עבודה זו נתמכה בחלקו על ידי NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; סקירה פרסים סקירה I01 BX002356 של משרד החוץ של ארה&quot;ב לענייני; קרן קרייג נילסן 296749; אינדיאנה חוט השדרה ומחקר פגיעה במוח קרן ומרי הולמן ג &#39;ורג&#39; קרנות ההקדשה (XMX); נורטון בריאות, לואיוויל, KY (YPZ); מדינת אינדיאנה ISDH 13679 (XW); וקרן NeuroCures.

כל ההליכים הכירורגיים לטיפול בבעלי חיים בוצעו כפי שאושר תחת מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה (המועצה הלאומית למחקר) ואת הנחיות של אוניברסיטת אינדיאנה הספר לרפואה מוסדית טיפול בבעלי חיים ועדת שימוש. 1. הכנת בעלי חיים וביצוע T10 Laminectomy השדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כלי ניתוח ומייצב עמוד השדרה מתכת החיטוי. נקו את שולחן הניתוח הניתוח. חם כרית חימום 37 מעלות צלזיוס. מניחים את כרית חימום על שולחן הניתוח לכסות אותו עם וילונות סטרילית כירורגית. השתמש בטכניקה סטרילית לאורך כל המבצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש נקבה צעירה C57 / 6J עכברים בגיל 10 שבועות עבור מחקר זה. להרדים כל חיה עם זריקה intraperitoneal (IP) של קטמין (87.7 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו xylazine (12.3 מ&quot;ג / ק&quot;ג) תערובת. לאשר הרדמה מלאה על ידי לא מעוררים שום תגובה גירוי נוקשות המושרה pow-puced. </stro<html> Ng&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תת עורית בופרנורפין (0.01-0.05 מ&quot;ג / ק&quot;ג), סוכן משכך כאבים, carprofen (5 מ&quot;ג / ק&quot;ג), תרופה נוגדת דלקת לא סטרואידים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את השיער על עמוד השדרה thoracolumbar באמצעות קליפר חשמלי. לשפשף את העור עם תמיסת betadine ו 70% אלכוהול מגבונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה אופתלמית על הקרניות כדי להגן על העיניים מפני ייבוש במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם איזמל, לעשות 1.5 ס&quot;מ חתך העור קו האמצע על הגב של החיה לחשוף את 9 th 11 th thumic laminae חולני. לדחוף את רקמת השומן תת עורית rostrally. לנתח את השרירים paraspinal הרחק תהליכים ספינימי laminae, לעבר הצדדים לרוחב בכל צד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכבר על שוקת בצורת U של המייצב ( איור 2 א ו 2 ב ). Bilaterally מהדק את הזרועות נירוסטה מתחת להיבטים חשופים של החוליה T10 (G &quot;&gt; איור 4 א) ולהדק באמצעות ברגים האגודל המצורפת לזרועות ( איור 2 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את תהליך ספיני 10 ו lamina (laminectomy) באמצעות מיקרו rongeur שחושף מאטר דורה המכסים את חוט השדרה ( איור 4 ב ). </li></ol> 2. ביצוע פגם T10 פגיעה באמצעות LISA Impactor <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את הידית של הרגולטור לחץ על מיכל חנקן כדי להגדיר את החנקן דחוס ל 20 PSI או 138 kPa ( איור 1 א ) עבור מחקר זה. הערה: הלחץ הוא מתכוונן מ 10-120 PSI. לחץ גבוה יותר יביא להשפעה של מהירות גבוהה יותר. המכשיר עצה SCI עם קוטר של 1.2 מ&quot;מ מיועד עכברים, ואת קצה עם קוטר של 2.2 מ&quot;מ מיועד חולדות. בעת שינוי מ עכברים חולדות, עצה קוטר גדול יכול להיווצר על ידי הוספת טבעת על קצה מתכת (id 1.2 מ&quot;מ / OD 2.2 מ&quot;מ). השתמשנו קצה 1.2 מ&quot;מ זה עכברים SCI sטיפש. לעקר את קצה SCI לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את המחשב כדי להפעיל את התוכנה. לחץ על כפתור 1 ( איור 1 ב ) כדי להפעיל את קצה impor למיקום מלא המורחבת ( איור 3 א -1 ). הערה: הפונקציה של לחצן 1 היא להפעיל או לבטל באופן ידני את הגליל הפנאומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המיכל בצורת U עם העכבר על הבמה ( איור 2 ב ). תקן את הבמה במקום על ידי הידוק הברגים האגודל של הר ( איור 2 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מתחת לאזור &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (ירוק), הגדר את רמת האפס, עם חיישן לייזר למדידת המרחק אל קצה הבוכנה במלואה, על ידי לחיצה על כפתור &quot;התחל קריאה&quot; ( איור 3 א ). המרחק יוצג בפרמטר &quot;טווח&quot; באזור זה ( איור 3 א ). לחץ על כפתור &quot;SET ZERO&quot; למשל, 8.951 מ&quot;מ, שמוצג בתרשים 3 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על כפתור 1 ( איור 1 ב ) כדי למשוך את קצה impor ( איור 3B -1 , מסומן על ידי חץ עליון) ולפתוח את הידוק בורג 1 ( איור 2 ב ). משוך את הבורג למצב הנכון ( איור 3B -1 , מסומן על ידי חץ לרוחב) כדי להזיז את קצה הרחק מנתיב קרן הלייזר והפעל את בורג 90 מעלות בכיוון השעון כדי לנעול את הבורג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את הבמה על ידי התאמת חזיתית ו לרוחב מיקרו נהגים ( איור 1 ג ) לכוון את קרן לייזר על מרכז חוט השדרה הגבי חשוף. לאחר מיקום הפציעה ממוקדת, למדוד את המרחק רקמות על ידי לחיצה על כפתור &quot;התחל קריאה&quot; תחת &quot;SET INJURY LEVEL &quot;(כחול) ( איור 3 ב ו 3 ב -1 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט את המרחק בין החיישן לבין חוט השדרה באמצעות הנהג מיקרו אנכי ( איור 1 ג ) כדי להגיע לפרמטר תזוזה הרצוי ( למשל, 0.500 מ&quot;מ, מוצג בתיבה &quot;פגיעה&quot; פרמטר) באזור &quot;רמת הפציעה רמה&quot; (כחול) ( איור 3 ב ). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר העקירה פציעה הרצוי הוא הגיע, להקליט את המרחק רקמות ( למשל, 8.451 מ&quot;מ, מוצג בתיבה &quot;טווח&quot; פרמטר) ( איור 3 ב ). הגדרת עקירה הרצוי (פגיעה) = מרחק עצה (אפס) - מרחק רקמות (טווח) ( איור 3 ב ). כאשר הפציעה הרצויה ( למשל, 0.500 תזוזה רקמה מ&quot;מ) הוא הגיע ( איור 3 ב ), לחץ על כפתור &quot;SET INJURY&quot; מתחת לאזור &quot;SET INJURY LEVEL&quot; ללהגדיר את הפציעה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל בורג 90 ° נגד כיוון השעון כדי לפתוח את הבורג, דחוף את קצה ההשפעה בחזרה אל מסלול קרן הלייזר) איור 3C -1 , כיוון המסומן בחץ (, ונעל את הברגה 1 על-ידי סיבובו 90 ° בכיוון השעון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על לחצן הפעלה תחת האדום &quot;RUN ניסיוני&quot; אזור ( איור 3 ג ) כדי לבצע את ההשפעה. תיבות פרמטר מתחת לאזור זה יציג את זמן הפציעה (ים), את הכוח (mV), את המהירות (m / s), ואת עקירה פגיעה (מ&quot;מ) ( איור 3 ג ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כל הנתונים הפציעה נרשמות ונשמר, להסיר את שוקת בצורת U עם העכבר מהבמה. ראייה לאשר את פגיעה בעמוד השדרה תחת מיקרוסקופ כירורגי ( איור 4 ג ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את השרירים parvertebral, fascia שטחי, ואת העור באמצעות תפר רציף עם משי 3-0 (הנרי שיין, 776-SK). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק thE בעלי 1 מ&quot;ל של 0.9% מלוחים תת עורית עבור הידרציה ומניחים אותו על משטח טמפרטורה מבוקרת עד תודעה מלאה כבר recained. מניחים את העכבר לתוך כלוב עם מזון ומים נגיש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטיפול שלאחר הניתוח, הביעו באופן ידני את שלפוחית ​​השתן עד שחוזרת שלפוחית ​​השתן הספונטנית תחזור. עבור כאבים, להזריק Buprenorphine (0.05-2.0 מ&quot;ג / ק&quot;ג, SQ) 8-12 שעות / יום במשך 2 ימים. אם דלקת בשלפוחית ​​השתן מתרחשת, להזריק Baytril (SQ, 5-10 מ&quot;ג / ק&quot;ג ב 0.1 מ&quot;ל, 1 מנה ביום) במשך 7-10 ימים. אם זיהום אזורי / מערכתי מתרחשת, להזריק Gentamycin (SQ, 5-8 מ&quot;ג / ק&quot;ג, בדילול מלא 1 מ&quot;ל סטרילי מלוחים, כל 8-12 שעות) במשך 4 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את חוטי תפר ב 14 ימים לאחר SCI. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום 42 שלאחר הפציעה לאחר, עכברים יוקרבו על ידי זלוף. לאחר הרדמה מתאימה כמו 1.2, הם יהיו perfused עם 30 מ&quot;ל (0.01M) פוספט שנאגרו מלוחים (PBS) ו 30 מ&quot;ל paraformaldehyde מ 0.01 M 0 PBS. סנטימטר אחד של חוט השדרה כולל אפוס הנגעהזן ייאסף ויעובד עבור חתך ניתוח היסטולוגית. </li></ol>

<ol>
	<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+models.">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li><li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+in+the+rat:+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment.">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li><li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat.">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li><li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury:+Characterization+of+a+force-defined+injury+device.">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li><li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury:+a+dynamic+and+verifiable+injury+device.">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li><li>Young, W., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MASCIS+spinal+cord+contusion+model.">MASCIS spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 411-422 (2009).</li><li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ohio+State+University+ESCID+spinal+cord+contusion+model.">The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 433-448 (2009).</li><li>Scheff, S., Roberts, K. N., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery+of+experimental+lesion+of+spinal+cord+equivalent+to+crush+injury+of+fracture+dislocation+of+spinal+column.+A+preliminary+report.">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li><li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse.">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li><li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

כריסטופר ב שילדס, MD יש בעלות על לואיסוויל פגיעה במערכת מכשיר (LISA) המיוצר על ידי לואיסוויל Impactor מערכת, LLC.

בשנת 1911, תיאר אלן את מודל הירידה במשקל הראשון באמצעות משקל קבוע כדי לגרום לפציעות על חוט השדרה החשוף של הכלבים 12 . מודלים דומים לירידה במשקל פותחו על פי מודל אלן, כולל השפעת ה- NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . בנוסף לדגם ירידה במשקל, התקני SCI אחרים נוצרו. OSU / ESCID 5 , 7 מודל משתמש מנגנון עקירה רקמות כדי לשלוט בחומרה פגיעה, ואת מודל IH 4 , 8 משתמש בכוח כדי ליצור SCI מדורגת. במערכות אלה, ייצוב חוליות מתקבל על ידי clamping את התהליכים spinous מקורי זנב לאתר הפציעה. התקנים אלה מנצלים מהירויות פגיעה נמוכות, במיוחד 0.33 - 0.9 m / s (NYU / MASCIS), 0.148 m / s (OSU / ESCID)ו 0.13 m / s (IH). ייצוב תהליכים spinral מקורי ו הזנב עלול לגרום גמישות עמוד השדרה ואת עמוד השדרה התנועה במהלך ההשפעה, אשר עשוי להשפיע על פגיעה דיוק. שיטת LISA מנסה להתגבר על החסרונות של המודלים הקיימים, במיוחד בכל הנוגע לחוסר יציבות בעמוד השדרה ולמהירות פציעה נמוכה. שיטה זו משתמשת ביציבות פנים דו צדדית ונמנעת מרכבי התנועה הקשורים לפציעה. מכשיר זה מנצל מהירות גבוהה השפעה שניתן להגדיר בין 0.5-2 m / s 11 , 15 . חיישן הלייזר הוא מתקדם יותר מאשר ויברטורה לינג בשימוש במודל ESCID ומדויק בדיוק את המרחק מן פני השטח של חוט השדרה ללא צורך במגע רקמות. המודל פותח במקור כדי לייצר עכברוש SCI, וזה עכשיו כבר מותאם כדי לייצר SCI על עכברים על אדם לא פרימטים 16 , עם שינויים. שדרהAbilization מפחית את השונות בכל שיטות SCI ניסיוני, במיוחד מודלים תזוזה רקמות. חיישן מרחק הלייזר קובע את גודל עקירת הרקמות של חוט השדרה במהלך תנועות נשימה. חשוב כי הנקודה של חוט השדרה שבו לייזר ממוקדת צריכה להיות זהה נקודה פגע על ידי effector. שלב זה נעשה במהלך שלב כיול ( איור 3 ), כאשר קצה effor ואת קרן לייזר מיושרים. חולשה פוטנציאלית של מודל זה היא כי גודל של עקירת רקמות נמדדת על פני השטח dural. למרות עובי הדורה מהווה הבדל זניח בין בעלי חיים, השתנות משמעותית עשויה להתקיים בחלל subarachnoid מלא נוזל מוחי (CSF). שונות בתוצאות הפציעה עלולה להתרחש בעת הפקת פגיעה קלה מאוד בהפרעה באמצעות עירוי רקמות קטן. בסך הכל, עקביות של הפציעה תלויה בעיקרעל הדיוק של עקירה רקמות וגם על מהירות וזמן רקמות מגע של הבוכנה. טווח העקירה רקמות רחב (דיוק: 0-10 ± 0.005 מ&quot;מ). בהתבסס על נתוני פיילוט קודמים ומידע שפורסם במכרסמים ובפריטים שאינם אנושיים, תזוזה של 20% מקוטר אנטרופוסטוריור של ה- SC מניבה SCI קלה, תזוזה של 30-40% מפיקה מדד מתון, ועלייה של 50% מייצרת SCI חמור במהירות של 1 מ ש. יהיו הבדלים קלים בהתאם למינים של בעלי חיים. זמן השהייה הוא מתכוונן מ 0 ל 5 s באמצעות ממסר זמן. במחקר שלנו, זמן השהייה נקבע ב 300 ms. זה יכול להיות מותאם בקלות כדי לשכפל את זמן השהייה של מכשירים אחרים SCI, כולל מודלים NY ו IH. לסיכום, פיתחנו מודל תזוזה מבוסס של SCI contusive בעכברים בוגרים. המודל משתמש במייצב בצורת U כדי לייצב את פני השדרה הדו-צדדיים, תוך הימנעות מהכבלחפצי תנועה הקשורים למדידת הלייזר של משטח הכבל. מודל זה יכול לייצר במהירות גבוהה פגיעות חוט מ 0.5-2 m / s. חיישן הלייזר מדויק יותר מהשיטה הקונבנציונלית כדי לקבוע את המהירות ואת המרחק אל משטח ההשפעה. המודל יכול לייצר פציעות של חוט השדרה בכל הרמות, מתון עד חמור. כאשר שונה, מכשיר זה יכול גם לייצר פציעות בחולדות ובעלי חיים גדולים כגון פרימטים לא אנושיים.

הנפגע השכיח ביותר בחוט השדרה (SCI) המתרחשים בבני אדם הוא SCI contusive 1 . כדי לחקור את מנגנוני הפציעה ואת אסטרטגיות טיפוליות שונות בעקבות SCI, מודל מדוייק מדויק, עקבי, לשחזור SCI במכרסמים יש צורך. מודלים רבים של פגיעה בחוט השדרה, עם מנגנוני הפציעה השונים, שימשו במחקר SCI ניסיוני 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . שלושה דגמי SCI חמקמקים - במיוחד, המשקל הנגרם על-ידי אוניברסיטת ניו-יורק / ניו-יורק (NYU) / מולטיסינטר - פגיעה בחוט השדרה (MASCIS) , 3 , 6 , מכשיר ה- SCU אלקטרומגנטי של אוניברסיטת אוהיו (OSU) 7 , אD את האינסוף האינסופי (IH) effector 4 , 8 - מתקבלים נרחב בתחום המחקר SCI. אפקט ה- NYU / MASCIS או מקביל מייצר פגיעה על ידי הפלת משקל קבוע מגבהים שונים על חוט השדרה היעד כדי ליצור חומרת פגיעה מרובים 3 , 6 . OSU / ESCID גורם לפציעה על ידי גרימת עקירה רקמות 5 , 7 . גורם IH מייצר פגיעה על ידי הפעלת כוחות שונים על חוט השדרה 4 , 8 . כל אפקטור משתמש במהירות שונה, שהיא פרמטר חשוב המשפיע על תוצאות הפציעה. מנגנון ה- NYU / MASCIS מייצר מהירויות שבין 0.33-0.9 m / s. למכשיר IH יש מהירות מקסימלית של 0.13 מטר לשנייה. לחצני OSU / ESCID יש מהירות קבועה של 0.148 m / s 5 . יש לציין, את המהירות שלSE נמוך יותר מזה שנצפה במהירויות הקליניות, אשר בדרך כלל עולה על 1.0 m / s 9 . כאן, אנו מציגים התקן חדש המבוסס על עקירה SCI מבוסס על תזוזה, הנקרא לואיסוויל פגיעה במערכת מערכת (LISA), כדי לייצר SCI בעכברים עם מהירות גבוהה השפעה 10 . מערכת זו כוללת מייצב חוליות, אשר מייצבת בחוזקה את החוליה באתר של פגיעה, המאפשר ייצור קבוע, לשחזור SCI. חיישן הלייזר של המכשיר מבטיח את הקביעה המדויקת של עקירת רקמות ואת חומרת כתוצאה של SCI. מהירות הבוכנה בנקודת המגע עם חוט השדרה יכולה להיות מותאמת בין 0.5 ל -2 m / s. אלה פרמטרים פגיעה מקרוב לשכפל טראומטית SCI לראות קלינית.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="928">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine (7.2mg/ml)/Xylazine (0.475mg/ml)/Acepromazine</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td>
			<td style="width:247px;">Anesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Buprenorphine(0.03mg/ml)</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-891-9756</td>
			<td>Pain relief agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofen</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-844-7425</td>
			<td>antibiotic agent</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">19-027132</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dukal Gauze Sponges</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">22-415-490</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Decon Ethanol 200 Proof</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">04-355-450</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1ml NORM-JECT</td>
			<td style="width:219px;">HENKE SASS WOLF</td>
			<td style="width:248px;">D-78532</td>
			<td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10ml Syringe</td>
			<td style="width:219px;">TERUMO</td>
			<td style="width:248px;">REF SS-10L</td>
			<td>for saline injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Artificial Tears Eye Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-870-5261</td>
			<td>provent eyes from dry</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Antiobiotic Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-877-0876</td>
			<td>provent surgery cut from infection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton Tipped Applicators</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:248px;">1006015</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Instrument Sterilizer</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">18000-50</td>
			<td>for sterilizing surgery tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine Forceps</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">11223-20</td>
			<td>grasp tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">10003-12</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel Blade #15</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">10015-00</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hemostat</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">13004-14</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rongeur</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">16021-14</td>
			<td>laminectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agricola Retractor</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">17005-04</td>
			<td>keep the surgery view open</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">14040-10</td>
			<td>for muscle seperated from spine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile sutures</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">12051-10</td>
			<td>skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Vertebral stabilizer</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Stabilize and expose the vertebra</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">LISA</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

הפקת פגיעה עקבית ושחזור של חוט השדרה (SCI) היא קריטית לצמצום ההבדלים ההתנהגותיים וההיסטולוגיים בין בעלי חיים ניסיוניים. כמה מודלים SCI contusive פותחו כדי לייצר פציעות באמצעות מנגנונים שונים. חומרת ה- SCI מבוססת על גובה שמשקל נתון יורד, כוח הפציעה או עקירה של חוט השדרה. במחקר הנוכחי, אנו מציגים עכבר חדשני עכבר SCI contusive, לואיסוויל פגיעה במערכת מכשיר (LISA) effector, אשר יכול ליצור SCI מבוסס תזוזה עם מהירות פגיעה גבוהה ודיוק. מערכת זו מנצלת חיישנים מרחק לייזר בשילוב עם תוכנה מתקדמת לייצר מדורגת מאוד לשחזור פציעות. ביצענו SCI contusive ב 10 חולית החזה (T10) רמת עכברים בעכברים כדי להדגים את ההליך צעד אחר צעד. המודל יכול להיות מיושם גם על רמות השדרה הצוואר הרחם המותני.

התקן זה מורכב מחמישה מרכיבים עיקריים: (1) גוף עם קצה Imporor ( איור 1 ג ), (2) מחשב עם תוכנה ( איור 1 ב ), (3) תיבת בקרה חשמלית ( איור 1 ב ), (4) מייצב חוליות ( איור 2 א ), ו (5) אוויר דחוס עבור מערכת בקרה פנאומטית ( איור 1 א ). כדי לעורר תזוזה מדויקת של הרקמה, המערכת מסתמכת על חיישן לייזר כדי למדוד את המרחק בין קצה הבוכנה המורחבת במלואה לבין משטח הגבי של חוט השדרה. התוכנה לוקחת את עובי 4 מ&quot;מ של קצה בחשבון בשל העובדה כי קרן לייזר מגיע רק המשקף את פני השטח של impactor ( איור 2 ב ו איור 3 א -1 ). יש שתי עמדות שבהן ניתן להציב את קצה הבוכנה:) 1 (iN הנתיב של קרן הלייזר ( איור 3 א -1 ) או (2) במצב לרוחב הרחק קרן הלייזר ( איור 3B -1 ). כאשר הבוכנה נמצאת בנתיב קרן הלייזר ( איור 3 א -1 ), היא מודדת את המרחק מהטבעת האיפקטור ומפקחת על מהירות קצה הטייס במהלך תנועה בין הארכה לביטול. כאשר הבוכנה נמצאת במצב לרוחב הרחק הנתיב קרן הלייזר ( איור 3B -1 ), המרחק בין הלייזר לבין חוט השדרה נמדדת. ייצוב של חוליה T10 באמצעות מייצב החולייתי שלנו הוא מרכיב בלתי נפרד של ההליך ( איור 2 א ) 10 , 11 . מדידות המרחק אמין באמצעות חיישן לייזר תלויים sTability של היעד, אשר יכול להיות מעוות אם ההצעה קיימת. כדי לקבוע את הדיוק ואת עקביות של מערכת זו, 8 עכברים היו כפופים 0.5 מ&quot;מ נזקי פציעות. בעלי חיים אלה הראו השתנות תזוזה של ± 0.001 מ&quot;מ (± SD), דבר המעיד על כך שהמערכת מדויקת ביותר וניתנת לשחזור. איור 4 מדגים את חוליות המטרה משותקת מייצב ( איור 4 א ) ואת חוט השדרה T10 חשוף לפני ( איור 4 ב ) ואחרי ( איור 4C ) contusion תחת מיקרוסקופ כירורגי. לחץ האוויר הדחוס שולט במהירותו של המפגע ברגע הפציעה. הנתונים שלנו מראים כי מהירות ההשפעה היא 0.81 ± 0.0345 m / s (ממוצע ± SD) בלחץ של 138 kPa. כפתור ( איור 1B ) על פקדי תיבת חשמלאת משך הזמן של קשר כבל עצה (לשכון זמן) בעקבות הפציעה, והוא יכול להיות מותאם בין 0 ל 5,000 ms. עצה חוט שעת הזמן ברוב הניסויים נקבע ב 0.32 ± 0.0147 s (ממוצע ± SD) ( איור 5 ). שימוש במכשיר זה, ניתן לייצר פציעות קונוסיביות תלויות בחומרה עם התקפי רקמה של 0 מ&quot;מ (בקרת דמה), 0.2 מ&quot;מ (פגיעה קלה), 0.5 מ&quot;מ (פגיעה בינונית) ו -0.8 מ&quot;מ (פגיעה חמורה) בעכברים בוגרים ( איור 6 ). <img alt="איור 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> איור 1: מערכת לואיסוויל פגיעה במערכת (LISA). ( א ) המערכת מורכבת מאפקט, ממערכת בקרה וממקור אוויר דחוס. ( ב ) מערכת הבקרה כוללת תיבת בקרה ומחשב נייד. התוכנה ואת לחצני הבקרה של תיבת הבקרה לאפשר למשתמש להקיםLish פרמטרים פגיעה. ( C ) חיישן הלייזר הוא מרכיב המפתח של המכשיר ומודד את המיקום של יעד הפגיעה, את המרחק מחוט השדרה אל החיישן ואת מהירות הפציעה. המהירות למטה- up- תנועה של קצה ההשפעה מופעל על ידי אוויר דחוס. מיקום הפציעה וחומרת תזוזה הרקמה מותאמים על ידי microdrivers, אשר שולטים התנועה בשלושה ממדים. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> איור 2: מייצב ומחזיק עכבר. ( א ) מייצב עמוד השדרה מורכב שוקת בצורת U ושתי זרועות מתכת להחזיק את החוליה עכבר. ( ב ) מייצב מותקן אז על המכשיר impor. Tהקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> איור 3: שיטה לייצר SCI contusive. ( A - C ) תוכנת ממשק המשתמש הגרפי (GUI) עם שלושה פרמטרים / אזורי פגיעה מוצגים. ( A , A-1 ) האזור הירוק (SET ZERO LEVEL) קובע את המרחק של קצה הבוכנה. הקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. ( B , B-1 ) האזור הכחול משמש לקביעת רמת הפציעה (רמת הזיהוי המוגדרת). אפקט הוא הרים והועלה רוחבית לצד ימין כדי לאפשר קרן לייזר להגיע אל פני הגבי של חוט השדרה כדי להגדיר את רמת האפס. הקו האדום מציין את הלייזר ב<html> נתיב. ( C , C-1 ) לפני ההשפעה, קצה מועבר חזרה על נתיב קרן לייזר כדי לבצע את הפציעה (RUN). הפרמטרים הפציעה נמצאים תחת האזור האדום (RUN EXPERIMENT). הקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> איור 4: חשיפת פגיעה והערכה. ( א ) זרועות המתכת של מייצב עמוד השדרה מייצבות את החוליה T10. ( ב ) laminectomy T10 לחשוף את חוט השדרה, עם כלי הגבי נראה בבירור. ( ג ) ההשראה המושרה על-ידי חץ (חץ) על המשטח הגבי של חוט השדרה מאשרת את הפגיעה. קנה מידה בר = 2 מ&quot;מ.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> איור 5: פרמטרים של פגיעה. הפרעות פגיעה עקבית כוללים עקירה רקמות (מ&quot;מ), מהירות פציעה (מ / ש), ואת קצה לשכון זמן (ים). N = 8, ממוצע ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> איור 6: הערכה היסטולוגית. חתכים מייצגים של חוט השדרה, מוכתמים עם Cresyl ויולט ו Eosin, להראות פציעה תלויי תזוזה פציעות בעקבות ( א ) sham (0 מ&quot;מ), ( B ) קלה (0.2 מ&quot;מ), ( C </stronG&gt;) מתון (0.5 מ&quot;מ), ו ( D ) חמור (0.8 מ&quot;מ) SCIs contusive ב T10 באמצעות המכשיר LISA. התמונות צולמו במרכז הירי. סולם בר = 500 מיקרומטר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

אנו מציגים מודל תזוזה מבוסס חוט השדרה על חוט השדרה, שיכול לייצר פגיעה עקבית בחוט השדרה בעכברים מבוגרים.

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Indiana University School of Medicine.  אנו מציגים מודל תזוזה מבוסס חוט השדרה על חוט השדרה, שיכול לייצר פגיעה עקבית בחוט השדרה בעכברים מבוגרים. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

אקוטי וכרוני בדיקה חושי טקטילי לאחר פגיעה בחוט השדרה של חולדות

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

פגיעה קריעת צוואר הרחם מבוקרת בעכברים

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

דגם חבורה של פגיעה בחוט השדרה חמורה בחולדות

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

ייצוב שיטה חדש להפקת חוליות פגיעה בחוט השדרה Contusive

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

הערכה של הפעלת שרירים נשימה בעזרת נשימה בקרת מנוע הערכה (RMCA) אצל אנשים עם פגיעה בחוט השדרה כרונית

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

השפעת דגם קליפת המוח מבוקר לפגיעה מוחית טראומטית

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

מערכת רדיו-telemetric לפקח פונקצית לב וכלי דם אצל חולדות עם חוט השדרה חיתוך רוחב ועוברי גזע עצבי שתלי סלולארי

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...