מחקר זה נתמך על ידי Ministery הגרמני הפדרלי לחינוך ולמחקר (BMBF) במימון &quot;כבד רשת וירטואלית&quot;. אני רוצה להודות לפרנק שוברט ורנה גומפרט ממרכז התקשורת של Jena חולים האוניברסיטאי על עזרתם בהפקת הווידאו ויצירת האנימציה ואיזבל Jank להקלטת אודיו.

שיכון וכל ההליכים שבוצעו היו בהתאם לבעלי החיים הגרמנים רווחה חקיקה. 1 חיישני כיול (מלאו אחר הוראות של היצרן עבור חיישני כיול) 1.1) כיול צנתר מילר. טרום להשרות את קצה הצנתר במים או תמיסת מלח סטרילית ל30 דקות לפני לאזן (איפוס) וכיול. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את חיישן מילר לערוץ millar1 של מגבר גשר והכנס את קצה חיישן מילר לעמודת מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את ערך העמודה מים ל0 CMH 2 O. בחלון תוכנה לניתוח נתונים, לבחור גשר להגביר ולאפס אותו. ניתן להגדיר 0 CMH O 2 הערך הבסיסי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את ערך העמודה מים ל20 CMH 2 O. הפעל חלון תוכנת התקדמות ניתוח נתונים, ולהפסיק. בחר &quot;יחידות&quot; בחלון של גשר להגביר, להגדיר את נקודת ההתחלה של 0 ו20 CMH 2 O בהתאם. התאם את &quot;היחידה&quot; לCMH &lt;תת&gt; 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כייל את millar2 למדידת CAP באותה הדרך (להגדיר שורת שתי בסיס 90 ו110 CMH 2 O). </li></ol> 1.2) כיול זרימת דם בדיקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הבדיקה למים ללא יונים. חבר את הבדיקה עם מערכת זרימת הבדיקה transonic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחלון תוכנה לניתוח נתונים, לבחור קלט להגביר לאפס את זרימת הבדיקה. התאם את היחידות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הכפתור כדי &quot;ערוץ מבחן&quot; כדי לאסוף את האות: אם יש לו את האות 3-4 בארים, זה אומר האות היא טובה. במקרה אות טובה נרכשה, ניתן להמשיך את ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הכפתור &quot;אפס ערוץ&quot; וערוץ קנה מידה כדי לראות אם הערך כבר מכויל או לא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הכפתור כדי &quot;ערוץ מידה&quot; למדידה מאוחר יותר. </li></ol> 2 הכן את העכבר להליך הכירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בתא אינדוקציה ולהרדים את העכבר עם 2% isoflurane ו0.3 מ&quot;ל / חמצן דקות. הפעולה יכולה להתבצע אם רפלקס נסיגת הבוהן הקמצוץ של העכבר הוא נעדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הפרווה של אזורים כירורגית, הכוללים את הצוואר והבטן השמאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על שולחן הניתוח ולתקן אותה באמצעות קלטות. השתמש במשחת וטרינר על עיניים כדי למנוע יובש בתקופת המבצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כרית גזה מתחת לצוואר לחשיפה אופטימלית של שדה הפעולה של צוואר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את שדה פעולה ואת מקום gauzes מעוקר כדי לכסות את העכבר רק עוזב את שדה הניתוח פתוח. </li></ol> מדידת .3 פרמטרים ויטל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את מחטי א.ק.ג. מתחת לעור לתוך כפות של עכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את חיישן הנשימה מתחת לחלק האחורי של העכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הבדיקה הטמפרטורה לתוך פי הטבעת של העכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשומה טמפרטורה, א.ק.ג. וקצב נשימה של העכבר בתוכנת ניתוח נתונים. </li></ol> .4 צוואר מבצע לSניטור לב וכלי דם ystemic 4.1) לנתיחה כלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את הקו האמצעי של הצוואר, הנקודה של עצם הבריח אמצע, את הזווית של לסת תחתונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אורכי 2 סנטימטר מהזווית של לסת תחתונה עד לנקודת האמצע של עצם הבריח שהוא 0.5 ס&quot;מ לצד השמאלי של קו האמצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את בלוטת submandibular, הפוך אותו ולכסות אותו עם גזה ספוגה מלוחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את וריד הצוואר, לנתח אותו ולמקם את שלושה 6-0 תפרי משי תחת הווריד לקשירה וקיבוע מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את שריר sternocleidomastoid, להפריד אותו מהבטן מעולה של בטן omohyoid והאחורית של שריר digastric, ולמשוך אותו עם מפשק לחשיפה קלה של עורק התרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את העורק הראשי ולמקם את שלושה 6-0 תפרי משי תחת העורק לקשירה וקיבוע מאוחר יותר. </li></ol> 4.2) זרימת דם בעורק תרדמת מדידה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את transonicלחקור סביב העורק הראשי, לשמור אותו יציב, ולייעל את הקשר באמצעות ג&#39;ל אולטרסאונד או מלוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשומה זרימת דם מהירות של עורק התרדמה כפי שמצוין על המסך הקטן של מכשיר transonic באמצעות תוכנת ניתוח נתונים </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הבדיקה לאחר סיום המדידה </li></ol> 4.3) מדידת לחץ בעורק תרדמה (CAP) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את הקצה הדיסטלי של עורק התרדמה ומהדק קצה הפרוקסימלי שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 2 תפרי קיבוע סביב העורק הראשי. השתמש 10-0 prolene לתפר השהייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קטן בקיר הקדמי של כלי השיט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר מילר ולתקן את זה עם תפרים-הוצב מראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את CAP בתוכנת ניתוח נתונים. </li></ol> 4.4) זרימת דם מדידת וריד הצוואר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם את וריד הצוואר ומניח את זרימת הבדיקה transonic כדי למדוד את קצב הזרימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את קצב הזרימה בתוכנת ניתוח נתונים. </li></ol> 4.5) מדידת לחץ ורידים מרכזי (CVP) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את הקצה הפרוקסימלי של וריד הצוואר ולקשור את הקצה הדיסטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך חתך קטן באמצעות microscissors על הקיר הקדמי של כלי השיט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הקטטר מלא הנוזל ולתקן אותה עם קווי תפר-הוצב מראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את CVP בתוכנת ניתוח נתונים. </li></ol> .5 בטן מבצע לרכישת פרמטרים המודינמיים כבדית 5.1) זיהוי כלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך רוחבי בבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Eventerate המעיים בצד השמאל ולכסות עם גזה רטובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את נחות וריד נבוב, וריד השער, עורק כבד הנפוץ ועורק כבד התקין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זרוק כמה מלח חם בבטן ועל פני השטח של המעיים כל 5 דקות במשך כל נוהל המעקב. </li></ol> 5.2 מדידה) של זרימת דם פורטל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את וריד השער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 6-0 משי תחת וריד השער כדי להקל על הסרת הכלי בעת ביצוע זרימת הבדיקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את זרימת הבדיקה transonic סביב וריד השער ולמדוד את זרימת דם שיעורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את קצב הזרימה של וריד שער הדם. </li></ol> 5.3 מדידה) של זרימת עורק כבד נפוצה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את העורק הכבד הנפוץ בזהירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תפר אחד 6-0 משי סביב הספינה כדי להקל על ההרמה של כלי השיט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את זרימת הבדיקה סביב העורק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד את זרימת הדם שלה ולרכוש את הנתונים. </li></ol> 5.4) מדידת לחץ וריד שער (PVP) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר סניף אחד של וריד mesenteric עם מעט תופעות סניפים, אשר מנקז ישר לתוך וריד השער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את הקצה הדיסטלי של וריד mesenteric נבחר. ודא כי קשירה קרובה לצינור המעיים. ולקשור סניפים הקטנים שלה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 2 fixing תפרים באמצעות 6-0 prolene סביב הווריד. הנקודה של הליך זה המפתח היא להימנע ממגע בעורק mesenteric כאשר ligating הווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את הקצה הפרוקסימלי של וריד השער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים 2 תפרי שהייה באמצעות 10-0 prolene. דימום כמה יתרחש מאז תפר השהייה צריך לחדור את דופן כלי הדם של וריד mesenteric בסדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קטן בווריד באמצעות microscissor באלכסון בזווית של 45 מעלות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר מילר דרך וריד mesenteric לוריד הפורטל ולתקן אותה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את לחץ וריד שער. בסופו של ההליך, להקריב את העכברים על ידי exsanguination תחת הרדמה. </li></ol>

<ol>
	<li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow,+oxygenation,+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock.">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li><li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant:+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development.">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li><li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portal+vein+ligation+in+mice:+portal+hypertension,+collateral+circulation,+and+blood+flow.">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li><li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine.">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li><li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock.">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li><li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice:+macroscopic,+histological+and+portal+pressure+evaluation.">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li><li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats.">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li><li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice.">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li><li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow:+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse.">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li><li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice.">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li><li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter:+evaluation+and+optimization+of+calibration.">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li><li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen.">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li><li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis.">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li></ol>

החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

ניטור של פרמטרים המודינמיים בכבד הוא כלי מחקר חשוב בHepatology וניתוח כיס המרה. רכישה של נתונים המודינמית כבד מסייעת לאפיין את ההשפעה של נהלי כיס המרה על מערכת הדם. רכישה של נתונים המודינמית כבד נחוץ גם כדי לחקור את ההשפעה של תרופות המשפיעות לחץ פורטל וזרימת פורטל, למשל,...

המטרה הכללית של הווידאו הזה הייתה להדגים הליך ניטור בזמן אמת לרכישת פרמטרים המודינמית מערכתיים וכבדים. הרציונל לפיתוח הליך זה הוא גדול הערך שלה עבור התערבויות ניסיוניות בעכברים שדורשים קבלת פרמטרים המודינמית מערכתיים וכבדים. ההליך יכול להיות מיושם על בעלי חיים תמימים ובזמן או לאחר התערבות כירורגית ניסיונית hepato-מרה ניתנה, כגון כריתה חלקית, קשירת וריד שער והשתלה כבד. רכישה של נתונים המודינמית כבד במכרסמים דורשת הליך פולשני המוצע. לא ניתן להשיג זלוף כבד הלא פולשני. עם זאת, יש חלופות לרכישת לחץ הדם המערכתי. טכניקות ניטור כגון טכניקת שרוול זנב 8 כבר נוצלו לרכישת לחץ הדם בשני חולדות ועכברים. טכניקת שרוול הזנב יכולה להיות מיושמת בconsciבעלי חיים מפוקפקים. כאשר מודדים את לחץ הדם, את החיה צריכה להיות ממוקמת וקבוע בתנוחה לא נוחה ספציפית. במדריך של מכשיר זנב השרוול, היצרן קובע כי עכברים עלולים להיות עצבניים והדגישו שעשויה להפחית את זרימת הדם בזנב. תחת נסיבות ש, לחץ דם ההיקפי שנרכשו בזנב עשוי להיות נמוך בהרבה מלחץ הדם המרכזי. נוהל המעקב המלא בוצע עם צג מרובה ערוצים משולב באמצעות שורה של חיישנים לרכישת נתונים. לחץ הדם היה מתקבל על ידי הכנסת קטטר לתוך הכלי המתאים לאחר נתיחה זהירה מייקרו וחשיפה מתחת למיקרוסקופ. קצב הזרימה שנמדד על ידי הצבת זרימת בדיקה transonic מסביב לכל כלי. אנחנו כבר דיווחו נוהל מעקב במהלך ניתוח דומה לחולדות וכתוצאה מסדרה מקיפה של הנתונים המודינמית פיסיולוגיים דומים לSinglנתוני דואר דיווחו מקבוצות אחרות 7. לכן אנחנו נחשבים בהליך זה כדי לייצג את בסיס טוב להתאמת לעכבר, מינים פי 10 קטנים יותר מהחולדה. ההבדל העיקרי להליך העכברוש הוא השימוש בצנתרי מילר לרכישת נתונים בלחץ דם ולא מערכת צנתר מבוסס נוזל. נתוני זרימה גם נרכשו עם בדיקות זרימת transonic, רק אלה קטנים בהרבה לכלי עכברוש המקבילים. בשל גודלו הקטן של בעלי החיים, מכשור של עכברים הוא מאתגר מבחינה טכנית, אבל אפשרי. ברגע המכשור יושלם, רכישת נתונים וניתוח נתונים חיים העיקרי הוא פשוטה, שכן קובץ הגדרה מוגדר מראש יכול לשמש. קובץ ההגדרה יש להגדיר פעם אחת בתחילת סדרה של ניסויים וניתן לאחסן ולהשתמש בהם לכל הניסויים הבאים. עד עכשיו אנחנו מוחלים בהליך זה כדי להעריך את ההשפעות המודינמית כבד בניסויים חריפים. מדדנו CAP וPVP לפני ומייד לאחר 70% כריתה חלקית (PH) ובהידוק / ​​ניסויים מהדק-de. אנחנו הידקתי את רצועת hepato-התריסריון של האונה הימנית המייצגת 20% מהכבד המוני ואחרי הידוק קצר (5min) של החציון ואונה לרוחב שמאל מייצג לחלוטין 90% מהמסה הכבד. De-ההידוק התחיל עם שחרור המהדק מהאונה הימנית ואחריו לשחרר את החציון ואונה לרוחב עזבה. זמן הידוק מקסימאלי היה מתחת 10 דקות.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

השימוש במודלים של עכברים במחקר ניסיוני יש חשיבות עצומה ללימוד פיזיולוגיה של כבד והפרעות pathophysiological. עם זאת, בשל גודלו הקטן של העכבר, פרטים טכניים של הליך הניטור תוך הניתוחי המתאים לעכבר תוארו לעתים רחוקות. בעבר שכבר דווח בנוהל מעקב כדי לקבל פרמטרים המודינמית לחולדות. עכשיו, אנחנו מותאמים ההליך לרכישת פרמטרים המודינמית מערכתיים וכבדים בעכברים, מינים פי עשר קטנים יותר מחולדות. סרט זה מדגים את המכשור של בעלי החיים, כמו גם את תהליך רכישת הנתונים הדרושים כדי להעריך פרמטרים המודינמיים מערכתיים וכבדים בעכברים. פרמטרים חיוניים, כולל טמפרטורת גוף, קצב נשימה וקצב לב נרשמו לאורך כל ההליך. פרמטרים המודינמית מערכתיים מורכבים של לחץ בעורק התרדמה (CAP) ולחץ מרכזי ורידים (CVP). פרמטרים זלוף כבדית כוללים פורטל vלחץ עין (PVP), קצב זרימת פורטל וכן את קצב הזרימה של העורק המשותף בכבד (טבלת 1). מכשור ורכישת נתונים כדי להקליט את הערכים נורמלים הושלמו בתוך 1.5 h. פרמטרים המודינמית מערכתיים וכבדים נשארו בטווח נורמלי במהלך הליך זה. הליך זה הוא מאתגר אבל אפשרי. יש לנו כבר מיושם בהליך זה כדי להעריך פרמטרים המודינמיים בכבד בעכברים נורמלים, כמו גם במהלך 70% כריתה חלקית ובאונת כבד הידוק ניסויים. אומר PVP לאחר כריתה (n = 20), הייתה 11.41 ± 2.94 CMH 2 O שהיה גבוה באופן משמעותי (P &lt;0.05) מאשר לפני הכריתה (6.87 ± 2.39 CMH 2 O). התוצאות של אונת כבד מהדקת ניסוי הצביעו על כך שנוהל מעקב זה הוא רגיש ומתאים לאיתור שינויים קטנים בלחץ פורטל וקצב זרימת פורטל. לסיכום, הליך זה הוא אמין בידיהם של מיקרו מנתח מנוסה אבל צריך להיות מוגבל לexperiments לאן עכברים נחוצים ביותר.

פרמטרים חיוניים של העכברים כגון קצב נשימה וקצב לב הם ללא ספק הרבה יותר גבוהים מאשר בחולדה. אומר לחץ דם מערכתי ולחץ וריד הצוואר דומה לערכי חולדה ואפילו דומים לנתונים האנושיים. נתונים המודינמית בדיה הם ללא ספק שונים. השגנו ערכים נו?...

Watch this Scientific Journal Video about Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice at JoVE.com

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

הסרט הזה מדגים כיצד לרכוש פרמטרים המודינמיים מערכתיים וכבדים בעכברים. כל הניטור כולל רכישה של פרמטרים חיוניים, לחץ מערכתי בדם, לחץ ורידים מרכזיים, קצב זרימת עורק כבד נפוץ, ולחץ וריד שער, כמו גם את קצב זרימת הפורטל בעכברים.

ניטור של פרמטרים מערכתיים והבדיה המודינמית בעכברים

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Views.  Jena University Hospital.  הסרט הזה מדגים כיצד לרכוש פרמטרים המודינמיים מערכתיים וכבדים בעכברים. כל הניטור כולל רכישה של פרמטרים חיוניים, לחץ מערכתי בדם, לחץ ורידים מרכזיים, קצב זרימת עורק כבד נפוץ, ולחץ וריד שער, כמו גם את קצב זרימת הפורטל בעכברים. 

Video: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus SLE in C57BL/6 Mice

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

דגם bm12 העין מתנהל של זאבת אדמנתית המערכתית (לופוס) בC57BL עכברים / 6

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

הלם Hemorrhagic בלתי מבוקר מעוצב באמצעות laceration הכבד בעכברים עם ניטור ההודינמי בזמן אמת

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

אפיון והמודינמיקה פולשנית של התסמונת פורטל-יתר לחץ דם אצל חולדות זה קשה וחיוור.

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

Invasive Hemodynamic Monitoring of Aortic and Pulmonary Artery Hemodynamics in a Large Animal Model of ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to pulmonary hypertension. For a better understanding and treatment of this disease, precise hemodynamic monitoring of left and right ventricular parameters is important. For this reason, it is essential to establish experimental pig models of cardiac hemodynamics and measurements for research purpose. 
This article shows the induction of ARDS by using oleic acid (OA) and consequent right ventricular dysfunction, as well as the instrumentation of the pigs and the data acquisition process that is needed to assess hemodynamic parameters. To achieve right ventricular dysfunction, we used oleic acid (OA) to cause ARDS and accompanied this with pulmonary artery hypertension (PAH). With this model of PAH and consecutive right ventricular dysfunction, many hemodynamic parameters can be measured, and right ventricular volume load can be detected. 
All vital parameters, including respiratory rate (RR), heart rate (HR) and body temperature were recorded throughout the whole experiment. Hemodynamic parameters including femoral artery pressure (FAP), aortic pressure (AP), right ventricular pressure (peak systolic, end systolic and end diastolic right ventricular pressure), central venous pressure (CVP), pulmonary artery pressure (PAP) and left arterial pressure (LAP) were measured as well as perfusion parameters including ascending aortic flow (AAF) and pulmonary artery flow (PAF). Hemodynamic measurements were performed using transcardiopulmonary thermodilution to provide cardiac output (CO). Furthermore, the PiCCO2 system (Pulse Contour Cardiac Output System 2) was used to receive parameters such as stroke volume variance (SVV), pulse pressure variance (PPV), as well as extravascular lung water (EVLW) and global end-diastolic volume (GEDV). Our monitoring procedure is suitable for detecting right ventricular dysfunction and monitoring hemodynamic findings before and after volume administration.

We present a protocol of creating right ventricular dysfunction in a pig model by inducing ARDS. We demonstrate invasive monitoring of left and right ventricular cardiac output using flow probes around the aorta and the pulmonary artery, as well as blood pressure measurements in the aorta and pulmonary artery.

ניטור והמודינמיקה פולשנית של ספיקת הדם בעורק ריאתי וכשהם במודל של בעלי חיים גדולים של ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

מדידה של שיפוע לחץ ורידי בכבד וביופסיה של כבד Transjugular

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

אינדוקציה הלם מדמם מתוקננת מונחה על ידי שחמצן מוחין וניטור הומודינמיקה מורחבת בחזירים

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

השראת אנדוטוקסמיה תלוית מינון בחזירים באמצעות עירוי LPS

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

מחבר זרקור: אינדוקציה של הלם אנדוטוקסמי ניסיוני בחזירים לחקר כשל המודינמי ונשימתי

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

עירוי ליפופוליסכריד כמודל הלם אנדוטוקסמי חזירי

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

<meta charset="utf8"></head><body>פירוק נשימתי חריף הנגרם על ידי חומצה אולאית בחזירים

A Porcine Model of Acute Respiratory Failure with a Continuous Infusion of Oleic Acid

This protocol outlines an acute respiratory distress model utilizing centrally administered oleic acid infusion in Yorkshire pigs. Prior to experimentation, each pig underwent general anesthesia, endotracheal intubation, and mechanical ventilation, and was equipped with bilateral&#160;jugular vein central vascular access catheters. Oleic acid was administered through a dedicated pulmonary artery catheter at a rate of 0.2 mL/kg/h. The infusion lasted for 60-120 min, inducing respiratory distress. Throughout the experiment, various parameters including heart rate, respiratory rate, arterial blood pressure, central venous pressure, pulmonary artery pressure, pulmonary capillary wedge pressure, end-tidal carbon dioxide, peak airway pressures, and plateau pressures were monitored. Around the 60 min mark, decreases in partial arterial oxygen pressure (PaO2) and fraction of oxygen-saturated hemoglobin (SpO2) were observed. Periodic hemodynamic instability, accompanied by acute increases in pulmonary artery pressures, occurred during the infusion. Post-infusion, histological analysis of the lung parenchyma revealed changes indicative of parenchymal damage and acute disease processes, confirming the effectiveness of the model in simulating acute respiratory decompensation.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: חקר צורות גל ורידי לניטור נשימתי לא פולשני בחזירים

Infusing oleic acid continuously into the pulmonary artery of an anesthetized adult pig induces acute respiratory failure, enabling controlled experimentation during acute respiratory decompensation.