוקם של זריקות על ידי מציאת השטח של עניין ושליטה לצבע-התפשטות / הספיגה באזור ההזרקה ביעילות רבה יותר. בנוסף, טכניקת תאורת הלייזר מאפשרת ללמוד את הפונקציונליות של neurocircuit ניתנו על ידי providing מידע על הסוג של הנוירונים מקרינים לאזור מסוים במקרים שבהם הביטוי של GFP קשור לסוג של משדר מתבטא בתת-אוכלוסייה של תאי עצב.

נתונים מראה 1 ו -2 איך מצביע לייזר ומשקפי בלייזר יכולים לשמש לגנוטיפ במהירות ובזול חיות חיוביות GFP מהמלטה. במקרים של גורי עכבר צעירים, הטכניקה יכולה לשמש כדי לזהות noninvasively תווית ה- GFP במוח של החיה דרך הגולגולת והעור שמעליה (איור 1 א - ד). הקרינה נפלטת ניתן...

Watch this Scientific Journal Video about Laser-guided Neuronal Tracing In Brain Explants at JoVE.com

Laser-guided Neuronal Tracing In Brain Explants

אנו מתארים טכניקה לתייג נוירונים והתהליכים שלהם באמצעות זריקות אנטרוגרדית או נותב מדרדר לגרעיני מוח באמצעות הכנה במבחנה. אנחנו שונה בשיטה הקיימת שלי n המבחנה electroporation נותב על ידי ניצול של שכותרתו fluorescently מוטציות עכבר וציוד אופטי בסיסי כדי להגדיל את דיוק תיוג.

Explants מוח מונחי לייזר עצבי איתור ב

We present a technique which combines an in vitro tracer injection protocol, which uses a series of electrical and pressure pulses to increase dye uptake ...

laser-guided-neuronal-tracing-in-brain-explants

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.8K Views.  University of Colorado School of Medicine.  אנו מתארים טכניקה לתייג נוירונים והתהליכים שלהם באמצעות זריקות אנטרוגרדית או נותב מדרדר לגרעיני מוח באמצעות הכנה במבחנה. אנחנו שונה בשיטה הקיימת שלי n המבחנה electroporation נותב על ידי ניצול של שכותרתו fluorescently מוטציות עכבר וציוד אופטי ...

Video: Laser-guided Neuronal Tracing In Brain Explants

Intraventricular Transplantation of Engineered Neuronal Precursors for In Vivo Neuroarchitecture Studies

Gene control of neuronal cytoarchitecture is currently the subject of intensive investigation. Described here is a simple method developed to study in vivo gene control of neocortical projection neuron morphology. This method is based on (1) in vitro lentiviral engineering of neuronal precursors as "test" and "control" cells, (2) their co-transplantation into wild-type brains, and (3) paired morphometric evaluation of their neuronal derivatives. Specifically, E12.5 pallial precursors from panneuronal, genetically labeled donors, are employed for this purpose. They are engineered to take advantage of selected promoters and tetON/OFF technology, and they are free-hand transplanted into neonatal lateral ventricles. Later, upon immunofluorescence profiling of recipient brains, silhouettes of transplanted neurons are fed into NeurphologyJ open source software, their morphometric parameters are extracted, and average length and branching index are calculated. Compared to other methods, this one offers three main advantages: it permits achieving of fine control of transgene expression at affordable costs, it only requires basic surgical skills, and it provides statistically reliable results upon analysis of a limited number of animals. Because of its design, however, it is not adequate to address non cell-autonomous control of neuroarchitecture. Moreover, it should be preferably used to investigate neurite morphology control after completion of neuronal migration. In its present formulation, this method is exquisitely tuned to investigate gene control of glutamatergic neocortical neuron architecture. Taking advantage of transgenic lines expressing EGFP in other specific neural cell types, it can be re-purposed to address gene control of their architecture.

Based on in vitro lentiviral engineering of neuronal precursors, their co-transplantation into wild-type brains and paired morphometric evaluation of "test" and "control" derivatives, this method allows accurate modeling of in vivo gene control of neocortical neuron morphology in a simple and affordable way.

השתלת השתלות מהונדסים של הנדסה עצבית בVivo לימודי נוירוארכיטקטורה

Gene control of neuronal cytoarchitecture is currently the subject of intensive investigation. Described here is a simple method developed to study in ...

Genetics

Using Laser Tweezers For Manipulating Isolated Neurons In Vitro

In this paper and video, we describe the protocols used in our laboratory to study the targeting preferences of regenerating cell processes of adult retinal neurons in vitro. Procedures for preparing retinal cell cultures start with the dissection, digestion and trituration of the retina, and end with the plating of isolated retinal cells on dishes made especially for use with laser tweezers. These dishes are divided into a cell adhesive half and a cell repellant half. The cell adhesive side is coated with a layer of Sal-1 antibodies, which provide a substrate upon which our cells grow. Other adhesive substrates could be used for other cell types. The cell repellant side is coated with a thin layer of poly-HEMA. The cells plated on the poly-HEMA side of the dish are trapped with the laser tweezers, transported and then placed adjacent to a cell on the Sal-1 side to create a pair. Formation of cell groups of any size should be possible with this technique. "Laser-tweezers-controlled micromanipulation" means that the investigator can choose which cells to move, and the desired distance between the cells can be standardized. Because the laser beam goes through transparent surfaces of the culture dish, cell selection and placement are done in an enclosed, sterile environment. Cells can be monitored by video time-lapse and used with any cell biological technique required. This technique may help investigations of cell-cell interactions.

This video describes the manipulation of cultured neurons using laser tweezers in vitro.

בעזרת פינצטה לייזר עבור מניפולציה נוירונים מבודד במבחנה

In this paper and video, we describe the protocols used in our laboratory to study the targeting preferences of regenerating cell processes of adult ...

Biology

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

תרבויות Explant עצביות מן<em&gt; Xenopus laevis</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

Microdissection לכידת ליזר אוכלוסיות מועשרות של הנוירונים או נוירונים יחידים לניתוח ביטוי גנים לאחר פגיעה מוחית טראומטית

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Laser-scanning Photostimulation of Optogenetically Targeted Forebrain Circuits

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the interactions of these forebrain circuits has been aided recently by the development of optogenetic methods for light-mediated modulation of neuronal activity. Here, we describe a protocol for examining the functional organization of forebrain circuits&#160;in vitro using laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin, expressed optogenetically via viral-mediated transfection. This approach also exploits the utility of cre-lox recombination in transgenic mice to target expression in specific neuronal cell types. Following transfection, neurons are physiologically recorded in slice preparations using whole-cell patch clamp to measure their evoked responses to laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin expressing fibers. This approach enables an assessment of functional topography and synaptic properties. Morphological correlates can be obtained by imaging the neuroanatomical expression of channelrhodopsin expressing fibers using confocal microscopy of the live slice or post-fixed tissue. These methods enable functional investigations of forebrain circuits that expand upon more conventional approaches.

We describe a method for characterizing the functional topography and synaptic properties of forebrain circuits using an optogenetic approach to photostimulate neuronal populations&#160;in vitro.

Photostimulation לייזר לסריקת של מעגלים מוח קדמי ממוקדים Optogenetically

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the ...

A Method to Make a Craniotomy on the Ventral Skull of Neonate Rodents

The use of a craniotomy for in vivo experiments provides an opportunity to investigate the dynamics of diverse cellular processes in the mammalian brain in adulthood and during development. Although most in vivo approaches use a craniotomy to study brain regions located on the dorsal side, brainstem regions such as the pons, located on the ventral side remain relatively understudied. The main goal of this protocol is to facilitate access to ventral brainstem structures so that they can be studied in vivo using electrophysiological and imaging methods. This approach allows study of structural changes in long-range axons, patterns of electrical activity in single and ensembles of cells, and changes in blood brain barrier permeability in neonate animals. Although this protocol has been used mostly to study the auditory brainstem in neonate rats, it can easily be adapted for studies in other rodent species such as neonate mice, adult rodents and other brainstem regions.

A surgical method is described to expose the ventral skull in neonate rats. Using this approach it is possible to open a craniotomy to perform acute electrophysiology and two-photon microscopy experiments in the brainstem of anesthetized pups.

שיטה להרוויח Craniotomy על גולגולת הגחון של מכרסמים ילוד

The use of a craniotomy for in vivo experiments provides an opportunity to investigate the dynamics of diverse cellular processes in the mammalian brain ...

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Nanosurgery הלייזר של האקסונים Cerebellar<em&gt; בVivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional investigation of long-range connections requires targeted recordings of single neurons combined with the specific stimulation of identified distant inputs. This is often difficult to achieve with conventional and electrical stimulation techniques, because axons from converging upstream brain areas may intermingle in the target region. The stereotaxic targeting of a specific brain region for virus-mediated expression of light-sensitive ion channels allows selective stimulation of axons originating from that region with light. Intracerebral stereotaxic injections can be used in well-delimited structures, such as the anterior thalamic nuclei, in addition to other subcortical or cortical areas throughout the brain.
Described here is a set of techniques for precise stereotaxic injection of viral vectors expressing channelrhodopsin in the mouse brain, followed by photostimulation of axon terminals in the brain slice preparation. These protocols are simple and widely applicable. In combination with whole-cell patch clamp recording from a postsynaptically connected neuron, photostimulation of axons allows the detection of functional synaptic connections, pharmacological characterization, and evaluation of their strength. In addition, biocytin filling of the recorded neuron can be used for post-hoc morphological identification of the postsynaptic neuron.

This protocol describes a set of methods to identify the cell-type specific functional connectivity of long-range inputs from distant brain regions using optogenetic stimulations in ex vivo brain slices.

בזריקות Vivo גרם סטריאוטקאית לגירוי מגנטי של תשומות לטווח ארוך בפרוסות המוח של העכבר

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones -the sensory structures located at the distal tips of developing axons- execute this process. Studying the structure and dynamics of the growth cone is crucial to understanding axonal development and the interactions with the surrounding central nervous system (CNS) that enable it to form neural circuits. This is essential when devising methods to reintegrate axons into neural circuits following injury in fundamental research and pre-clinical contexts. Thus far, the general understanding of growth cone dynamics is primarily founded on studies of neurons cultured in two dimensions (2D). Although undoubtedly fundamental to the current knowledge of growth cone structural dynamics and response to stimuli, 2D studies misrepresent the physiological three-dimensional (3D) environment encountered by neuronal growth cones in intact CNS tissue. More recently, collagen gels were employed to overcome some of these limitations, enabling the investigation of neuronal development in 3D. However, both synthetic 2D and 3D environments lack signaling cues within CNS tissue, which direct the extension and pathfinding of developing axons. This protocol provides a method for studying axons and growth cones using organotypic brain slices, where developing axons encounter physiologically relevant physical and chemical cues. By combining fine-tuned in utero and ex utero electroporation to sparsely deliver fluorescent reporters along with super-resolution microscopy, this protocol presents a methodological pipeline for the visualization of axon and growth cone dynamics in situ. Furthermore, a detailed toolkit description of the analysis of long-term and live-cell imaging data is included.

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

This protocol demonstrates a straightforward and robust method to study in situ axon growth and growth cone dynamics. It describes how to prepare ex vivo physiologically relevant acute brain slices and provides a user-friendly analysis pipeline.

באתרו הדמיה של גדילה וצמיחה של דינמיקת חרוט אקסון בתרביות פרוסות מוח עובריות אקס-ויוו חריפות

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones ...

Intracerebral Transplantation and In Vivo Bioluminescence Tracking of Human Neural Progenitor Cells in the Mouse Brain

Cell therapy has long been an emerging treatment paradigm in experimental neurobiology. However, cell transplantation studies often rely on end-point measurements and can therefore only evaluate longitudinal changes of cell migration and survival to a limited extent. This paper provides a reliable, minimally invasive protocol to transplant and longitudinally track neural progenitor cells (NPCs) in the adult mouse brain. Before transplantation, cells are transduced with a lentiviral vector comprising a bioluminescent (firefly-luciferase) and fluorescent (green fluorescent protein [GFP]) reporter. The NPCs are transplanted into the right cortical hemisphere using stereotaxic injections in the sensorimotor cortex. Following transplantation, grafted cells were detected through the intact skull for up to five weeks (at days 0, 3, 14, 21, 35) with a resolution limit of 6,000 cells using in vivo bioluminescence imaging. Subsequently, the transplanted cells are identified in histological brain sections and further characterized with immunofluorescence. Thus, this protocol provides a valuable tool to transplant, track, quantify, and characterize cells in the mouse brain.

Intracerebral Transplantation and In Vivo Bioluminescence Tracking of Human Neural Progenitor Cells in the Mouse Brain

We describe the intraparenchymal transplantation of human neural progenitor cells transduced with a dual reporter vector expressing luciferase-green fluorescent protein (GFP) in the mouse brain. After transplantation, the luciferase signal is repeatedly measured using in vivo bioluminescence and GFP-expressing grafted cells identified in brain sections using fluorescence microscopy.

השתלה תוך-מוחית ומעקב ביולומינסנציה In Vivo של תאי אב עצביים אנושיים במוח העכבר

Cell therapy has long been an emerging treatment paradigm in experimental neurobiology. However, cell transplantation studies often rely on end-point ...

Explants מוח מונחי לייזר עצבי איתור ב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video