Name: long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry at JoVE.com

This work was supported by the National Institutes of Health (NIH/NHLBI) [Grant no. HL114869] and the support from UTHSC to SM.

הצהרה אתיקה: כל הנהלים בעלי חיים המוזכרים המאמר וידאו זה היו נבדקה ואושרה על ידי טיפול בבעלי חיים ועדת שימוש (IACUC) באוניברסיטת מרכז המדע טנסי הבריאות. הערה: השתמש מכשירים המיקרו-כירורגיה סטרילי לאורך כל ההליך הכירורגי. מכשירי ניתוח עשויים להיות מעוקר ניצול מעקר אינפרא אדום בטמפרטורת חיטוי אופטימלית של 1,500 ° F (815.6 מעלות צלזיוס). Telemeters ניתן לעשות שימוש חוזר, עם זאת, לפני הכנסתו בשנת החיה לוודא לעקר את המשדר כולו בהתאם להוראות היצרן וכי קצה הצנתר כבר ומלא עם ג&#39;ל מיוחד המסופק על ידי היצרן. 1. בחיות מעבדה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבל אישור IACUC עבור כל הניסויים אשר יבוצעו. התייעצות עם מוסדיים IACUC מומלץ מאוד בנוגע לדרישות לשימוש כאבים שלאחר הניתוח לאחר הליך זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את החיות גחדרי שבשליטת limate בעל טמפרטורת סביבה של 21 מעלות צלזיוס, 60% לחות יחסית, ואת מחזור אור כהה 12-hr עם גישה חופשית למזון ומים. הערה: מכיוון שהגוף העכבר צריך להתאים את החללית טלמטריה (approximatively 1 ס&quot;מ קוטר x 2 ס&quot;מ), עדיף להשתמש בעכברים השוקלים 20 גרם או יותר. </li></ol> 2. הרדמה והכנה Operative <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכבר באמצעות סולם דיוק ולהקליט את משקלו. הקפד להתמודד עם החיה בעדינות ובשקט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה לתוך תא אינדוקציה ולסגור אותו. גדר קצב זרימת חמצן ברמה של 0.5 ליטר / דקה ולהגדיר ריכוז isoflurane ב 4 - 5%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר העכבר מאבד את הכרתו, למקם אותה על צלחת התחממות גוף נשמרה ב 36 - 37 מעלות צלזיוס. לשמור על הרדמה באמצעות nosecone עם סט isoflurane ב -2% (לשמור על קצב הזרימה ב 0.5 L / min). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את אזורי פעולה על ידי הסרת השיער מהחלק האחורי של הצוואר tהוא היבט הגחון של הצוואר על ידי החלת קרם להסרת שיער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פנק את אתר החתך עם 3 בקשות של שיחים כירורגית (פתרון בבטאדין) לסירוגין עם אלכוהול איזופרופיל 70%. </li></ol> 3. כירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר במצב שכיבה. בדוק רפלקסים על ידי צובט את הרגל, ולהתאים הרדמה עד שאין תגובה. עושים חתך קו האמצע כ 1 ס&quot;מ מתחת לצוואר של העכבר באמצעות אזמל. בצד השמאלי של החתך ליצור מרחב תת עורית על ידי הפרדת העור בקפידה מתוך רקמת חיבור הבסיסית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את העכבר, ולהשתמש אזמל לעשות חתך בעור של כ 1.5 ס&quot;מ בצד שמאל הגבי מאחורי עצם השכם. צור בכיס תת עורית לאורך האגף של חיה גדולה מספיק כדי להכיל את התקן. הכנס את המשדר לכיס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מהדק hemostat קטן חתך הלוך לתמרן אותו מתחת לעור לכיוון הקדמיפתיחת צוואר. באמצעות מהדק hemostat מוכנס, לתפוס בעדינות צינור פוליאתילן רעיל (4 ס&quot;מ אורך x 1 מ&quot;מ ID). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את hemostat חזרה דרך המנהרה את חתך לרוחב בחלק האחורי עד בצינור שבולט משני חתך בבטן ועל הגב, לשחרר את הצינור מתוך hemostat. מאחור, הכנס את חיישן קטטר לתוך הצינור למנהרת קצה הקטטר חישת לחץ דרך הצוואר. מתוך קדמי הצוואר, למשוך ולהסיר את צינור פוליאתילן לסגור את החתך הגבה באמצעות קליפים מתכת. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד בזהירות את בלוטות mandibular באמצעות applicators טיפ גפן סטרילי לסגת בלוטת mandibular שמאל באמצעות וו ושהייה אלסטי. באמצעות קנס שקצו מלקחיים מעוקלים, לאתר את העורק הראשי בצדו השמאלי של קנה הנשימה. שמור את האתר כירורגית סטרילית ידי הצבת ואבטחת וילון סטרילית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לבודד את הכלי מן הרקמה הסובבת בעדינות להפריד אתהעצב התועה (לבנבן בצבע) כי הוא לאורך עורק התרדמה מן העורק. היזהר שלא לחתוך או נזק עצבי או העורק. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבור שלוש חתיכות של לא נספגים 7-0 תפר מתחת לקטע עורק התרדמה מבודד. לקשור את תפר גולגולתי לסגור את זרימת הדם. משוך את התפר קרוב עצם החזה כדי לחסום זמני של זרימת דם מאבי העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך קשר רופף באמצעות התפר באמצע. זה ישמש כדי לאבטח את הקטטר הספינה. חותכים חתך קטן לתוך העורק בין הגולגולת ואת התפרים sternal באמצעות מיקרו מספריים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את הקטטר עם מלקחי cannulation כלי מיוחדים, נזהר שלא לסחוט את הקטטר כדי למנוע אובדן ג&#39;ל מן החללית. בעדינות, לתפוס את העורק עם מלקחי פינצטה בסדר קצה מעוגל, לאחזר את הקטטר, ולהכניס אותו הספינה דרך החתך הקטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הדקו את הצומת תפר באמצע סביב עורק בעדינות לקדם את החתולמכירה. משחררים בעדינות את תפר כי הוא הפרוקסימלי אל עצם החזה ולהמשיך לקדם את הקטטר אל אבי העורקים רוחבי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הסימן על קטטר שנותן מדד משוער של כמה רחוק את הקטטר צריך להיות מוכנס. לאחר הנקודה הוא הגיע, בעדינות להדק הן נמוך יותר התפר העליון סביב הקטטר. קטטר מאובטח על עורק הצוואר על ידי קשרי תפר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגירת החתך בעור עם תפר 5-0 שאינם נספגים. לאחר סגור, לאטום את החתך עם דבק רקמות. </li></ol> 4. מדידות Recovery ו- BP כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג בעלי חיים מקרוב לשובו של תנוחות נורמלי והתנהגויות. במהלך שיכוך כאבי ניהול &#39;תקופה של 24 שעות לאחר ניתוח עפ&quot;י הוראות על ידי וטרינר צוות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר החיות התאוששו (5 - 7 ימים לאחר הניתוח), לשכן אותם בנפרד בכלוב עכבר רגיל מונח על גבי צלחת מקלט טלמטריה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובבו את TR מושתלansmitters &quot;על&quot; ו &quot;off&quot; באמצעות מכשיר מגנטי ממוקם קרוב בקצרה את החיה מן מחוץ לכלוב. </li></ol>

<ol>
	<li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States:+comparative+risk+assessment+of+dietary,+lifestyle,+and+metabolic+risk+factors.">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058 (2009).</li><li>Dornas, W. C., Silva, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+the+study+of+arterial+hypertension.">Animal models for the study of arterial hypertension.</a> J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).</li><li>Henze, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+alterations+in+heart+rate+variability,+baroreflex+sensitivity,+and+anxiety-like+behaviors+during+development+of+heart+failure+in+the+rat.">Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).</li><li>Hoffmann, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+tempol+prevents+hypertension,+proteinuria,+and+poor+feto-placental+outcomes+in+BPH/5+mouse+model+of+preeclampsia.">Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia.</a> Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).</li><li>Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+hypertension:+an+overview.">Animal models of hypertension: an overview.</a> J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).</li><li>Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+experimental+hypertension+in+mice.">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li><li>Vatner, S. F., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+control+mechanisms+in+the+conscious+state.">Cardiovascular control mechanisms in the conscious state.</a> N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arterial+Pressure+Monitoring+in+Mice.">Arterial Pressure Monitoring in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).</li><li>Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+simultaneous+measurement+of+mouse+systolic+arterial+blood+pressure+by+radiotelemetry+and+tail-cuff+methods.">Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).</li><li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+humans+and+experimental+animals.+Part+2:+Blood+pressure+measurement+in+experimental+animals:+a+statement+for+professionals+from+the+subcommittee+of+professional+and+public+education+of+the+American+Heart+Association+council+on+high+blood+pressure+research.">Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research.</a> Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).</li><li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+animals:+summary+of+an+AHA+scientific+statement+from+the+Council+on+High+Blood+Pressure+Research,+Professional+and+Public+Education+Subcommittee.">Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

רדיו-טלמטריה מושתלת השתפרה באופן משמעותי בעשור האחרון; גודל חללית קטן הופך את השתל פחות טראומטי עבור החיה, חיי סוללה ממושכים עוזרים להפחית את העלויות, ותדרי מַד מֶרְחָק עצמאיים למנוע crosstalk בין מקלטים. טלמטריה נחשב המדינה- of-the-art שיטה לאיסוף מגוון רחב של פרמטרים פיזיול...

יתר לחץ דם הוא אחד מגורמי הסיכון העיקריים למחלות לב וכלי דם, ניתן לטעון שזה בעיה בריאותית ציבורית גדולה הן במדינות מפותחות ומתפתחות 1. במודלים של בעלי חיים כמה לחץ דם ניסיוני פותחו לחקות תגובות יתר לחץ דם כמו אלה שנצפו אצל בני אדם 2. בין היתר, את העכבר אמבולטורי מייצג מודל מצוין ללמוד את ספר בראשית ואת ההתקדמות של יתר לחץ דם המאפשר בניתוח vivo של התוצאות של חשיפה כרונית ליתר לחץ דם. לחץ דם (BP) ניטור בעכברים סייע לחוקרים לפענח מספר מנגנונים המעורבים בתחום הפיזיולוגיה פתופיזיולוגיה של מחלות כגון כשל יתר לחץ דם ולב 3, 4. ואכן, מניפולציה של גנום העכבר מותר דור מהונדס או מודלים במיקוד הגן מתאים ללימוד יתר לחץ דם 5, 6. עם זאת, אפילו מניפולציה עדינהשל עכברים מודעים גורם ריגושים שיכולים להציג ממצאים פוטנציאליים במהלך רכישת נתונים, תוך שימוש הרגעה או כדורי הרגעת הערכה משפיע לחץ דם 7. היבטים אלה חשובים במיוחד וחייב להילקח בחשבון כאשר מנסים ניטור BP לטווח ארוך. ישנן מספר דרכים כדי להקליט BP בעכברים, וכן השוואה בין הטכניקות הנפוצות ביותר הזמינים כיום נדונה במקום אחר 8, 9. עם זאת, המלצות AHA למדידת BP למסקנה כי מדידת תוך עורקים של BP הם העדיפו בדרך כלל בגלל יכלו למדוד ישירות BP על פני תקופה ארוכה של זמן 10. רדיו-טלמטריה בשילוב עם מדידה ישירה של לחץ הדם הוא המדינה- of-the-art שיטה לניטור תפקודים פיזיולוגיים ב ער לנוע בחופשיות בחיות מעבדה תוך מזעור מתח וחפצים הקשורים לסביבה 9, 11.הרדיו-טלמטריה מציעה את היכולת לאסוף לחץ דם אוטומטי, קצב לב, טמפרטורת גוף ופעילות חיה מחיות מודעות מרובות. למרות מתודולוגיה זו הופכת לפופולרית מאוד במעבדות רבות, השתלת הרדיו-טלמטריה בעכברים יכולה להיות מאתגרת מבחינה טכנית. כאן אנו מראים צעד-אחר-צעד פרוטוקול הממחיש כיצד להשתיל מתמר לחץ בעכברים. הטכניקה כוללת החדרת תת עורית של החללית בגוף העכבר, לתעל את הקטטר לצוואר וקדימה ליד קשת אבי העורקים דרך עורק התרדמה השמאלי. נתונים מתועדים מרחוק מוצגים חיים על צג המחשב. נתונים מאוחסנים גם עבור &quot;off-line&quot; ניתוח.

<table><tbody><tr><td>Small animal anesthesia system</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>low-flow small animal anesthesia system</td></tr><tr><td>Pad warmer and mouse termometer</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>allows monitoring body temperature, and homeothermic control in small animals</td></tr><tr><td>Binocular Microscope</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>KSCXTS-1121</td><td>binocular body with boom stand pole and top LED</td></tr><tr><td>Hemostat Forceps</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750451</td><td>used to clamp blood vessels or tag sutures</td></tr><tr><td>Small metal Clips, 7 mm, Stainless Steel</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750344</td><td>used for skin closure</td></tr><tr><td>Betadine solution</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, USA</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% povidone iodine topical solution</td></tr><tr><td>Normal saline solution</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>needed for preventing tissue from drying.</td></tr><tr><td>Nair (Hair remover lotion)</td><td></td><td></td><td>needed for fur removal from the site of incision/surgery</td></tr><tr><td>Braide silk suture</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, USA</td><td></td><td>Size 5.0, 6.0, 7.0</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td></td><td>2716</td><td>70% ethanol for disinfection</td></tr><tr><td>Spring scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>for minor dissection</td></tr><tr><td>Scissors (angled to side)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>No. 3 handle</td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td></td><td>2976-0</td><td>No. 10</td></tr><tr><td>Forceps (curved)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Forceps (straight)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>for suturing</td></tr><tr><td>Fine needle nose Forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;Animal Health, Melville, New York, USA</td><td></td><td>a general inhalation anesthetic agent</td></tr><tr><td>Sterilizer</td><td>Benchmark Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, USA</td><td>B1000</td><td>sterilize surgical tools&amp;nbsp;in 5-10 seconds using infrared heating</td></tr><tr><td>Gauze Pads</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson, New Brunswick, NJ, USA</td><td>JJ8513</td><td>to use for wound cleaning, prepping, scrubbing or dressing</td></tr><tr><td>Telemetry Device</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td>DSI-PA-C10</td><td>to record blood pressure in freely moving mice</td></tr><tr><td>Telemetry receiver system&amp;nbsp; coumpled with a PC</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubing</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Meeting, PA USA</td><td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>Vessel Cannulation Forceps, 13 cm, 0.5 mm OD</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>special vessel cannulation forceps</td></tr><tr><td>Tissue adhesive</td><td>3M Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NAC No.:&amp;nbsp;11380041</td><td>use to close minor wounds, often eliminating the need for sutures and/or bandages</td></tr><tr><td>Weighing scale&amp;nbsp;</td><td></td><td>BB300</td><td>precision analytical laboratory balance</td></tr></tbody></table>

long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry

במהלך הפיתוח של סוכני vasoactive חדשים, ניטור לחץ דם העורקי הוא חיוני על מנת לאמוד את היעילות של התרופות החדשות המוצעות. ואכן, מחקר התמקדות לגילוי מטרות טיפוליות פוטנציאליות חדשות באמצעות עכברי שינוי גנטי שגרמו דורש הערכה אמינה, לטווח ארוך של הווריאציה בלחץ העורקי המערכתית. נכון לעכשיו, תקן הזהב עבור קבלת מדידות ארוכות טווח של לחץ דם בעכברים אמבולטורי משתמש רדיו-משדרים מושתלים, הדורשים cannulation העורק. טכניקה זו מבטלת את צורך קשירה, ריסון, או הרדמת החיות אשר מציגות מתח וחפץ במהלך דגימת נתונים. עם זאת, ניטור לחץ הדם העורקי בעכברים באמצעות צנתור יכול להיות מאתגר למדי בשל גודלו הקטן של העורקים. כאן אנו מציגים צעד אחר צעד מדריך כדי להמחיש את פסוקי מפתח קריטיים עבור השתלה תת עורית מוצלחת של משדרי רדיו ג עורק התרדמהannulation בעכברים. אנו גם דוגמאות של פעילות לחץ דם לזמן ארוך שנלקחו מעכברים לנוע בחופשיות לאחר תקופה של התאוששות לאחר ניתוח. בעקבות הליך זה יאפשר הקלטות לחצו דם ישיר אמינות מחיות מרובות בו זמנית.

נתונים אלו יכולים להירכש מרחוק על ידי כונס נכסים; עקבות הם דמיינו על מסך מחשב עבור בקרת איכות (איור 1 א). פרטים כגון זיהוי בעלי חיים, לחץ דם דיאסטולי, לחץ דם סיסטולי גם מוצגים (איור 1b). עורקי BP ניתן להקליט ברציפות (24/7), או עבור בפרקי זמן ?...

Watch this Scientific Journal Video about Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry at JoVE.com

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

מדידת לחץ דם לטווח ארוך בעכברים לנוע בחופשיות באמצעות טלמטריה

The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

long-term-blood-pressure-measurement-freely-moving-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

18.7K Views.  University of Tennessee Health Sciences Center. The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

Video: Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a manageable size and relatively easy to house. These factors, together with the availability of a wealth of spontaneous and experimentally induced mutants, make laboratory mice ideally suited to a wide variety of research areas.
In cardiovascular, pharmacological and toxicological research, accurate measurement of parameters relating to the circulatory system of laboratory animals is often required. Determination of heart rate, heart rate variability, and duration of PQ and QT intervals are based on electrocardiogram (ECG) recordings. However, obtaining reliable ECG curves as well as physiological data such as core body temperature in mice can be difficult using conventional measurement techniques, which require connecting sensors and lead wires to a restrained, tethered, or even anaesthetized animal. Data obtained in this fashion must be interpreted with caution, as it is well known that restraining and anesthesia can have a major artifactual influence on physiological parameters1, 2.
Radiotelemetry enables data to be collected from conscious and untethered animals. Measurements can be conducted even in freely moving animals, and without requiring the investigator to be in the proximity of the animal. Thus, known sources of artifacts are avoided, and accurate and reliable measurements are assured. This methodology also reduces interanimal variability, thus reducing the number of animals used, rendering this technology the most humane method of monitoring physiological parameters in laboratory animals3, 4. Constant advancements in data acquisition technology and implant miniaturization mean that it is now possible to record physiological parameters and locomotor activity continuously and in realtime over longer periods such as hours, days or even weeks3, 5.
Here, we describe a surgical technique for implantation of a commercially available telemetry transmitter used for continuous measurements of core body temperature, locomotor activity and biopotential (i.e. onelead ECG), from which heart rate, heart rate variability, and PQ and QT intervals can be established in freeroaming, untethered mice. We also present pre-operative procedures and protocols for post-operative intensive care and pain treatment that improve recovery, well-being and survival rates in implanted mice5, 6.

A surgical technique for implantation of commercially available telemetry transmitters used for continuous measurement of biopotential (one-lead ECG), heart rate, core body temperature and locomotor activity in freely moving mice is shown. Recommendations and protocols for post-operative care and pain relief, improving recovery, well being and survival rate are also presented.

השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק&quot;ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

מדידת לחץ דם בעכברים באמצעות לחץ נפח הקלטה, שיטת זנב השרוול

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Biology

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

ניטור של פרמטרים מערכתיים והבדיה המודינמית בעכברים

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

טלמטריה תוך רחמי למדידת לחץ עכבר התכווצות<em&gt; In vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

בגישה חדשנית עבור הקלטה בו זמנית של פעילות העצבים הסימפתטית כליות, לחץ דם עם עירוי תוך ורידי, בהכרה, עכברים ערככם.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

ההקלטה סימולטני אלקטרוקרדיוגרם ודם פולשנית בלחץ מדידה בחולדות

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

Implantation of Combined Telemetric ECG and Blood Pressure Transmitters to Determine Spontaneous Baroreflex Sensitivity in Conscious Mice

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. The baroreflex is a key homeostatic mechanism to counteract acute, short-term changes in arterial BP and to maintain BP in a relatively narrow physiological range. BP is sensed by baroreceptors located in the aortic arch and carotid sinus. When BP changes, signals are transmitted to the central nervous system and are then communicated to the parasympathetic and sympathetic branches of the autonomic nervous system to adjust HR. A rise in BP causes a reflex decrease in HR, a drop in BP causes a reflex increase in HR.
Baroreflex sensitivity (BRS) is the quantitative relationship between changes in arterial BP and corresponding changes in HR. Cardiovascular diseases are often associated with impaired baroreflex function. In various studies reduced BRS has been reported in e.g., heart failure, myocardial infarction, or coronary artery disease. 
Determination of BRS requires information from both BP and HR, which can be recorded simultaneously using telemetric devices. The surgical procedure is described beginning with the insertion of the pressure sensor into the left carotid artery and positioning of its tip in the aortic arch to monitor arterial pressure followed by the subcutaneous placement of the transmitter and ECG electrodes. We also describe postoperative intensive care and analgesic management. After a two-week period of post-surgery recovery long-term ECG and BP recordings are performed in conscious and unrestrained mice. Finally, we include examples of high-quality recordings and the analysis of spontaneous baroreceptor sensitivity using the sequence method.

The baroreflex is a heart-rate regulation mechanism by the autonomic nervous system in response to blood-pressure changes. We describe a surgical technique to implant telemetry transmitters for continuous and simultaneous measurement of electrocardiogram and blood pressure in mice. This can determine spontaneous baroreflex sensitivity, an important prognostic marker for cardiovascular disease.

השתלת משדרי אק"ג ולחץ דם טלמטריים משולבים לקביעת רגישות ספונטנית לברפלקס בעכברים מודעים

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. ...

Long-Term Continuous Measurement of Renal Blood Flow in Conscious Rats

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital functions of filtration and metabolism in kidney function. Many acute studies have been carried out in anesthetized animals to measure RBF under various conditions to determine mechanisms responsible for the regulation of kidney perfusion. However, for technical reasons, it has not been possible to measure RBF continuously (24 h/day) in unrestrained unanesthetized rats over prolonged periods. These methods allow the continuous determination of RBF over many weeks while also simultaneously recording blood pressure (BP) with implanted catheters (fluid-filled or by telemetry). RBF monitoring is carried out with rats placed in a circular servo-controlled rat cage that enables the unrestrained movement of the rat throughout the study. At the same time, the tangling of cables from the flow probe and arterial catheters is prevented. Rats are first instrumented with an ultrasonic flow probe placement on the left renal artery and an arterial catheter implanted in the right femoral artery. These are routed subcutaneously to the nape of the neck, and connected to the flowmeter and pressure transducer, respectively, to measure RBF and BP. Following surgical implantation, rats are immediately placed in the cage to recover for at least one week and stabilize the ultrasonic probe recordings. Urine collection is also feasible in this system. The surgical and post-surgical procedures for continuous monitoring are demonstrated in this protocol.

The present protocol describes a long-term continuous measurement of renal blood flow in conscious rats and simultaneously recording blood pressure with implanted catheters (fluid-filled or by telemetry).

מדידה מתמשכת ארוכת טווח של זרימת הדם הכלייתית בחולדות מודעות

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital ...

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, there is no cure for PAH. It is important to discover new compounds that can be used to treat PAH. The mouse hypoxia-induced PAH model is a widely used model for PAH research. This model recapitulates human clinical manifestations of PAH Group 3 disease and is an important research tool to evaluate the effectiveness of new experimental therapies for PAH. Research using this model often requires the administration of compounds in mice. For a compound that needs to be given directly into the bloodstream, optimizing intravenous (IV) administration is a key part of the experimental procedures. Ideally, the IV injection system should permit multiple injections over a set time course. Although the mouse hypoxia-induced PAH model is very popular in many laboratories, it is technically challenging to perform multiple IV bolus dosing and invasive hemodynamic assessment in this model. In this protocol, we present step-by-step instructions on how to carry out multiple IV bolus dosing via mouse jugular vein and perform arterial and right ventricle catheterization for hemodynamic assessment in mouse hypoxia-induced PAH model.

This protocol provides a step-by-step procedure for executing multiple intravenous bolus dose administration and invasive hemodynamic monitoring in mice. Investigators can use this protocol for future therapeutic compound screening for pulmonary artery hypertension.

מינון בולוס תוך ורידי מרובים והערכה המודינמית פולשנית במודל יתר לחץ דם של עורק ריאתי בעכבר הנגרם על ידי היפוקסיה

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...

Simple Continuous Glucose Monitoring in Freely Moving Mice

Mice are a common model organism used to study metabolic diseases such as diabetes mellitus. Glucose levels are typically measured by tail-bleeding, which requires handling the mice, causes stress, and does not provide data on freely behaving mice during the dark cycle. State-of-the-art continuous glucose measurement in mice requires inserting a probe into the aortic arch of the mouse, as well as a specialized telemetry system. This challenging and expensive method has not been adopted by most labs. Here, we present a simple protocol involving the utilization of commercially available continuous glucose monitors used by millions of patients to measure glucose continuously in mice as a part of basic research. The glucose-sensing probe is inserted into the subcutaneous space in the back of the mouse through a small incision to the skin and is held in place tightly using a couple of sutures. The device is sutured to the mouse skin to ensure it remains in place. The device can measure glucose levels for up to 2 weeks and sends the data to a nearby receiver without any need to handle the mice. Scripts for the basic data analysis of glucose levels recorded are provided. This method, from surgery to computational analysis, is cost-effective and potentially very useful in metabolic research.

Here, we describe a simple method to implant a commercial continuous glucose monitor designed for patients onto mice and provide the scripts to analyze the results.

ניטור סוכר רציף פשוט בעכברים הנעים בחופשיות

Mice are a common model organism used to study metabolic diseases such as diabetes mellitus. Glucose levels are typically measured by tail-bleeding, which ...

מדידת לחץ דם לטווח ארוך בעכברים לנוע בחופשיות באמצעות טלמטריה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק"ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה