השיטה המוצגת במאמר זה נבעה מממומנת על ידי BB BBSRC / עבודת I021507 / 1 (TB, RJTW) ומלגת לימודי דוקטורט MRC (MH).

הערה: כל הניסויים בוצעו עם בהתאם לקינגס קולג &#39;לונדון, בריטניה והנחיות הטיפול בבעלי החיים של משרד הפנים הבריטיים. 1. Dissection של E14 מוח קטן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה ביצי תרנגולת המופרת חום ב 38 מעלות צלזיוס ליום עוברי 14. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המספריים ביצה באמצעות לערוף עוברים אפרוח באוב ולהסיר את הראש לצלחת פטרי המכילה קרח הקר PBS (איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים סטנדרטיים, לעשות חתכים מאחורי כל עין לאורך כל הדרך הרקמות, הסרת העיניים ולסת עליונה. לעשות חתך שני לאורך כל דרך לוע הסרת הלסת התחתונה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים סטנדרטיים, להסיר את כל העור מפני שטח של גולגולת על ידי קילוף אותו (איור 1 ג) ולהסיר עצמות קדמיות והקודקודית, חושף מוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מהיבט הגחון, להסיר סחוס בלוע וmesenchyme עזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מהיבט גב, זהירly להסיר גב mesenchyme לטיפול לוקח למוח האחורי שלא לפגוע פיא, ומוח הנפרד שלם (איור 1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך לאורך כל הדרך רקמת המוח התיכון ובין המוח האחורי ומוח אחורי הנפרד כולל המוח הקטן (איור 1E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על ידי ביצוע חתכים לאורך כל דרך הרקמה בשני צמתים לרוחב של המוח הקטן וצלחת עלאר של המוח האחורי, להסיר כל המוח הקטן, תוך הקפדה על השמירה על שלמות פיא ברחבי נתיחה (איור 1F). הסר את מקלעת דמית העין ויוצרים (איור 1G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את המוח הקטן גזור לתוך קר כקרח HBSS. </li></ol> 2. פורסים תרבות של E14 מוח קטן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את כל המוח הקטן לפלטפורמה סטרילי של רקמות ופר בעזרת מרית או פיפטה פסטר 3 מיליליטר עם הקצה לחתוך להרחיב את הצמצם. הסר נוזל עודף באמצעות פיפטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך כל המוח הקטן כל בtהוא נדרש התמצאות בעובי 300 מיקרומטר באמצעות מסוק הרקמות משובצים מהירויות חיתוך ב 50% מהמקסימום. שלמות רקמה נשמרה בקלות בסעיף sagittal; עם זאת, נטייה היא גם שיקול חשוב לניתוח תא (תא דנדריטים פורקינג הם sagittally מיושרים, ואילו אקסונים תא גרגיר לרוץ רוחבי, ניצב למישור של הדנדריטים תא פורקינג &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה פסטר 3 מיליליטר, לכסות את המוח הקטן הפרוס בקרח HBSS הקר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הפרוסות בHBSS לצלחת פטרי 60 מ&quot;מ המכילה HBSS הטרי קר כקרח בעזרת פיפטה פסטר 3 מיליליטר עם קצה לחתוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ לנתח מואר עם מקור אור סיבים אופטי, להבטיח הפרדת פרוסות בודדות באמצעות מלקחיים שען. לזהות פרוסות להיות electroporated, המבוסס על שלמות הרקמות שלהם ומיקום Medio-צדדי. הערה: כל נתיחה מהעובר דרך לחתוך דגירה במדיום התרבות לוקחת upo בהתאם סביב 10-20 דקותניסיון n. לבצע ניתוחים אחד בכל פעם, כדי להבטיח cerebella שמבלה זמן מינימאלי בין עריפת הראש והתרבות לשעבר vivo. </li></ol> 3. Electroporation של פרוסות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבנות תא electroporation ידי תיקון האנודה של electroporator לבסיס של צלחת פטרי 60 מ&quot;מ עם סרט בידוד. להוסיף כ 1 מיליליטר של HBSS כדי לכסות את האלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים להוסיף 0.4 מיקרומטר תרבות על גבי האלקטרודה המכוסה בHBSS. לאפשר את הכנס התרבות לנוח על האלקטרודה לוודא תמיד יש קשר בין ההוספה ואלקטרודה. הערה: בהתקנה זו, להכניס התרבות עם פרוסות ינוחו על פני השטח של הפתרון, שמירה על המעגל אבל מאפשר מיקוד המרחבי של הקתודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוסות העברה מזוהות (עד חמש לכל הכנס תרבות) על הוספת התרבות באמצעות פיפטה פסטר 3 מיליליטר עם הקצה לחתוך. נפרד ומאפשר להתיישב על הוספת התרבות בsagittאוריינטצית אל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה, להסיר HBSS העודף, כך שפרוסות כבר לא טובלים בפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קצה P10 פיפטה, DNA פיפטה (בריכוז של 1 מיקרוגרם / μl) מדולל עם 20% ירוקים מהר על פני השטח של אזור מיקוד של הפרוסה. 20% ירוקים מהיר מבטיחים פתרון ה- DNA צמיג ומונעים להחריד פיזור רחב של DNA. להוסיף כ 5 DNA μl פתרון ירוק מהיר / לכל פרוסה (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הקתודה מעל רצוי רקמות ממוקדות וelectroporate עם 3 x 10 V, 10 פעימות משך msec. יש להימנע ממגע ישיר של הקתודה עם הרקמה. במקום זאת, לנצל את מתח של נוזל משטח לשמור מוליכות (מקום הקתודה הקרובה לרקמה ככל האפשר מבלי לגעת ברקמה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על משלוח DNA וelectroporation לאזורים מרובים של EGL על כל פרוסה המוח הקטן בודדת כרצויה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם השלמת electroporation, inse תרבות העברהRT 30 מ&quot;מ צלחת פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכל תרבות, להוסיף 1 מיליליטר של מדיום התרבות המחומם מראש (Basal נשר בינוני, 0.5% (w / v) D - (+) - גלוקוז, 1% תוספת B27, 2 מ&quot;מ L- גלוטמין, 100 U / פניצילין מיליליטר, 100 מיקרוגרם / סטרפטומיצין מיליליטר) מתחת להוספת התרבות כך שהוספת התרבות היא במגע עם מדיום, אבל פרוסות לא טובלת בזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה תרבויות על 37 מעלות צלזיוס / 6% CO 2 עד 3 ימים. להחליף את כל מדיום התרבות כל שעות 24 עם מדיום מראש חימם טרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות התרבות, לתקן פרוסות בתרבות מוסיפה לשעה 1 בparaformaldehyde 4% (או O / N ב 4 ° C) בצלחת 30 מ&quot;מ טרי ללא תקשורת ותרבות. </li></ol> 4. הדמיה של המוח הקטן Slices <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות קיבעון, לשטוף פרוסות 3 פעמים במשך 5 דקות בPBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות סכין גילוח, לנתח כל פרוסה המוח הקטן electroporated ותרבותי מלהכניס התרבות על ידי חיתוך סביב פרוסה והסרת פרוסה והאזור של הכנס הוא דבקו. לַעֲשׂוֹתלא תנסה להסיר פרוסה מהמשטח להכניס התרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוסות הר בכ 1 מיליליטר של מדיום הרכבה המכיל DAPI (אם רוצה) תחת טיפול לוקח coverslip לא להכניס בועות, ותמונה באמצעות מיקרוסקופיה confocal לייזר סריקה. הערה: יכולים להיות מגוונים פרמטרים הדמיה על פי המבנים electroporated, ולפי שיקול דעתו של המשתמש הבודד. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הפרוטוקול דיווח כאן מתאר שיטה לנתח, electroporating וculturing פרוסות של המוח הקטן יום 14 עוברי מהחומוס. פרוטוקול זה מאפשר מיקוד של electroporation לאזורים קטנים מוקד של EGL, כוללים מיקוד מבודד של אונות המוח הקטן בודדות. הוא מאפשר ניתוח והדמיה גנטיים ברזולוציה גבוהה ונוחות, ובמחיר נמוך בה?...

המוח הקטן יושב בקצה הקדמי של המוח האחורי, והוא אחראי לאינטגרציה של עיבוד חושי ומוטורי במוח הבוגר, כמו גם ויסות תהליכים קוגניטיביים גבוהים יותר 1. ביונקים וציפורים, ברשותה מורפולוגיה משוכללת וfoliated בכבדות, מוצר של הגברה מעבר הנרחבת של אבות במהלך פיתוח שמייצר יותר ממחצית תאי העצב במוח הבוגר. המוח הקטן היה נושא של לימודים לneurobiologists במשך מאות שנים ובעידן המולקולרי כמו כן זכה לתשומת לב משמעותית. זה מתייחס לא רק לביולוגיה מעניינת מיסודה, אלא גם לעובדה שהוא מעורב בכבדות במחלות של בני אדם כוללים הפרעות גנטיות התפתחותיים כגון הפרעות ספקטרום האוטיסטי 2 והבולטת ביותר בסרטן במוח הקטן, מדולובלסטומה 3, המהווה את המוח בילדים הנפוץ ביותר גידול. חשוב לציין, זה מערכת מודל מצוינת בתוך &quot;שich ללמוד הקצאת גורל וneurogenesis במהלך התפתחות מוח 4. בשנים האחרונות, יש לו גם הוקם כמערכת מודל למחקר ההשוואתי של התפתחות המוח, בשל המגוון העצום של צורות המוח הקטן ראו על פני תולדות הגזע חוליות 5-10. המוח הקטן מתפתח ממחצית הגב של 1 rhombomere במוח האחורי והתפתחותית 11 מורכב משתי אוכלוסיות עיקריות אב, שפת rhombic ואזור חדרית. שפת rhombic משתרעת סביב אזור הגב של neuroepithelium של המוח האחורי בגבול עם צלחת הגג. זה הוא מקום הולדתו של הנוירונים מעוררים glutamatergic של המוח הקטן 12-14. אזור חדרית מוליד נוירונים המעכבים GABAergic המוח הקטן, בולט ביותר נוירונים פורקינג הגדולים 14,15. בהמשך פיתוח (מיום העוברי על 13.5 בעכבר; E6 בחומוס 16), ProGen glutamatergicitors להעביר בעקיפין משפת rhombic וליצור שכבת pial של אבות: אזור אב המשני נקרא השכבה החיצונית גרגיר (EGL). זה שכבה זו שעוברת הגברה המעבר הנרחבת שמובילה למספרים של נוירונים גרגיר הענק שנמצאו במוח הבוגר. הפצת נשק בEGL נקשר ארוכה למיקום תת-pial שנובע מהגירה משיקה משפת rhombic 17, עם המעבר ליציאת מחזור התא והתמיינות עצבית של אבות להיות קשורה עם יציאתם מהשכבה החיצונית EGL למרכז EGL 18. הגירה משיקה נרחבת של תאי גרגיר לאחר mitotic בציר המדיאלי-רוחב מתרחשת באמצע וEGL הפנימי 19, לפני הגירת רדיאלי סופית לשכבה הפנימית של גרגיר קליפת המוח הקטן הבוגרת. הגירה של תאים משפת rhombic על פני השטח של המוח הקטן תלויה באיתות CXCL12 מפיא 20-22 </sup&gt; ותאי גרגיר להביע קולט CXCL12 CXCR4. ההגירה משיקה שלהם היא בכך מזכיר את זו של בעקיפין neocortical הנודד אוכלוסיות interneuron מעכבות 23-25. מסקרן, מחקרים מיקרוסקופיים אלקטרונים 17 הראו כי תאי EGL עם מורפולוגיה שגשוג לשמור על קשר pial, מקשר התנהגות תא עם יכולת שגשוג באופן המזכיר את האבות הבסיסיים של קליפת המוח היונקים 26. הדבר בא לידי ביטוי בריבוד האמור של EGL לשלוש בתת-השכבות שמוגדרים על ידי סביבה תאית שונה ובו יש לי מבשרי גרגיר ביטוי גנים שונים חתימות 18. התפשטות של אבות בoEGL מתרחשת בהתפלגות נורמלית של גדלי שיבוט כזה שכאשר אבותיהם בנפרד כותרת גנטית בסוף ההתפתחות עוברית בעכבר, הם להצמיח ממוצע חציון של 250-500 גר &#39;postmitoticנוירונים ranule 27,28. הפצת הנשק תלויה באיתות שהשש mitogenic מבסיס תאי פורקינג &#39;29-32. היכולת להגיב שלשש הוכחה להיות תלוי לחלוטין על ביטוי אוטונומי תא של גורם שעתוק Atoh1, הן במבחנה 33 וin vivo 34,35. כמו כן, יציאת מחזור התא והתמיינות הוכחה להיות תלוי בביטוי של גורם השעתוק במורד הזרם NeuroD1 36, שעשוי מדכאים ישירים של Atoh1 37. למרות התקדמות זו, וקידום רב בפענוח הבסיס הביולוגי של תא יציאת מחזור תא 38-42, המנגנון הבסיסי המולקולרי (ים) שעומד בבסיס ההחלטה ליציאה ממחזור התא ולעבור מאב לנוירון הבחנה, ו הגירה הנלווית postmitotic משיקה בEGL הפנימי, כמו גם את המתג מאוחר יותרלהגירה רדיאלי, יישאר חלקי הבין. זה הוא בגלל חוסר היכולת להשתלט הניסיונית של EGL במידה רבה: זה מאוחר פיתוח, וקשה למקד גנטי שכן רב מאותו המקור עצבי המולקולות חיוניות גם קודם לכן בחייו של מבשרי גרגיר בשפת rhombic. כדי להתגבר על בעיה זו, מחברים רבים פיתחו in vivo וelectroporation vivo לשעבר כשיטת למקד המוח הקטן שלאחר הלידה במכרסמים 43-48. הנה, אנחנו חלוצים שימוש electroporation vivo לשעבר בחומוס ללמוד EGL, המייצג את היתרונות משמעותיים במונחים של עלות ונוחות. השיטה של electroporation והתרבות הפרוסה vivo לשעבר של רקמת המוח הקטן אפרוח שלנו משתמשת ברקמה גזור מיום עוברי 14 אפרוחים בשיא התפשטות EGL. שיטה זו מאפשרת מיקוד גנטי של EGL עצמאי של שפת rhombic ויהיה להגדיר את הבמה לנתיחה גנטית של המעבר מגרגיראב לנוירון גרגיר postmitotic במוח הקטן.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">McIlwain tissue chopper</td>
			<td style="width:71px;">Mickle Laboratory Engineering Ltd</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Cut at 300&#956;m for best results.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Basal Medium Eagle (Gibco)</td>
			<td style="width:71px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">41010-026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">L-glutamine</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">penicillin/streptomycin</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P4333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">0.4&#956;m culture insert</td>
			<td style="width:71px;">Millipore</td>
			<td>PICM0RG50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TSS20 Ovodyne electroporator&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Intracel</td>
			<td style="width:119px;">01-916-02</td>
			<td>Use 3x10v, 10ms pulses for electroporation.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex vivo culture of chick cerebellar slices and spatially targeted electroporation of granule cell precursors

השכבה החיצונית של המוח הקטן גרגיר (EGL) היא האתר של ההגברה המעבר הגדולה ביותר במוח המתפתח, ומודל מצוין לחקר התפשטות והבחנה עצביות. בנוסף, שינויים אבולוציוניים של יכולת שגשוגה היו אחראים להרחבה הדרמטית של גודל המוח הקטן באמניוטים, מה שהופך את המוח הקטן מודל מצוין ללימודי Evo-Devo של מוח החוליות. תאים המרכיבים את EGL, אבות גרגיר המוח הקטן, גם מייצגים תא משמעותי ממוצא למדולובלסטומה, גידול העצבי בילדים הנפוץ ביותר. בעקבות הגברה מעבר, מבשרי גרגיר להעביר רדיאלית לשכבת גרגרים הפנימית של המוח הקטן שבו הם מייצגים את האוכלוסייה העצבית הגדולה ביותר במוח של היונקים הבוגר. בחומוס, השיא של התפשטות EGL מתרחש לקראת סוף השבוע של הריון השני. על מנת למקד את השינוי גנטי לשכבה זו בהשיא של שגשוג, שפיתחנו שיטה למניפולציה גנטית דרך electroporation vivo לשעבר של פרוסות המוח הקטן מעובר חומוס עוברי יום 14. שיטה זו משחזרת כמה היבטים חשובים של in vivo פיתוח נוירון גרגיר ויהיה שימושי ביצירת הבנה מעמיקה של התפשטות תאי גרגיר המוח הקטן ובידול, ולכן פיתוח של המוח הקטן, אבולוציה ומחלה.

סעיף זה ממחיש דוגמאות של תוצאות שניתן להשיג באמצעות electroporation פרוסה ותרבות של המוח הקטן מחומוס יום 14 עוברי. הנתיחה של המוח הקטן מודגמת באיור 1 ותא electroporation הקים מוצג באיור 2. אנחנו מראים שזה אפשרי לelectroporate והצלחת פרוסות המוח הקטן תרבו...

Watch this Scientific Journal Video about Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors at JoVE.com

Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors

השכבה החיצונית של המוח הקטנה הגרגר היא האתר של ההגברה המעבר הגדולה ביותר במוח המתפתח. כאן, אנו מציגים פרוטוקול למקד שינוי גנטי לשכבה זו בשיאו של שגשוג באמצעות vivo electroporation והתרבות של פרוסות המוח הקטן לשעבר מעובר חומוס עוברי יום 14.

אקס תרבות Vivo של פרוסות המוח הקטן אפרוח וממוקד מרחבית Electroporation של מבשרי תא גרגיר

The cerebellar external granule layer (EGL) is the site of the largest transit amplification in the developing brain, and an excellent model for studying ...

ex-vivo-culture-chick-cerebellar-slices-spatially-targeted

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors

9.2K Views.  King's College London.  השכבה החיצונית של המוח הקטנה הגרגר היא האתר של ההגברה המעבר הגדולה ביותר במוח המתפתח. כאן, אנו מציגים פרוטוקול למקד שינוי גנטי לשכבה זו בשיאו של שגשוג באמצעות vivo electroporation והתרבות של פרוסות המוח הקטן לשעבר מעובר חומוס עוברי יום 14. 

Video: Ex Vivo Culture of Chick Cerebellar Slices and Spatially Targeted Electroporation of Granule Cell Precursors

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying the biology of retinal neurons, particularly photoreceptors. The applications of this system go beyond basic research, as they can easily be adapted to high throughput technologies for drug development. However, genetic manipulation of retinal photoreceptors in these cultures has proven to be very challenging, posing an important limitation to the usefulness of the system. We have recently developed and validated an ex&#160;ovo plasmid electroporation technique that increases the rate of transfection of retinal cells in these cultures by five-fold compared to other currently available protocols1. In this method embryonic chick eyes are enucleated at stage 27, the RPE is removed, and the retinal cup is placed in a plasmid-containing solution and electroporated using easily constructed custom-made electrodes. The retinas are then dissociated and cultured using standard procedures. This technique can be applied to overexpression studies as well as to the downregulation of gene expression, for example via the use of plasmid-driven RNAi technology, commonly achieving transgene expression in 25% of the photoreceptor population. The video format of the present publication will make this technology easily accessible to researchers in the field, enabling the study of gene function in primary retinal cultures. We have also included detailed explanations of the critical steps of this procedure for a successful outcome and reproducibility.

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

Embryonic chick retinal cell cultures constitute valuable tools for the study of photoreceptor biology. We have developed an efficient gene transfer technique based on ex&#160;ovo plasmid electroporation of the retinas prior to culture. This technique considerably increases transfection efficiencies over currently available protocols, making genetic manipulation feasible for this system.

העברה יעילה ג&#39;ין בצ&#39;יק הרשתיות לסלולריים יסודי לימודי תרבות:<em&gt; אקס-אוב</em&gt; גישת Electroporation

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying ...

Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos model organisms, such as the chicken, are often used. The chicken is an excellent model organism due to its low cost and minimal maintenance, however they present observational challenges because they are enclosed in an opaque eggshell. In order to properly view the embryo as it develops, the shell must be windowed or removed. Both windowing and ex ovo techniques have been developed to assist researchers in the study of embryonic development. However, each of the methods has limitations and challenges. Here, we present a simple, optimized ex ovo culture technique for chicken embryos that enables the observation of embryonic development from stage HH 19 into late stages of development (HH 40), when many organs have developed. This technique is easy to adopt in both undergraduate classes and more advanced research laboratories where embryo manipulations are conducted.

Optimized Ex-ovo Culturing of Chick Embryos to Advanced Stages of Development

Viewing and accessing the chicken embryo during development can be challenging. We have developed an ex ovo method that is simple, cost effective, and can easily be used in a classroom or research setting. This method provides access to the embryo into late stages of embryonic development (HH 40).

מותאם באופן מיטבי<em&gt; Ex-אובו</em&gt; Culturing של Chick עוברים לשלבים מתקדמים של פיתוח

Research in anatomy, embryology, and developmental biology has largely relied on the use of model organisms. In order to study development in live embryos ...

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical and molecular methods provides information of potential target genes and signaling pathways. To further elucidate specific regulatory mechanisms requires a system allowing the manipulation of only a small number of cells of a specific tissue by either overexpression, ablation or re-introduction of specific genes and follow their fate during development. To achieve this ex utero electroporation of hippocampal structures, especially the dentate gyrus, followed by organotypic slice culture provides such a tool. Using this system to generate mosaic deletions allows determining whether the gene of interest regulates cell-autonomously developmental processes like progenitor cell proliferation or neuronal differentiation. Furthermore it facilitates the rescue of phenotypes by re-introducing the deleted gene or its target genes. In contrast to in utero electroporation the ex utero approach improves the rate of successfully targeting deeper layers of the brain like the dentate gyrus. Overall ex utero electroporation and organotypic slice culture provide a potent tool to study regulatory mechanisms in a semi-native environment mirroring endogenous conditions.

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

Ex הרחם Electroporation וOrganotypic Slice תרבות של רקמות העכבר בהיפוקמפוס

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical ...

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head and heart progenitor cell development with pharyngeal arches (also known as branchial arches) ex vivo. Using this method, we have recently described that the second pharyngeal arch contains self-renewing heart progenitors and serves as a microenvironment for expansion of the progenitors during mouse heart development. The progenitor cells remain undifferentiated and expansive inside the arch, but quickly become functional cardiomyocytes as they migrate out of the arch. We also reported that first pharyngeal arch contains muscle progenitors giving rise to myotubes after leaving the arch. Here, we demonstrate the procedure for the dissection and ex vivo culture of first and second pharyngeal arches from developing mouse embryos. The method enables one to study head and heart progenitor/muscle development, including cardiomyocyte and myotube formation in detail ex vivo.

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

Here, we present a protocol to culture pharyngeal arches to study the biology of heart and muscle progenitor cells and their microenvironment.

אקס תרבות Vivo של בלוע קשתות לחקר תאי אב לב ושרירים והנישה שלהם

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head ...

Forward Genetic Approach to Uncover Stress Resistance Genes in Mice &#8212; A High-throughput Screen in ES Cells

Phenotype-driven genetic screens in mice is a powerful technique to uncover gene functions, but are often hampered by extremely high costs, which severely limits its potential. We describe here the use of mouse embryonic stem (ES) cells as surrogate cells to screen for a phenotype of interest and subsequently introduce these cells into a host embryo to develop into a living mouse carrying the phenotype. This method provides (1) a cost effective, high-throughput platform for genetic screen in mammalian cells; (2) a rapid way to identify the mutated genes and verify causality; and (3) a short-cut to develop mouse mutants directly from these selected ES cells for whole animal studies. We demonstrated the use of paraquat (PQ) to select resistant mutants and identify mutations that confer oxidative stress resistance. Other stressors or cytotoxic compounds may also be used to screen for resistant mutants to uncover novel genetic determinants of a variety of cellular stress resistance.

Forward Genetic Approach to Uncover Stress Resistance Genes in Mice &amp;#8212; A High-throughput Screen in ES Cells

Stress resistance is one of the hallmarks for longevity and is known to be genetically governed. Here, we developed an unbiased high-throughput method to screen for mutations that confer stress resistance in ES cells with which to develop mouse models for longevity studies.

גישה גנטית קדימה ללחשוף גני התנגדות מתח בעכברים - מסך תפוקה גבוהה בתאי גזע עובריים

Phenotype-driven genetic screens in mice is a powerful technique to uncover gene functions, but are often hampered by extremely high costs, which severely ...

Epicardial Outgrowth Culture Assay and Ex Vivo Assessment of Epicardial-derived Cell Migration

A single layer of epicardial cells lines the heart, providing paracrine factors that stimulate cardiomyocyte proliferation and directly contributing cardiovascular progenitors during development and disease. While a number of factors have been implicated in epicardium-derived cell (EPDC) mobilization, the mechanisms governing their subsequent migration and differentiation are poorly understood. Here, we present in vitro and ex vivo strategies to study EPDC motility and differentiation. First, we describe a method of obtaining primary epicardial cells by outgrowth culture from the embryonic mouse heart. We also introduce a detailed protocol to assess three-dimensional migration of labeled EPDC in an organ culture system. We provide evidence using these techniques that genetic deletion of myocardin-related transcription factors in the epicardium attenuates EPDC migration. This approach serves as a platform to evaluate candidate modifiers of EPDC biology and could be used to develop genetic or chemical screens to identify novel regulators of EPDC mobilization that might be useful for cardiac repair.

Epicardial Outgrowth Culture Assay and Ex Vivo Assessment of Epicardial-derived Cell Migration

Here, we describe methods for isolating primary mouse epicardial cells by an outgrowth culture assay and assessing the functional migration of epicardial-derived cells (EPDC) using an ex vivo heart culture system. These protocols are suitable for identifying genetic and chemical modulators of epicardial epithelial-to-mesenchymal transition (EMT) and motility.

Epicardial תולדת תרבות Assay ו<em&gt; Ex Vivo</em&gt; הערכה של נדידת תאים שמקורם Epicardial

A single layer of epicardial cells lines the heart, providing paracrine factors that stimulate cardiomyocyte proliferation and directly contributing ...

Clonal Analysis of Embryonic Hematopoietic Stem Cell Precursors Using Single Cell Index Sorting Combined with Endothelial Cell Niche Co-culture

The ability to study hematopoietic stem cell (HSC) genesis during embryonic development has been limited by the rarity of HSC precursors in the early embryo and the lack of assays that functionally identify the long-term multilineage engraftment potential of individual putative HSC precursors. Here, we describe methodology that enables the isolation and characterization of functionally validated HSC precursors at the single cell level. First, we utilize index sorting to catalog the precise phenotypic parameter of each individually sorted cell, using a combination of phenotypic markers to enrich for HSC precursors with additional markers for experimental analysis. Second, each index-sorted cell is co-cultured with vascular niche stroma from the aorta-gonad-mesonephros (AGM) region, which supports the maturation of non-engrafting HSC precursors to functional HSC with multilineage, long-term engraftment potential in transplantation assays. This methodology enables correlation of phenotypic properties of clonal hemogenic precursors with their functional engraftment potential or other properties such as transcriptional profile, providing a means for the detailed analysis of HSC precursor development at the single cell level.

Here we present methodology for the clonal analysis of hematopoietic stem cell precursors during murine embryonic development. We combine index sorting of single cells from the embryonic aorta-gonad-mesonephros region with endothelial cell co-culture and transplantation to characterize the phenotypic properties and engraftment potential of single hematopoietic precursors.

ניתוח המשובטים של תא גזע Hematopoietic מבשרי באמצעות אינדקס תא בודד מיון משולב עם תאי אנדותל נישה תרבות משותפת

The ability to study hematopoietic stem cell (HSC) genesis during embryonic development has been limited by the rarity of HSC precursors in the early ...

CRISPR-mediated Loss of Function Analysis in Cerebellar Granule Cells Using In Utero Electroporation-based Gene Transfer

Brain malformation is often caused by genetic mutations. Deciphering the mutations in patient-derived tissues has identified potential causative factors of the diseases. To validate the contribution of a dysfunction of the mutated genes to disease development, the generation of animal models carrying the mutations is one obvious approach. While germline genetically engineered mouse models (GEMMs) are popular biological tools and exhibit reproducible results, it is restricted by time and costs. Meanwhile, non-germline GEMMs often enable exploring gene function in a more feasible manner. Since some brain diseases (e.g., brain tumors) appear to result from somatic but not germline mutations, non-germline chimeric mouse models, in which normal and abnormal cells coexist, could be helpful for disease-relevant analysis. In this study, we report a method for the induction of CRISPR-mediated somatic mutations in the cerebellum. Specifically, we utilized conditional knock-in mice, in which Cas9 and GFP are chronically activated by the CAG (CMV enhancer/chicken &#223;-actin) promoter after Cre-mediated recombination of the genome. The self-designed single-guide RNAs (sgRNAs) and the Cre recombinase sequence, both encoded in a single plasmid construct, were delivered into cerebellar stem/progenitor cells at an embryonic stage using in utero electroporation. Consequently, transfected cells and their daughter cells were labeled with green fluorescent protein (GFP), thus facilitating further phenotypic analyses. Hence, this method is not only showing electroporation-based gene delivery into embryonic cerebellar cells but also proposing a novel quantitative approach to assess CRISPR-mediated loss-of-function phenotypes.

CRISPR-mediated Loss of Function Analysis in Cerebellar Granule Cells Using In Utero Electroporation-based Gene Transfer

Conventional loss-of-function studies of genes using knockout animals have often been costly and time-consuming. Electroporation-based CRISPR-mediated somatic mutagenesis is a powerful tool to understand gene functions in vivo. Here, we report a method to analyze knockout phenotypes in proliferating cells of the cerebellum.

בתיווך CRISPR אובדן ניתוח פונקציה גרגר אסטרוציטומה תאים באמצעות בתוך הרחם מבוסס-אלקטרופורציה את ההעברה של ג'ין

Brain malformation is often caused by genetic mutations. Deciphering the mutations in patient-derived tissues has identified potential causative factors ...

Ex Vivo Perfusion of the Rodent Placenta

The placenta is a key organ during pregnancy that serves as a barrier to fetal xenobiotic exposure and mediates the exchange of nutrients for waste. An assay is described here to perfuse an isolated rat placenta and evaluate the maternal-to-fetal translocation of xenobiotics ex vivo. In addition, the evaluation of physiological processes such as fluid flow to the fetus and placental metabolism may be conducted with this methodology. This technique is suitable for evaluating maternal-to-fetal kinetics of pharmaceutical candidates or environmental contaminants. In contrast to current alternative approaches, this methodology allows the evaluation of the isolated maternal-fetal vasculature, with the systemic neural or immune involvement removed, allowing any observed changes in physiological function to be attributable to local factors within the isolated tissue.

Here is presented a protocol of ex vivo maternal-fetal vascular perfusion to enable the administration of a test article into maternal vasculature and to evaluate placental transfer of xenobiotic particles or pharmacological agents in addition to alterations in placental physiology.

לשעבר Vivo Perfusion של השליה מכרסם

The placenta is a key organ during pregnancy that serves as a barrier to fetal xenobiotic exposure and mediates the exchange of nutrients for waste. An ...

Electroporation Method for In Vivo Delivery of Plasmid DNA in the Adult Zebrafish Telencephalon

Electroporation is a transfection method in which an electrical field is applied to cells to create temporary pores in a cell membrane and increase its permeability, thereby allowing different molecules to be introduced to the cell. In this paper, electroporation is used to introduce plasmids to ependymoglial cells, which line the ventricular zone of the adult zebrafish telencephalon. A fraction of these cells shows stem cell properties and generates new neurons in the zebrafish brain; therefore, studying their behavior is essential to determine their roles in neurogenesis and regeneration. The introduction of plasmids via electroporation enables long-term labeling and tracking of a single ependymoglial cell. Furthermore, plasmids such as Cre recombinase or Cas9 can be delivered to single ependymoglial cells, which enables gene recombination or gene editing and provides a unique opportunity to assess the cell&#8217;s autonomous gene function in a controlled, natural environment. Finally, this detailed, step-by-step electroporation protocol is used to obtain successful introduction of plasmids into a large number of single ependymoglial cells.

Presented here is an electroporation method for plasmid DNA delivery and ependymoglial cell labeling in the adult zebrafish telencephalon. This protocol is a quick and efficient method to visualize and trace individual ependymoglial cells and opens up new possibilities to apply electroporation to a broad range of genetic manipulations.

שיטת אלקטרופורציה לVivo משלוח של דנ א פלמיד בוגרים בדג טלנצאלון

Electroporation is a transfection method in which an electrical field is applied to cells to create temporary pores in a cell membrane and increase its ...