Name: a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

עבודה זו נתמכה בחלקו על ידי NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; סקירה פרסים סקירה I01 BX002356 של משרד החוץ של ארה&quot;ב לענייני; קרן קרייג נילסן 296749; אינדיאנה חוט השדרה ומחקר פגיעה במוח קרן ומרי הולמן ג &#39;ורג&#39; קרנות ההקדשה (XMX); נורטון בריאות, לואיוויל, KY (YPZ); מדינת אינדיאנה ISDH 13679 (XW); וקרן NeuroCures.

כל ההליכים הכירורגיים לטיפול בבעלי חיים בוצעו כפי שאושר תחת מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה (המועצה הלאומית למחקר) ואת הנחיות של אוניברסיטת אינדיאנה הספר לרפואה מוסדית טיפול בבעלי חיים ועדת שימוש. 1. הכנת בעלי חיים וביצוע T10 Laminectomy השדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כלי ניתוח ומייצב עמוד השדרה מתכת החיטוי. נקו את שולחן הניתוח הניתוח. חם כרית חימום 37 מעלות צלזיוס. מניחים את כרית חימום על שולחן הניתוח לכסות אותו עם וילונות סטרילית כירורגית. השתמש בטכניקה סטרילית לאורך כל המבצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש נקבה צעירה C57 / 6J עכברים בגיל 10 שבועות עבור מחקר זה. להרדים כל חיה עם זריקה intraperitoneal (IP) של קטמין (87.7 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו xylazine (12.3 מ&quot;ג / ק&quot;ג) תערובת. לאשר הרדמה מלאה על ידי לא מעוררים שום תגובה גירוי נוקשות המושרה pow-puced. </stro<html> Ng&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תת עורית בופרנורפין (0.01-0.05 מ&quot;ג / ק&quot;ג), סוכן משכך כאבים, carprofen (5 מ&quot;ג / ק&quot;ג), תרופה נוגדת דלקת לא סטרואידים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את השיער על עמוד השדרה thoracolumbar באמצעות קליפר חשמלי. לשפשף את העור עם תמיסת betadine ו 70% אלכוהול מגבונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה אופתלמית על הקרניות כדי להגן על העיניים מפני ייבוש במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם איזמל, לעשות 1.5 ס&quot;מ חתך העור קו האמצע על הגב של החיה לחשוף את 9 th 11 th thumic laminae חולני. לדחוף את רקמת השומן תת עורית rostrally. לנתח את השרירים paraspinal הרחק תהליכים ספינימי laminae, לעבר הצדדים לרוחב בכל צד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכבר על שוקת בצורת U של המייצב ( איור 2 א ו 2 ב ). Bilaterally מהדק את הזרועות נירוסטה מתחת להיבטים חשופים של החוליה T10 (G &quot;&gt; איור 4 א) ולהדק באמצעות ברגים האגודל המצורפת לזרועות ( איור 2 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את תהליך ספיני 10 ו lamina (laminectomy) באמצעות מיקרו rongeur שחושף מאטר דורה המכסים את חוט השדרה ( איור 4 ב ). </li></ol> 2. ביצוע פגם T10 פגיעה באמצעות LISA Impactor <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את הידית של הרגולטור לחץ על מיכל חנקן כדי להגדיר את החנקן דחוס ל 20 PSI או 138 kPa ( איור 1 א ) עבור מחקר זה. הערה: הלחץ הוא מתכוונן מ 10-120 PSI. לחץ גבוה יותר יביא להשפעה של מהירות גבוהה יותר. המכשיר עצה SCI עם קוטר של 1.2 מ&quot;מ מיועד עכברים, ואת קצה עם קוטר של 2.2 מ&quot;מ מיועד חולדות. בעת שינוי מ עכברים חולדות, עצה קוטר גדול יכול להיווצר על ידי הוספת טבעת על קצה מתכת (id 1.2 מ&quot;מ / OD 2.2 מ&quot;מ). השתמשנו קצה 1.2 מ&quot;מ זה עכברים SCI sטיפש. לעקר את קצה SCI לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את המחשב כדי להפעיל את התוכנה. לחץ על כפתור 1 ( איור 1 ב ) כדי להפעיל את קצה impor למיקום מלא המורחבת ( איור 3 א -1 ). הערה: הפונקציה של לחצן 1 היא להפעיל או לבטל באופן ידני את הגליל הפנאומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המיכל בצורת U עם העכבר על הבמה ( איור 2 ב ). תקן את הבמה במקום על ידי הידוק הברגים האגודל של הר ( איור 2 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מתחת לאזור &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (ירוק), הגדר את רמת האפס, עם חיישן לייזר למדידת המרחק אל קצה הבוכנה במלואה, על ידי לחיצה על כפתור &quot;התחל קריאה&quot; ( איור 3 א ). המרחק יוצג בפרמטר &quot;טווח&quot; באזור זה ( איור 3 א ). לחץ על כפתור &quot;SET ZERO&quot; למשל, 8.951 מ&quot;מ, שמוצג בתרשים 3 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על כפתור 1 ( איור 1 ב ) כדי למשוך את קצה impor ( איור 3B -1 , מסומן על ידי חץ עליון) ולפתוח את הידוק בורג 1 ( איור 2 ב ). משוך את הבורג למצב הנכון ( איור 3B -1 , מסומן על ידי חץ לרוחב) כדי להזיז את קצה הרחק מנתיב קרן הלייזר והפעל את בורג 90 מעלות בכיוון השעון כדי לנעול את הבורג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את הבמה על ידי התאמת חזיתית ו לרוחב מיקרו נהגים ( איור 1 ג ) לכוון את קרן לייזר על מרכז חוט השדרה הגבי חשוף. לאחר מיקום הפציעה ממוקדת, למדוד את המרחק רקמות על ידי לחיצה על כפתור &quot;התחל קריאה&quot; תחת &quot;SET INJURY LEVEL &quot;(כחול) ( איור 3 ב ו 3 ב -1 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט את המרחק בין החיישן לבין חוט השדרה באמצעות הנהג מיקרו אנכי ( איור 1 ג ) כדי להגיע לפרמטר תזוזה הרצוי ( למשל, 0.500 מ&quot;מ, מוצג בתיבה &quot;פגיעה&quot; פרמטר) באזור &quot;רמת הפציעה רמה&quot; (כחול) ( איור 3 ב ). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר העקירה פציעה הרצוי הוא הגיע, להקליט את המרחק רקמות ( למשל, 8.451 מ&quot;מ, מוצג בתיבה &quot;טווח&quot; פרמטר) ( איור 3 ב ). הגדרת עקירה הרצוי (פגיעה) = מרחק עצה (אפס) - מרחק רקמות (טווח) ( איור 3 ב ). כאשר הפציעה הרצויה ( למשל, 0.500 תזוזה רקמה מ&quot;מ) הוא הגיע ( איור 3 ב ), לחץ על כפתור &quot;SET INJURY&quot; מתחת לאזור &quot;SET INJURY LEVEL&quot; ללהגדיר את הפציעה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל בורג 90 ° נגד כיוון השעון כדי לפתוח את הבורג, דחוף את קצה ההשפעה בחזרה אל מסלול קרן הלייזר) איור 3C -1 , כיוון המסומן בחץ (, ונעל את הברגה 1 על-ידי סיבובו 90 ° בכיוון השעון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על לחצן הפעלה תחת האדום &quot;RUN ניסיוני&quot; אזור ( איור 3 ג ) כדי לבצע את ההשפעה. תיבות פרמטר מתחת לאזור זה יציג את זמן הפציעה (ים), את הכוח (mV), את המהירות (m / s), ואת עקירה פגיעה (מ&quot;מ) ( איור 3 ג ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כל הנתונים הפציעה נרשמות ונשמר, להסיר את שוקת בצורת U עם העכבר מהבמה. ראייה לאשר את פגיעה בעמוד השדרה תחת מיקרוסקופ כירורגי ( איור 4 ג ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את השרירים parvertebral, fascia שטחי, ואת העור באמצעות תפר רציף עם משי 3-0 (הנרי שיין, 776-SK). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק thE בעלי 1 מ&quot;ל של 0.9% מלוחים תת עורית עבור הידרציה ומניחים אותו על משטח טמפרטורה מבוקרת עד תודעה מלאה כבר recained. מניחים את העכבר לתוך כלוב עם מזון ומים נגיש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטיפול שלאחר הניתוח, הביעו באופן ידני את שלפוחית ​​השתן עד שחוזרת שלפוחית ​​השתן הספונטנית תחזור. עבור כאבים, להזריק Buprenorphine (0.05-2.0 מ&quot;ג / ק&quot;ג, SQ) 8-12 שעות / יום במשך 2 ימים. אם דלקת בשלפוחית ​​השתן מתרחשת, להזריק Baytril (SQ, 5-10 מ&quot;ג / ק&quot;ג ב 0.1 מ&quot;ל, 1 מנה ביום) במשך 7-10 ימים. אם זיהום אזורי / מערכתי מתרחשת, להזריק Gentamycin (SQ, 5-8 מ&quot;ג / ק&quot;ג, בדילול מלא 1 מ&quot;ל סטרילי מלוחים, כל 8-12 שעות) במשך 4 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את חוטי תפר ב 14 ימים לאחר SCI. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום 42 שלאחר הפציעה לאחר, עכברים יוקרבו על ידי זלוף. לאחר הרדמה מתאימה כמו 1.2, הם יהיו perfused עם 30 מ&quot;ל (0.01M) פוספט שנאגרו מלוחים (PBS) ו 30 מ&quot;ל paraformaldehyde מ 0.01 M 0 PBS. סנטימטר אחד של חוט השדרה כולל אפוס הנגעהזן ייאסף ויעובד עבור חתך ניתוח היסטולוגית. </li></ol>

<ol>
	<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+models.">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li><li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+in+the+rat:+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment.">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li><li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat.">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li><li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury:+Characterization+of+a+force-defined+injury+device.">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li><li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury:+a+dynamic+and+verifiable+injury+device.">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li><li>Young, W., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MASCIS+spinal+cord+contusion+model.">MASCIS spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 411-422 (2009).</li><li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ohio+State+University+ESCID+spinal+cord+contusion+model.">The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 433-448 (2009).</li><li>Scheff, S., Roberts, K. N., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery+of+experimental+lesion+of+spinal+cord+equivalent+to+crush+injury+of+fracture+dislocation+of+spinal+column.+A+preliminary+report.">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li><li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse.">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li><li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

כריסטופר ב שילדס, MD יש בעלות על לואיסוויל פגיעה במערכת מכשיר (LISA) המיוצר על ידי לואיסוויל Impactor מערכת, LLC.

בשנת 1911, תיאר אלן את מודל הירידה במשקל הראשון באמצעות משקל קבוע כדי לגרום לפציעות על חוט השדרה החשוף של הכלבים 12 . מודלים דומים לירידה במשקל פותחו על פי מודל אלן, כולל השפעת ה- NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . בנוסף לדגם ירידה במשקל, התקני SCI אחרים נוצרו. OSU / ESCID 5 , 7 מודל משתמש מנגנון עקירה רקמות כדי לשלוט בחומרה פגיעה, ואת מודל IH 4 , 8 משתמש בכוח כדי ליצור SCI מדורגת. במערכות אלה, ייצוב חוליות מתקבל על ידי clamping את התהליכים spinous מקורי זנב לאתר הפציעה. התקנים אלה מנצלים מהירויות פגיעה נמוכות, במיוחד 0.33 - 0.9 m / s (NYU / MASCIS), 0.148 m / s (OSU / ESCID)ו 0.13 m / s (IH). ייצוב תהליכים spinral מקורי ו הזנב עלול לגרום גמישות עמוד השדרה ואת עמוד השדרה התנועה במהלך ההשפעה, אשר עשוי להשפיע על פגיעה דיוק. שיטת LISA מנסה להתגבר על החסרונות של המודלים הקיימים, במיוחד בכל הנוגע לחוסר יציבות בעמוד השדרה ולמהירות פציעה נמוכה. שיטה זו משתמשת ביציבות פנים דו צדדית ונמנעת מרכבי התנועה הקשורים לפציעה. מכשיר זה מנצל מהירות גבוהה השפעה שניתן להגדיר בין 0.5-2 m / s 11 , 15 . חיישן הלייזר הוא מתקדם יותר מאשר ויברטורה לינג בשימוש במודל ESCID ומדויק בדיוק את המרחק מן פני השטח של חוט השדרה ללא צורך במגע רקמות. המודל פותח במקור כדי לייצר עכברוש SCI, וזה עכשיו כבר מותאם כדי לייצר SCI על עכברים על אדם לא פרימטים 16 , עם שינויים. שדרהAbilization מפחית את השונות בכל שיטות SCI ניסיוני, במיוחד מודלים תזוזה רקמות. חיישן מרחק הלייזר קובע את גודל עקירת הרקמות של חוט השדרה במהלך תנועות נשימה. חשוב כי הנקודה של חוט השדרה שבו לייזר ממוקדת צריכה להיות זהה נקודה פגע על ידי effector. שלב זה נעשה במהלך שלב כיול ( איור 3 ), כאשר קצה effor ואת קרן לייזר מיושרים. חולשה פוטנציאלית של מודל זה היא כי גודל של עקירת רקמות נמדדת על פני השטח dural. למרות עובי הדורה מהווה הבדל זניח בין בעלי חיים, השתנות משמעותית עשויה להתקיים בחלל subarachnoid מלא נוזל מוחי (CSF). שונות בתוצאות הפציעה עלולה להתרחש בעת הפקת פגיעה קלה מאוד בהפרעה באמצעות עירוי רקמות קטן. בסך הכל, עקביות של הפציעה תלויה בעיקרעל הדיוק של עקירה רקמות וגם על מהירות וזמן רקמות מגע של הבוכנה. טווח העקירה רקמות רחב (דיוק: 0-10 ± 0.005 מ&quot;מ). בהתבסס על נתוני פיילוט קודמים ומידע שפורסם במכרסמים ובפריטים שאינם אנושיים, תזוזה של 20% מקוטר אנטרופוסטוריור של ה- SC מניבה SCI קלה, תזוזה של 30-40% מפיקה מדד מתון, ועלייה של 50% מייצרת SCI חמור במהירות של 1 מ ש. יהיו הבדלים קלים בהתאם למינים של בעלי חיים. זמן השהייה הוא מתכוונן מ 0 ל 5 s באמצעות ממסר זמן. במחקר שלנו, זמן השהייה נקבע ב 300 ms. זה יכול להיות מותאם בקלות כדי לשכפל את זמן השהייה של מכשירים אחרים SCI, כולל מודלים NY ו IH. לסיכום, פיתחנו מודל תזוזה מבוסס של SCI contusive בעכברים בוגרים. המודל משתמש במייצב בצורת U כדי לייצב את פני השדרה הדו-צדדיים, תוך הימנעות מהכבלחפצי תנועה הקשורים למדידת הלייזר של משטח הכבל. מודל זה יכול לייצר במהירות גבוהה פגיעות חוט מ 0.5-2 m / s. חיישן הלייזר מדויק יותר מהשיטה הקונבנציונלית כדי לקבוע את המהירות ואת המרחק אל משטח ההשפעה. המודל יכול לייצר פציעות של חוט השדרה בכל הרמות, מתון עד חמור. כאשר שונה, מכשיר זה יכול גם לייצר פציעות בחולדות ובעלי חיים גדולים כגון פרימטים לא אנושיים.

הנפגע השכיח ביותר בחוט השדרה (SCI) המתרחשים בבני אדם הוא SCI contusive 1 . כדי לחקור את מנגנוני הפציעה ואת אסטרטגיות טיפוליות שונות בעקבות SCI, מודל מדוייק מדויק, עקבי, לשחזור SCI במכרסמים יש צורך. מודלים רבים של פגיעה בחוט השדרה, עם מנגנוני הפציעה השונים, שימשו במחקר SCI ניסיוני 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . שלושה דגמי SCI חמקמקים - במיוחד, המשקל הנגרם על-ידי אוניברסיטת ניו-יורק / ניו-יורק (NYU) / מולטיסינטר - פגיעה בחוט השדרה (MASCIS) , 3 , 6 , מכשיר ה- SCU אלקטרומגנטי של אוניברסיטת אוהיו (OSU) 7 , אD את האינסוף האינסופי (IH) effector 4 , 8 - מתקבלים נרחב בתחום המחקר SCI. אפקט ה- NYU / MASCIS או מקביל מייצר פגיעה על ידי הפלת משקל קבוע מגבהים שונים על חוט השדרה היעד כדי ליצור חומרת פגיעה מרובים 3 , 6 . OSU / ESCID גורם לפציעה על ידי גרימת עקירה רקמות 5 , 7 . גורם IH מייצר פגיעה על ידי הפעלת כוחות שונים על חוט השדרה 4 , 8 . כל אפקטור משתמש במהירות שונה, שהיא פרמטר חשוב המשפיע על תוצאות הפציעה. מנגנון ה- NYU / MASCIS מייצר מהירויות שבין 0.33-0.9 m / s. למכשיר IH יש מהירות מקסימלית של 0.13 מטר לשנייה. לחצני OSU / ESCID יש מהירות קבועה של 0.148 m / s 5 . יש לציין, את המהירות שלSE נמוך יותר מזה שנצפה במהירויות הקליניות, אשר בדרך כלל עולה על 1.0 m / s 9 . כאן, אנו מציגים התקן חדש המבוסס על עקירה SCI מבוסס על תזוזה, הנקרא לואיסוויל פגיעה במערכת מערכת (LISA), כדי לייצר SCI בעכברים עם מהירות גבוהה השפעה 10 . מערכת זו כוללת מייצב חוליות, אשר מייצבת בחוזקה את החוליה באתר של פגיעה, המאפשר ייצור קבוע, לשחזור SCI. חיישן הלייזר של המכשיר מבטיח את הקביעה המדויקת של עקירת רקמות ואת חומרת כתוצאה של SCI. מהירות הבוכנה בנקודת המגע עם חוט השדרה יכולה להיות מותאמת בין 0.5 ל -2 m / s. אלה פרמטרים פגיעה מקרוב לשכפל טראומטית SCI לראות קלינית.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

הפקת פגיעה עקבית ושחזור של חוט השדרה (SCI) היא קריטית לצמצום ההבדלים ההתנהגותיים וההיסטולוגיים בין בעלי חיים ניסיוניים. כמה מודלים SCI contusive פותחו כדי לייצר פציעות באמצעות מנגנונים שונים. חומרת ה- SCI מבוססת על גובה שמשקל נתון יורד, כוח הפציעה או עקירה של חוט השדרה. במחקר הנוכחי, אנו מציגים עכבר חדשני עכבר SCI contusive, לואיסוויל פגיעה במערכת מכשיר (LISA) effector, אשר יכול ליצור SCI מבוסס תזוזה עם מהירות פגיעה גבוהה ודיוק. מערכת זו מנצלת חיישנים מרחק לייזר בשילוב עם תוכנה מתקדמת לייצר מדורגת מאוד לשחזור פציעות. ביצענו SCI contusive ב 10 חולית החזה (T10) רמת עכברים בעכברים כדי להדגים את ההליך צעד אחר צעד. המודל יכול להיות מיושם גם על רמות השדרה הצוואר הרחם המותני.

התקן זה מורכב מחמישה מרכיבים עיקריים: (1) גוף עם קצה Imporor ( איור 1 ג ), (2) מחשב עם תוכנה ( איור 1 ב ), (3) תיבת בקרה חשמלית ( איור 1 ב ), (4) מייצב חוליות ( איור 2 א ), ו (5) אוויר דחוס עבור מערכת בקרה פנאומטית ( איור 1 א ). כדי לעורר תזוזה מדויקת של הרקמה, המערכת מסתמכת על חיישן לייזר כדי למדוד את המרחק בין קצה הבוכנה המורחבת במלואה לבין משטח הגבי של חוט השדרה. התוכנה לוקחת את עובי 4 מ&quot;מ של קצה בחשבון בשל העובדה כי קרן לייזר מגיע רק המשקף את פני השטח של impactor ( איור 2 ב ו איור 3 א -1 ). יש שתי עמדות שבהן ניתן להציב את קצה הבוכנה:) 1 (iN הנתיב של קרן הלייזר ( איור 3 א -1 ) או (2) במצב לרוחב הרחק קרן הלייזר ( איור 3B -1 ). כאשר הבוכנה נמצאת בנתיב קרן הלייזר ( איור 3 א -1 ), היא מודדת את המרחק מהטבעת האיפקטור ומפקחת על מהירות קצה הטייס במהלך תנועה בין הארכה לביטול. כאשר הבוכנה נמצאת במצב לרוחב הרחק הנתיב קרן הלייזר ( איור 3B -1 ), המרחק בין הלייזר לבין חוט השדרה נמדדת. ייצוב של חוליה T10 באמצעות מייצב החולייתי שלנו הוא מרכיב בלתי נפרד של ההליך ( איור 2 א ) 10 , 11 . מדידות המרחק אמין באמצעות חיישן לייזר תלויים sTability של היעד, אשר יכול להיות מעוות אם ההצעה קיימת. כדי לקבוע את הדיוק ואת עקביות של מערכת זו, 8 עכברים היו כפופים 0.5 מ&quot;מ נזקי פציעות. בעלי חיים אלה הראו השתנות תזוזה של ± 0.001 מ&quot;מ (± SD), דבר המעיד על כך שהמערכת מדויקת ביותר וניתנת לשחזור. איור 4 מדגים את חוליות המטרה משותקת מייצב ( איור 4 א ) ואת חוט השדרה T10 חשוף לפני ( איור 4 ב ) ואחרי ( איור 4C ) contusion תחת מיקרוסקופ כירורגי. לחץ האוויר הדחוס שולט במהירותו של המפגע ברגע הפציעה. הנתונים שלנו מראים כי מהירות ההשפעה היא 0.81 ± 0.0345 m / s (ממוצע ± SD) בלחץ של 138 kPa. כפתור ( איור 1B ) על פקדי תיבת חשמלאת משך הזמן של קשר כבל עצה (לשכון זמן) בעקבות הפציעה, והוא יכול להיות מותאם בין 0 ל 5,000 ms. עצה חוט שעת הזמן ברוב הניסויים נקבע ב 0.32 ± 0.0147 s (ממוצע ± SD) ( איור 5 ). שימוש במכשיר זה, ניתן לייצר פציעות קונוסיביות תלויות בחומרה עם התקפי רקמה של 0 מ&quot;מ (בקרת דמה), 0.2 מ&quot;מ (פגיעה קלה), 0.5 מ&quot;מ (פגיעה בינונית) ו -0.8 מ&quot;מ (פגיעה חמורה) בעכברים בוגרים ( איור 6 ). <img alt="איור 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> איור 1: מערכת לואיסוויל פגיעה במערכת (LISA). ( א ) המערכת מורכבת מאפקט, ממערכת בקרה וממקור אוויר דחוס. ( ב ) מערכת הבקרה כוללת תיבת בקרה ומחשב נייד. התוכנה ואת לחצני הבקרה של תיבת הבקרה לאפשר למשתמש להקיםLish פרמטרים פגיעה. ( C ) חיישן הלייזר הוא מרכיב המפתח של המכשיר ומודד את המיקום של יעד הפגיעה, את המרחק מחוט השדרה אל החיישן ואת מהירות הפציעה. המהירות למטה- up- תנועה של קצה ההשפעה מופעל על ידי אוויר דחוס. מיקום הפציעה וחומרת תזוזה הרקמה מותאמים על ידי microdrivers, אשר שולטים התנועה בשלושה ממדים. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> איור 2: מייצב ומחזיק עכבר. ( א ) מייצב עמוד השדרה מורכב שוקת בצורת U ושתי זרועות מתכת להחזיק את החוליה עכבר. ( ב ) מייצב מותקן אז על המכשיר impor. Tהקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> איור 3: שיטה לייצר SCI contusive. ( A - C ) תוכנת ממשק המשתמש הגרפי (GUI) עם שלושה פרמטרים / אזורי פגיעה מוצגים. ( A , A-1 ) האזור הירוק (SET ZERO LEVEL) קובע את המרחק של קצה הבוכנה. הקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. ( B , B-1 ) האזור הכחול משמש לקביעת רמת הפציעה (רמת הזיהוי המוגדרת). אפקט הוא הרים והועלה רוחבית לצד ימין כדי לאפשר קרן לייזר להגיע אל פני הגבי של חוט השדרה כדי להגדיר את רמת האפס. הקו האדום מציין את הלייזר ב<html> נתיב. ( C , C-1 ) לפני ההשפעה, קצה מועבר חזרה על נתיב קרן לייזר כדי לבצע את הפציעה (RUN). הפרמטרים הפציעה נמצאים תחת האזור האדום (RUN EXPERIMENT). הקו האדום מציין את נתיב קרן הלייזר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> איור 4: חשיפת פגיעה והערכה. ( א ) זרועות המתכת של מייצב עמוד השדרה מייצבות את החוליה T10. ( ב ) laminectomy T10 לחשוף את חוט השדרה, עם כלי הגבי נראה בבירור. ( ג ) ההשראה המושרה על-ידי חץ (חץ) על המשטח הגבי של חוט השדרה מאשרת את הפגיעה. קנה מידה בר = 2 מ&quot;מ.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> איור 5: פרמטרים של פגיעה. הפרעות פגיעה עקבית כוללים עקירה רקמות (מ&quot;מ), מהירות פציעה (מ / ש), ואת קצה לשכון זמן (ים). N = 8, ממוצע ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> איור 6: הערכה היסטולוגית. חתכים מייצגים של חוט השדרה, מוכתמים עם Cresyl ויולט ו Eosin, להראות פציעה תלויי תזוזה פציעות בעקבות ( א ) sham (0 מ&quot;מ), ( B ) קלה (0.2 מ&quot;מ), ( C </stronG&gt;) מתון (0.5 מ&quot;מ), ו ( D ) חמור (0.8 מ&quot;מ) SCIs contusive ב T10 באמצעות המכשיר LISA. התמונות צולמו במרכז הירי. סולם בר = 500 מיקרומטר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

אנו מציגים מודל תזוזה מבוסס חוט השדרה על חוט השדרה, שיכול לייצר פגיעה עקבית בחוט השדרה בעכברים מבוגרים.

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Indiana University School of Medicine.  אנו מציגים מודל תזוזה מבוסס חוט השדרה על חוט השדרה, שיכול לייצר פגיעה עקבית בחוט השדרה בעכברים מבוגרים. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

פגיעה קריעת צוואר הרחם מבוקרת בעכברים

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

חוט השדרה עכבר בילוד דגם פגיעה דחיסה

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

אינדוקציה של פגיעה מלאה בחוט השדרה מסוג טרנס-פעולה בעכברים

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neuroscience

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

הקמת מודל פגיעה בעמוד השדרה של חבלה בעכבר המבוסס על טכניקה זעיר פולשנית

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

הקמת מודל תסמונת חבל הטבור המרכזי בעכבר C57BL/6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

מכשיר קונטוסציה לפגיעה בחוט השדרה למודלים מדויקים של עכברים

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

מחבר זרקור: תובנה על חידושים במחקר פגיעות בחוט השדרה

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

משפיען אוטומטי למודל פגיעה מתמשכת בחוט השדרה בעכברים

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

פגיעה קריעת צוואר הרחם מבוקרת בעכברים

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

חוט השדרה עכבר בילוד דגם פגיעה דחיסה

אינדוקציה של פגיעה מלאה בחוט השדרה מסוג טרנס-פעולה בעכברים

הקמת מודל פגיעה בעמוד השדרה של חבלה בעכבר המבוסס על טכניקה זעיר פולשנית

הקמת מודל תסמונת חבל הטבור המרכזי בעכבר C57BL/6J

משפיען אוטומטי למודל פגיעה מתמשכת בחוט השדרה בעכברים

משפיען אוטומטי למודל פגיעה מתמשכת בחוט השדרה בעכברים