Name: calibrated forceps model of spinal cord compression injury
Uploaded: 2015-04-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

נהלי כל החיה ושיטות טיפול בבעלי החיים צריכים להיות מאושרים על ידי הוועדה מוסדי הטיפול בבעלי חיים ושימוש של המוסד (IACUC). 1. הכנת כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב את כל כלים הדרושים כירורגית וריאגנטים: מלקחיים, מספריים ונה, roungeurs, מפשק, אזמלים, מספריים, תפרים, סיכות עור, Q-טיפים, מלח סטרילית, ספוגים כירורגית, וisoflurane. הכן וחיטוי חבילה של כלים כירורגיים מלאה לפני הניתוח. אם ביצוע ניתוחים על עכבר יותר מפעם אחת, להכין וחיטוי חפיסה אחת של כלים לכל בעל חיים, או חיטוי חפיסה אחת של מכשירי ניתוח ולעקר עם מעקר כלי בין ניתוחים. בדרך כלל, חבילה אחת של כלים מעוקרים ניתן להשתמש בעד 5 עכברים אם נעשה שימוש בכלי terilizer חרוז זכוכית כדי לנקות כלים (לאחר 5 חיות הכלים חייבים להיות מחדש לנקות ולחטא היטב לפני השימוש) ב- בין ניתוחים. אנא בדוק עם מנהל IACUC המקומי לinstitutiעל הנחיות ספציפיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את שדה הניתוח עם מגבוני אלכוהול איזופרופיל 70%. הגדר את הווילאות כירורגית כדי להבטיח שדה סטרילי נשמר במהלך ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול כל עכבר לפני הניתוח. לנהל מינון של 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף של עצירות, תת עורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה על ידי מתן isoflurane במינון של 4% בחדר האינדוקציה של מכונה isoflurane. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שבעלי החיים הוא בהרדמה, להחיל משחה לעיניים על מנת למנוע התייבשות, להגדיר את החיה על כרית חימום על 37 מעלות צלזיוס, ולהבטיח כי ראשו של העכבר ממוקם כראוי בחרוט ההרדמה. (הערה: השתמש במקור חימום שלא לגרום לכוויות תרמיים, כלומר, שמיכת מים במחזור, בקבוק מים חם, או שוות ערך..) בשלב זה לנהל מינון של 2% isoflurane לבעלי החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את פני השטח הגבי של העכבר, כ 1 סנטימטר סביב מיקום החתך המיועד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את החתך שלITE על ידי שטיפה עם מגבוני אלכוהול איזופרופיל 70%, ולאחר מכן עם תמיסת יוד (10% Povidone-יוד, 1% יוד זמינה). חזור 3 פעמים. </li></ol> 2. הגבי Laminectomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני ביצוע חתך, להבטיח כי בעל החיים הוא מורדם כראוי על ידי בדיקת רפלקסים בשיטת קמצוץ הבוהן או זנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך לאורך עמוד השדרה הגבי עם אזמל וסכין, ולאחר מכן לבדוק רפלקסים שוב. קשת בגב כדי לעזור כראוי לדמיין ציוני דרך, כגון גבולות בין החוליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך דרך העור. הכנס מפשק להחזיק עור וfascia חזרה מחוט השדרה. נקה את הרקמה משני צדי עמוד השדרה כדי לחשוף את השרירים המכסים את עמוד השדרה. הערה: המנתח צריך להיות מוכר עם ציוני דרך אנטומי. לדוגמא, הזווית הנחותה של עצם השכמה מתכתבת עם T7. חלקיו העליונים של העקומה הטבעית של עמוד השדרה של העכבר הוא T12 ויכול לשמש כנקודת התייחסות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם pתאורת רופר, לקבוע את הרווח בין החוליות. מצא את הקצה האחורי של T10 ולחתוך שרירים וfascia בניצב לשטח הדיסק הבין חולייתי. לחתוך מספיק כדי לחשוף את lamina התהליך והאחורי spinous של T10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת זוג המלקחיים 5 קנס היטה דומון #, להסיר חלק מהרקמה מlamina ותהליך spinous לחשוף רסיס קטן של חוט השדרה. בעת צורך, להשתמש במלקחי רקמות לייצב את עמוד השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את laminectomy ידי הוספת צד אחד של זוג מספריים ונה הקטנה בצד דורסולטרלי של החוליה ורק מתחת לlamina. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך חיתוכים קטנים, זהירים לחתוך את הצד לרוחב של lamina השדרה. ודא שאין לחץ מוחל על חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על פעולה בצד השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפעיל לחץ עדין לעצור דימום במידת צורך עם Q-קצה או ספוג כירורגית, נזהר שלא יפעיל לחצו על חוט השדרה. הערה: הכן את קצף ג&#39;לספוג בתמיסת מלח סטרילית במקרה שצרכי דימום להיות בשליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהחתכים שנעשו, להרים את היבט הגב של החוליה ועדינות לנקות את כל קבצים מצורפים רקמות. השתמש באמצעי מתאים לשליטה בדימום במידת צורך. </li></ol></li></ol> 3. דחיסת חוט השדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות roungeurs או מלקחיים laminectomy, להבטיח שהצדדים לרוחב של חוט השדרה הם ללא עצם בחוליות, כך שהמלקחיים מכוילים לפציעת הדחיסה יכולים למקם בכל צד של חוט השדרה. זרועות של המלקחיים חייבים להיות מסוגלים להיות ממוקם בתוך החלל האפידורלי בצדדים סמוכים של חוט השדרה וקצות המלקחיים חייבים להיות מסוגל להגיע לקומה של תעלת השדרה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהנראות של חוט השדרה היא טובות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם דומון # המכויל 5 מלקחיים בערך באמצע של המקטע החשוף של חוט השדרה. נזכיר כי הנשק של הכוחps חייב להיות ממוקם בתוך החלל האפידורלי בצדדים סמוכים והטיפים חייבים לגעת ברצפה של תעלת השדרה כדי ליצור פציעות לשחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדחוס בזהירות את חוט השדרה עד מפרידי להתחבר. להחזיק במקום למשך 15 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משחרר בעדינויות את כוח הדחיסה ולהסיר את המלקחיים מכוילים מחוט השדרה. יש להשתמש בתמיסת מלח סטרילית כדי להחזיר הומאוסטזיס לפני הפצע סגור. </li></ol> סגירת 4. פצע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר בזהירות את שכבת השריר מעל חוט השדרה, נזהר שלא לשבש או תפעילו לחצו על חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באחת תפרים או סיכות כדי לסגור את העור על הפצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם משתמש בהרדמת גז, מתחיל להתחדד / לכבות את ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 0.1 מיליליטר של צלצולים לקטט למשקל גוף 10 גרם לעזור חשבון להתייבשות במהלך הניתוח ולאחר הניתוח, כאשר בעלי החיים הוא רדום ומתאוששים מהפציעה. הפתרון צריך להיות warmeד לטמפרטורת גוף לפני הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בכלוב ללא מצעים. הכלוב צריך לנוח על גבי כרית חימום (כמתואר ב1.1.5) באופן שמאפשר לי מחצית משטח הכלוב להיות על הכרית, ואילו המחצית השנייה נחה על דלפק RT, על מנת לתת לי אפשרויות אקלים עכבר ברגע שהיא אמבולטורי. תשמור על מנת להבטיח כי &quot;כלוב ההתאוששות&quot; ממוקם בסביבה שקטה. באופן הדוק לפקח על בעלי החיים עד שהוא שב להכרתו, בו בזמן בעכבר ניתן להעביר לכלוב רגיל עם מצעים. </li></ol> טיפול 5. לאחר ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הניתוח, לנהל מינון של 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף עצירות תת עורי כל 12 שעות במשך 3 הימים הראשונים שלאחר ניתוח, ולאחר מכן לפי צורך לנהל סימפטומים של כאב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל מינון של צלצולים לקטט (0.1 מיליליטר לכל תת עורי משקל גוף 10 g) ל3 הראשונים - 5 ימים לאחר ניתוח. תן מנה זו אם / כאשרimal מתחיל להפגין סימנים של התייבשות מחוץ לתקופת זמן הראשונית הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באופן ידני להביע את שלפוחית ​​השתן של בעלי החיים באמצעות תמרון Crede פעמיים ביום. בעדינות למשש את הבטן של החיה כדי לאתר את שלפוחית ​​השתן, ולאחר מכן להפעיל לחץ כלפי מטה עדין עד השלפוחית ​​ריקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם שלפוחית ​​השתן אינה ריקה או השתן הוא עקוב מדם או מעונן, לנהל 50 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף על ידי של Baytril לבעלי החיים באמצעות הזרקת interperitoneal במשך 10 ימים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג בעלי חיים לסימנים של autophagy, התייבשות, ואובדן מוגזם במשקל (יותר מ 20% ממשקל גוף). אם בעל חיים חווים כל התופעות הללו יש להתייעץ עם וטרינר באופן מיידי בכל הקשור לאפשרויות טיפול, או להרדימו באופן אנושי הבא הנחיות IACUC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתחשב בכך שהניידות עשויה להיות מוגבלת מייד לאחר ניתוח, לנקוט את הצעדים הדרושים כדי להפוך לבעלים-חיים בטוחים גישה למזון ומים. טרום ארוז מזון רטוב, כמו גםהידרוג&#39;ל של, יכול להיות זמין לבעלי חיים במקרים אלה. </li></ol></li></ol> 6. הערכת נזק לרקמות כתוצאה מדחיסת פגיעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים בעלי חיים כמתואר בשלבים 1.4 ו -1.5. בדוק עומק ההרדמה על ידי קמצוץ הבוהן ורפלקסים הרף קרנית ניטור. כאשר בעלי החיים הוא חסר רגישות לגירויים, המשך לשלב 6.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע זלוף intracardial 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את חלל החזה ולהכניס מחט לתוך החדר השמאלי. לשטוף את נוזלים קיימים עם 20 - 30 מיליליטר פוספט קר כקרח שנאגרו (PBS) ואחריו 15 - 25 מיליליטר של paraformaldehyde קר כקרח 4% (PFA). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את חוט השדרה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את עור הגב בעמוד השדרה ולסלק את כל רקמה עודפת המקיפה את אורכו של עמוד השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טור ושדרת בלו לחתוך כל רקמה שנותרה. רמת בפועל של laminectomy וiניתן לאשר njury על ידי ספירת צלעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספרי vanna ומלקחיים כדי לתפוס חלקים קטנים של עמוד השדרה בכיוון הזנב למקורי. תמשיך לחתוך את הכבל עד חשוף מספיק כדי לאפשר הסרה בטוחה. ויזואליזציה של מיקום החיתוך והתהליך ניתן להקל באמצעות stereoscope. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח רקמת חוט השדרה PFA 4%. לאפשר לרקמות להודעה תיקון-בפתרון זה למשך 24 שעות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רקמת Cryoprotect ידי דוגרים בסוכרוז 30% למשך 24 שעות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להטביע רקמות באוקטובר בקצרה, לקחת רקמה מ-30% הדגירה סוכרוז ולהסיר כל פתרון עודף. הנח את הרקמה לתוך cryomold מלא OCT ודגירה עבור שעה 1 על 4 מעלות צלזיוס. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר עובש מ4 ° C, לאשר נטייה כיוונית של הרקמה, לשים את התבנית בצלחת שטוחה של 2-methylbutane (טרום צונן עבור שעה 1 על קרח יבש) ולאפשר אוקטובר לביסוס לחלוטין. שמור על קרח יבש, אם משתמש באופן מיידי או stoמחדש ב -80 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הרקמה לתוך 20 מיקרומטר חלקי sagittal באמצעות cryostat. רקמת הר ישירות על גבי שקופיות. חנות ב -20 ° C עד שימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע כתם Hematoxylin ו Eosin (H &amp; E). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה, רעננותם הרקמה (5 דקות, 2 פעמים), כתם עם Hematoxylin (2.5 דקות), ולשטוף עם מים (1 דקות, 2 פעמים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה רקמה ב -50% ולאחר מכן 70% אתנול (3 דקות כל אחד), כתם עם Eosin (45 שניות), ומייבש על ידי דגירה ב 90% (5 שניות), 95% (5 שניות), 100% אתנול (2 דקות) , וisopropanol (2 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברור עם קסילן (5 דקות, 3 פעמים). הערה: צביעת H &amp; E תשתנה עם עובי רקמה ספציפי ותנאים. לכן, תקינה נדרשת לפני שתמשיכי עם דגימות רקמות ניסיוניות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכסות רקמה עם רצועה דקה של Permount (~ 100 מיקרומטר) וcoverslip. לחץ כלפי מטה על כל הצדדים של coverslip להבטיח חלוקה נכונה של נוזל. בואו שקופיות יבשות O / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Visualize סעיפי רקמות באמצעות תמונות מיקרוסקופ וללכוד דיגיטליות באמצעות התוכנה המצורפת. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination.">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li><li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat.">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection.">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li><li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats.">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li><li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury.">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li><li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations.">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li><li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes.">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li><li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains.">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הבחירה של מודל SCI חשובה בתכנון ניסויים כדי לקבוע את יעילותם של טיפולים למקרים של בני אדם SCI. ניסויים מסוג זה מחייבים מודל חיה שהוא מאוד לשחזור להגביל השתנות שעלולה לגרום לנתונים חד-משמעיים. הם צריכים גם להיות רלוונטיים קליניים כדי להעריך את מצבו של האדם שהם דוגמנות בצורה מדויקת. לשם כך, בחירת פציעת דחיסה או contusive על חיתוך רוחב היא יותר רלוונטי מבחינה קלינית 3. עם זאת, impactors ומנגנוני ירידה במשקל לפציעות חבלה דורשים השימוש במכונות יקרות ומסובכות. בניגוד לכך, מודל המלקחיים המכויל של SCI מנצל שונה מלקחיים כי הם קלים להרכבה מחומרי מעבדה משותפות, והניתוח דורש צעד נוסף אחד בלבד לאחר laminectomy גב סטנדרטי לחשוף את חוט השדרה. עם זאת, חסרון אחד של שימוש בשיטה זו הוא שהכח הדחיסה מיושם תמיד רוחבי ולא dorsally, כנתפס לרוב במקרים קליניים בבני אדם של 9 SCI, ופציעות דחיסה שנוצרו בשיטה להשפיע במידה מקורי, זנב גדולה יותר של רקמה מאשר דגמי חבלה 1,2. מודל זה הודגם על ידי מחוללי הטכניקה, ואותנו, כדי ליצור SCI שחזור 7,11, והוא גם מתאים לגודל של עכברים. יתר על כן, מודל פגיעה זו מאפשר לבעלי חיים כדי להיות מוערכים לאחר טיפולי ניתוח וטיפוליים באמצעות מספר רב של בדיקות התנהגותיות, כגון באסו העכבר Scale לתנועה ובדיקת שיער פון פריי, כדי לוודא שקבוצה של בעלי חיים חולקות את אותה חומרת פציעה ו7,11-13 גירעונות נוירולוגיות. גם אותם טכניקות ניתן להשתמש כדי להעריך את היעילות של טיפולים שניתנים לבעלי חיים במהלך לימודי חקירה, עמידה בקריטריונים הכלליים למודלים של בעלי חיים המשמשים להערכת טיפולים לSCI 2,7. השיטה של ​​ייצור המלקחיים מכויליםים למודל פציעה הוא פשוט ויכול להיות מושלם עם מגוון רחב של שיטות שונות. אנחנו השתמשנו בשיטת spacer 11, כפי שפורסמה על ידי 7 Plemel, וגם שינינו מלקחיים באמצעות בורג קטן, אשר לא רק מספק שיטה קלה יותר ליצירת מכשיר הדחיסה, אלא גם מאפשר לרבגוניות בהתאמת רוחב הדחיסה הסופית, של תועלת למחקרים השוואתיים. מגוון רחב של אפשרויות ביצירת המלקחיים הוא כמעט בלתי מוגבל, כל עוד spacer (ים) לספק אמצעי יציב של תמיד סגירת המלקחיים לאותו המרחק והוא יכול לעמוד מעוקר ועיקור. השיטות הניתוחיות המתוארות בסרטון הזה הן מאוד לשחזור פני משתמשים, עם זאת יש צורך לנקוט בזהירות בעת ביצוע laminectomy ותפירה של בעלי החיים לאחר ההליך שבוצע כך שחוט השדרה אינו סובל כל כוחות דחיסה נוספים שעשויים להגדיל את חומרת הפציעה ולבלבל את הניסויים עתידיים. </p&gt; עם אימון ותרגול נכונים, מודל המלקחיים המכויל של פגיעת דחיסה הוא גם מתאים לביצוע SCI בעכברים המחקים מקרים קליניים שנצפו בבני האדם 2,3,7. בשל הקלות של יצירת מלקחיים, ייצור עכברים בדרגות שונות של חומרת פציעה ניתן לעשות זאת בקלות. זה יהיה יתרון גדול להתבוננות השפעות גנטיות על SCI בדרגות שונות של חומרה בעכברים מהונדסים וכן הערכת היעילות של השתלות תאי גזע בעכברים. רוב המחקרים בספרות בוצעו על חולדות בשל גודלם, אשר בדרך כלל עושה ניתוחים קלים יותר לביצוע. עם זאת השיטה שפורסמה על ידי Plemel et al. 7 ותוארה על ידי בסרט הזה צריכה לאפשר SCI להתבצע על עכברים בקלות ושחזור גדולים.

מודלים של בעלי החיים של SCI הם כלים רבי ערך להערכת היעילות של פרדיגמות טיפוליות שנועדו למתן נזק כתוצאה מטראומה לחוט השדרה. מתוך הכרח ניסיוני, מודלים אלה חייבים לספק גירעונות לשחזור ובהתנהגויות של תנועה חושיות, להיות מתכווננת לייצר פציעות ברמות שונות של חומרה, ולהוכיח כי חומרת פציעה בקורלציה עם התואר של חסר נוירולוגים שנצפה. ישנם שלושה סוגים עיקריים של SCI עם תכונות שונות של פציעה: חיתוך רוחב, חבלה, ודחיסת 1. בקצרה, פציעת חיתוך רוחב הוא חתך לחוט השדרה, פגיעת חבלה נובעת מכוח קצר, מוקד פנה לחוט השדרה הגבי, ופציעת דחיסה מתרחשת כאשר כוח פוגעני מוחל על חוט השדרה, ויכולה להיות גם מכונה פציעה למחוץ 2. פציעות חיתוך רוחב מלאים קליניות נדירות בבני אדם 3, ואילו חבלהפציעות דחיסת ד נפוצות יותר. פציעת הדחיסה מייצרת תוצאה דומה למה שמצא בSCI אדם הנגרם על ידי, למשל, דחיסת גידול או כוחות דחיסה פוגעניים אחרים, ויכולה להתבצע באמצעות מערך פשוט של כלים. פציעות חבלה ודחיסה דומות שבשניהם כוח דחיסה ושניהם יש תכונות פתולוגיים דומות, כגון חוסר ארגון cytoarchitectonic, ולעורר תגובות אנדוגני דומות לפציעת 1,4. מודל פציעת החבלה בדרך כלל מפעיל כוח זה לחוט השדרה הגבי באמצעות מנגנון מיוחד באופן דומה למקרים של בני אדם SCI כתוצאה מנעיץ של עמוד השדרה 2,5,6. בניגוד לכך, יכולות להיות שנוצרו על ידי דחיסת פציעות מגוון רחב של שיטות הפעלת כוח dorsally או רוחבי. שיטות של פגיעת דחיסה כוללות מכוילות מלקחיים 7, קליפים פרצה 2, או הצבת משקל ישירות על חוט השדרה 8. יתרון שלקטעים מפרצת הוא שהם מסוגלים לספק כמויות שונות של כוח 9. השיטה של הוספת משקולות למשטח הגבי של חוט השדרה ישירות 8 דורשת משקל כדי להיות במקום במשך 10 דקות, באופן דרסטי להגדיל את אורכו של ניתוח וכתוצאה מכך חוסר עקביות בשל מיקום של המשקל והתנועה עקב הנשימה של בעלי חיים. בשל גודלו הקטן של עכברים, הצבת בעלי חיים במנגנונים מיוחדים שנועדו לשימוש בחולדות, כגון impactors לפציעות חבלה, עלולים להיות קשה או לגרום לפציעות עולות בקנה אחד 7. עם זאת, עכברים זמינים במגוון רחב של זנים מהונדסים, שלא כמו בעלי חיים גדולים יותר כגון חולדות או ארנבות, כי הם מאוד שימושיים עבור מחקר SCI. שיטת Plemel של שימוש במלקחיים מכוילים כדי לדחוס את חוט השדרה יוצרת SCI לשחזור ברמה גבוהה של התאמה בין חומרת פגיעה וחסרת נוירולוגי 7. מודל SCI כירורגית זהנוצר באמצעות זוג מס &#39;5 המלקחיים דומון שונה שיתקיים בנפרד במרחק שהוגדר על ידי שני אפוקסי המתכת או מכשול אחר כדי למנוע את הסגירה מלאה. מרווח מהונדס הדבר מבטיח כי המלקחיים יהיו תמיד קרובים לרוחב מסוים בניתוחים מרובים ועל ידי משתמשים שונים. יתרונה של השיטה הוא שPlemel חומרים כדי לייצר את המלקחיים מכוילים ניתן לרכוש בקלות והורכבו במעבדה ללא צורך בציוד מיוחד. מלקחיים אלה יכולים לעמוד סבבים רבים של מעוקר ועיקור, וחוסר מנגנון נפרד, מגושם מייעל ניתוחים. בסרטון הזה אנחנו מדגימים את השימוש כירורגית של זוג מלקחיים מכוילים על חוט השדרה העכבר כדי ליצור פגיעת דחיסה. אנחנו גם לענות על חששות ייחודיים הקשורים לטיפול בחיות מעבדה כבל נפצע בעמוד השדרה כדי לשפר את איכות חייהם לאחר ניתוח ולהפחית את התמותה.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane machine</td><td>Smiths Medical PM, Inc</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Phoenix Pharmaceutical</td><td>NDC: 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Scope</td><td>Seiler Precision Microscopes</td><td>SSI 202/402</td><td></td></tr><tr><td>Germinator-500 (tool sterilizer)</td><td>Thomas Scientific</td><td>3885A20</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (eye ointment)</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle (#3)</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade (#11)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&amp;nbsp;08-914B</td><td></td></tr><tr><td>Retractor (Colibri)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson roungeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Vanna (Castroviejo) scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11029-14</td><td></td></tr><tr><td>Laminectomy forceps (Dumont #2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Stapler</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Staples (wound clips)</td><td>Reflex7</td><td>203-1000</td><td></td></tr><tr><td>Sutures</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td></td></tr><tr><td>Needles (30 G x &amp;frac12;)</td><td>BD Biomedical</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1 ml)</td><td>BD Biomedical</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (enrofloxacin)</td><td>Bayer</td><td>NADA 140-913</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex (buprenorphine)</td><td>Cardinal Health</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

פציעות דחיסה של חוט השדרה העכברי הן מודלים של בעלי חיים רבי ערך לחקר פגיעה בעמוד השדרה חוט (SCI) וטיפול משובי השדרה. מודל המלקחיים המכויל של פגיעת דחיסה הוא עלות נוחה, נמוכה, ומודל חיה מאוד לשחזור לSCI. אנחנו השתמשנו בזוג מלקחיים שונה בהתאם לשיטה שפורסמה על ידי Plemel et al. (2008) לדחוס רוחבי של חוט השדרה עד למרחק של 0.35 מ&quot;מ. בסרטון הזה, אנו מראים laminectomy גב לחשוף את חוט השדרה, ואחרי דחיסה של חוט השדרה עם המלקחיים שונה. בסרטון, אנחנו גם לטפל בבעיות הקשורות לטיפול בחיות מעבדה משותק. מודל פגיעה זו מייצר עכברים שמפגינים ירידת ערך בתחושה, כמו גם פונקציה של תנועה hindlimb לקויה. יתר על כן, שיטה זו של פגיעה מייצרת סטיות עקביות בפתולוגיה של SCI, כפי שנקבע על ידי שיטות immunohistochemical. לאחר שצפה הווידאו הזהאיו, צופים צריכים להיות מסוגלים לקבוע את הציוד הדרוש ושיטות לייצור SCI של חומרות שונות בעכבר למחקרים על SCI ו / או טיפולים שנועדו למתן ירידת ערך לאחר פציעה.

ביצענו laminectomy על 12 עכברים (25 - 30 גרם) כפי שתואר לעיל, ואחרי לחיצות חוט השדרה ברמה של 0.25 מ&quot;מ (n = 4), מ&quot;מ 0.35 (n = 4) ו0.55 מ&quot;מ (n = 4). אנחנו הקרבנו בעלי חיים בשלוש (n = 6) ושבע (n = 6) שלאחר ימי פציעה על ידי זלוף intracardiac. חוט השדרה הוסר מעמוד השדרה, והרקמה הוכנה ומעובד כפי שתוארה לעיל. תמונות של חוט השדרה כולו צולמו במיקרוסקופ הדיגיטלי Leica EZ4 ותוכנות נלוות. תמונות של חלקי עמוד השדרה נלקחו בהגדלה 2X באמצעות מיקרוסקופ דיגיטלי אולימפוס וליווי תוכנה. מצאנו כי דחיסת חוט השדרה מייצרת פציעה עם המוקד באתר של הדחיסה (איור 1). ההשפעות של הפגיעה להאריך כמה מילימטרים בכיוונים מקורי ואת הזנב. חומרת הפציעה גדלה ככל שהמרחק בין מפרידי ירד (0.25 מ&quot;מ&gt; 0.35 מ&quot;מ&gt;0.55 מ&quot;מ, איור 2). שלושה ימים לאחר הדחיסה היו דם במוקד של הפציעה ואזורים סמוכים שלא להציג 7 ימים לאחר פציעה. לחיצות 0.25 מ&quot;מ ו -0.35 מ&quot;מ מיוצרות חלל, אך לא המודל 0.55 מ&quot;מ. לאחר 7 ימים, הגב וחומר לבן הגחון ירד במידה רבה בגודל במוקד, ארגון חומר האפור היה מעוות מאוד, וcavitation היה עקשן. שינויי cytoarchitectonical אלו מתורגמים למנוע ושינויים חושיים בהתנהגות בעלי החיים הוערך באמצעות בדיקות מתאימות כגון באסו עכבר Scale לפונקציה של תנועה ושיער וכלוריד אתיל בדיקות פון פריי לתפקוד חושי כפי שהראינו בפרסומים קודמים 8. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> איור 1. נציג תמונות של חוט השדרה שלם לפני וafפציעת ter. חוט השדרה לאחר דחיסת 0.35 מ&quot;מ חוט שדרה שלם (). (ב). חצים מצביעים על גבול של פגיעה. כוכבית indentifies מוקד של פציעה. D = הגבי, L = רוחב. בר סולם:. 0.50 מ&quot;מ <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> איור 2. נציגי תמונות של חוט השדרה עכבר לפני ואחרי פציעת דחיסה ברוחב דחיסה שונה. סעיף sagittal של חוט השדרה שליטה (א). סעיף עטרה במוקד של פציעת 0.35 מ&quot;מ SCI 7 ימים לאחר דחיסה (dpi) (ב). (C, E, G) סעיפי sagittal של חוט שדרה 3 dpi לרוחב של 0.25 , חוט השדרה 0.35 או 0.55 מ&quot;מ. (D, F, H) סעיפי sagittal של H &amp; E מוכתמתסעיף 7 dpi לרוחב של 0.25, 0.35 או 0.55 מ&quot;מ. כוכבית indentifies מוקד של פציעה. כל החלקים מוכתמים עם H &amp; E. D = הגבי, L = רוחב. בר סולם:. 1.25 מ&quot;מ <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.4K Views.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

דגם חבורה של פגיעה בחוט השדרה חמורה בחולדות

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

ייצוב שיטה חדש להפקת חוליות פגיעה בחוט השדרה Contusive

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

חוט השדרה עכבר בילוד דגם פגיעה דחיסה

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

<meta charset="utf8"></head><body>מודל אפופטוזיס עצבי המושרה על ידי דחיסת חוט השדרה בחולדה

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

מודל אפופטוזיס עצבי המושרה על ידי דחיסת חוט השדרה בחולדה

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Neuroscience

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

הקמת מודל פגיעה בעמוד השדרה של חבלה בעכבר המבוסס על טכניקה זעיר פולשנית

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

דגם חבורה של פגיעה בחוט השדרה חמורה בחולדות

ייצוב שיטה חדש להפקת חוליות פגיעה בחוט השדרה Contusive

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

חוט השדרה עכבר בילוד דגם פגיעה דחיסה

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

מודל אפופטוזיס עצבי המושרה על ידי דחיסת חוט השדרה בחולדה

מודל אפופטוזיס עצבי המושרה על ידי דחיסת חוט השדרה בחולדה

הקמת מודל פגיעה בעמוד השדרה של חבלה בעכבר המבוסס על טכניקה זעיר פולשנית

הקמת מודל תסמונת חבל הטבור המרכזי בעכבר C57BL/6J