Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

נהלי כל החיה ושיטות טיפול בבעלי החיים צריכים להיות מאושרים על ידי הוועדה מוסדי הטיפול בבעלי חיים ושימוש של המוסד (IACUC). 1. הכנת כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב את כל כלים הדרושים כירורגית וריאגנטים: מלקחיים, מספריים ונה, roungeurs, מפשק, אזמלים, מספריים, תפרים, סיכות עור, Q-טיפים, מלח סטרילית, ספוגים כירורגית, וisoflurane. הכן וחיטוי חבילה של כלים כירורגיים מלאה לפני הניתוח. אם ביצוע ניתוחים על עכבר יותר מפעם אחת, להכין וחיטוי חפיסה אחת של כלים לכל בעל חיים, או חיטוי חפיסה אחת של מכשירי ניתוח ולעקר עם מעקר כלי בין ניתוחים. בדרך כלל, חבילה אחת של כלים מעוקרים ניתן להשתמש בעד 5 עכברים אם נעשה שימוש בכלי terilizer חרוז זכוכית כדי לנקות כלים (לאחר 5 חיות הכלים חייבים להיות מחדש לנקות ולחטא היטב לפני השימוש) ב- בין ניתוחים. אנא בדוק עם מנהל IACUC המקומי לinstitutiעל הנחיות ספציפיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את שדה הניתוח עם מגבוני אלכוהול איזופרופיל 70%. הגדר את הווילאות כירורגית כדי להבטיח שדה סטרילי נשמר במהלך ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול כל עכבר לפני הניתוח. לנהל מינון של 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף של עצירות, תת עורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה על ידי מתן isoflurane במינון של 4% בחדר האינדוקציה של מכונה isoflurane. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שבעלי החיים הוא בהרדמה, להחיל משחה לעיניים על מנת למנוע התייבשות, להגדיר את החיה על כרית חימום על 37 מעלות צלזיוס, ולהבטיח כי ראשו של העכבר ממוקם כראוי בחרוט ההרדמה. (הערה: השתמש במקור חימום שלא לגרום לכוויות תרמיים, כלומר, שמיכת מים במחזור, בקבוק מים חם, או שוות ערך..) בשלב זה לנהל מינון של 2% isoflurane לבעלי החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את פני השטח הגבי של העכבר, כ 1 סנטימטר סביב מיקום החתך המיועד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את החתך שלITE על ידי שטיפה עם מגבוני אלכוהול איזופרופיל 70%, ולאחר מכן עם תמיסת יוד (10% Povidone-יוד, 1% יוד זמינה). חזור 3 פעמים. </li></ol> 2. הגבי Laminectomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני ביצוע חתך, להבטיח כי בעל החיים הוא מורדם כראוי על ידי בדיקת רפלקסים בשיטת קמצוץ הבוהן או זנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך לאורך עמוד השדרה הגבי עם אזמל וסכין, ולאחר מכן לבדוק רפלקסים שוב. קשת בגב כדי לעזור כראוי לדמיין ציוני דרך, כגון גבולות בין החוליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך דרך העור. הכנס מפשק להחזיק עור וfascia חזרה מחוט השדרה. נקה את הרקמה משני צדי עמוד השדרה כדי לחשוף את השרירים המכסים את עמוד השדרה. הערה: המנתח צריך להיות מוכר עם ציוני דרך אנטומי. לדוגמא, הזווית הנחותה של עצם השכמה מתכתבת עם T7. חלקיו העליונים של העקומה הטבעית של עמוד השדרה של העכבר הוא T12 ויכול לשמש כנקודת התייחסות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם pתאורת רופר, לקבוע את הרווח בין החוליות. מצא את הקצה האחורי של T10 ולחתוך שרירים וfascia בניצב לשטח הדיסק הבין חולייתי. לחתוך מספיק כדי לחשוף את lamina התהליך והאחורי spinous של T10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת זוג המלקחיים 5 קנס היטה דומון #, להסיר חלק מהרקמה מlamina ותהליך spinous לחשוף רסיס קטן של חוט השדרה. בעת צורך, להשתמש במלקחי רקמות לייצב את עמוד השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את laminectomy ידי הוספת צד אחד של זוג מספריים ונה הקטנה בצד דורסולטרלי של החוליה ורק מתחת לlamina. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך חיתוכים קטנים, זהירים לחתוך את הצד לרוחב של lamina השדרה. ודא שאין לחץ מוחל על חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על פעולה בצד השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפעיל לחץ עדין לעצור דימום במידת צורך עם Q-קצה או ספוג כירורגית, נזהר שלא יפעיל לחצו על חוט השדרה. הערה: הכן את קצף ג&#39;לספוג בתמיסת מלח סטרילית במקרה שצרכי דימום להיות בשליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהחתכים שנעשו, להרים את היבט הגב של החוליה ועדינות לנקות את כל קבצים מצורפים רקמות. השתמש באמצעי מתאים לשליטה בדימום במידת צורך. </li></ol></li></ol> 3. דחיסת חוט השדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות roungeurs או מלקחיים laminectomy, להבטיח שהצדדים לרוחב של חוט השדרה הם ללא עצם בחוליות, כך שהמלקחיים מכוילים לפציעת הדחיסה יכולים למקם בכל צד של חוט השדרה. זרועות של המלקחיים חייבים להיות מסוגלים להיות ממוקם בתוך החלל האפידורלי בצדדים סמוכים של חוט השדרה וקצות המלקחיים חייבים להיות מסוגל להגיע לקומה של תעלת השדרה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהנראות של חוט השדרה היא טובות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם דומון # המכויל 5 מלקחיים בערך באמצע של המקטע החשוף של חוט השדרה. נזכיר כי הנשק של הכוחps חייב להיות ממוקם בתוך החלל האפידורלי בצדדים סמוכים והטיפים חייבים לגעת ברצפה של תעלת השדרה כדי ליצור פציעות לשחזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדחוס בזהירות את חוט השדרה עד מפרידי להתחבר. להחזיק במקום למשך 15 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משחרר בעדינויות את כוח הדחיסה ולהסיר את המלקחיים מכוילים מחוט השדרה. יש להשתמש בתמיסת מלח סטרילית כדי להחזיר הומאוסטזיס לפני הפצע סגור. </li></ol> סגירת 4. פצע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר בזהירות את שכבת השריר מעל חוט השדרה, נזהר שלא לשבש או תפעילו לחצו על חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באחת תפרים או סיכות כדי לסגור את העור על הפצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם משתמש בהרדמת גז, מתחיל להתחדד / לכבות את ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 0.1 מיליליטר של צלצולים לקטט למשקל גוף 10 גרם לעזור חשבון להתייבשות במהלך הניתוח ולאחר הניתוח, כאשר בעלי החיים הוא רדום ומתאוששים מהפציעה. הפתרון צריך להיות warmeד לטמפרטורת גוף לפני הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בכלוב ללא מצעים. הכלוב צריך לנוח על גבי כרית חימום (כמתואר ב1.1.5) באופן שמאפשר לי מחצית משטח הכלוב להיות על הכרית, ואילו המחצית השנייה נחה על דלפק RT, על מנת לתת לי אפשרויות אקלים עכבר ברגע שהיא אמבולטורי. תשמור על מנת להבטיח כי &quot;כלוב ההתאוששות&quot; ממוקם בסביבה שקטה. באופן הדוק לפקח על בעלי החיים עד שהוא שב להכרתו, בו בזמן בעכבר ניתן להעביר לכלוב רגיל עם מצעים. </li></ol> טיפול 5. לאחר ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הניתוח, לנהל מינון של 0.05 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף עצירות תת עורי כל 12 שעות במשך 3 הימים הראשונים שלאחר ניתוח, ולאחר מכן לפי צורך לנהל סימפטומים של כאב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל מינון של צלצולים לקטט (0.1 מיליליטר לכל תת עורי משקל גוף 10 g) ל3 הראשונים - 5 ימים לאחר ניתוח. תן מנה זו אם / כאשרimal מתחיל להפגין סימנים של התייבשות מחוץ לתקופת זמן הראשונית הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באופן ידני להביע את שלפוחית ​​השתן של בעלי החיים באמצעות תמרון Crede פעמיים ביום. בעדינות למשש את הבטן של החיה כדי לאתר את שלפוחית ​​השתן, ולאחר מכן להפעיל לחץ כלפי מטה עדין עד השלפוחית ​​ריקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם שלפוחית ​​השתן אינה ריקה או השתן הוא עקוב מדם או מעונן, לנהל 50 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף על ידי של Baytril לבעלי החיים באמצעות הזרקת interperitoneal במשך 10 ימים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג בעלי חיים לסימנים של autophagy, התייבשות, ואובדן מוגזם במשקל (יותר מ 20% ממשקל גוף). אם בעל חיים חווים כל התופעות הללו יש להתייעץ עם וטרינר באופן מיידי בכל הקשור לאפשרויות טיפול, או להרדימו באופן אנושי הבא הנחיות IACUC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתחשב בכך שהניידות עשויה להיות מוגבלת מייד לאחר ניתוח, לנקוט את הצעדים הדרושים כדי להפוך לבעלים-חיים בטוחים גישה למזון ומים. טרום ארוז מזון רטוב, כמו גםהידרוג&#39;ל של, יכול להיות זמין לבעלי חיים במקרים אלה. </li></ol></li></ol> 6. הערכת נזק לרקמות כתוצאה מדחיסת פגיעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים בעלי חיים כמתואר בשלבים 1.4 ו -1.5. בדוק עומק ההרדמה על ידי קמצוץ הבוהן ורפלקסים הרף קרנית ניטור. כאשר בעלי החיים הוא חסר רגישות לגירויים, המשך לשלב 6.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע זלוף intracardial 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את חלל החזה ולהכניס מחט לתוך החדר השמאלי. לשטוף את נוזלים קיימים עם 20 - 30 מיליליטר פוספט קר כקרח שנאגרו (PBS) ואחריו 15 - 25 מיליליטר של paraformaldehyde קר כקרח 4% (PFA). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את חוט השדרה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את עור הגב בעמוד השדרה ולסלק את כל רקמה עודפת המקיפה את אורכו של עמוד השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טור ושדרת בלו לחתוך כל רקמה שנותרה. רמת בפועל של laminectomy וiניתן לאשר njury על ידי ספירת צלעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספרי vanna ומלקחיים כדי לתפוס חלקים קטנים של עמוד השדרה בכיוון הזנב למקורי. תמשיך לחתוך את הכבל עד חשוף מספיק כדי לאפשר הסרה בטוחה. ויזואליזציה של מיקום החיתוך והתהליך ניתן להקל באמצעות stereoscope. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח רקמת חוט השדרה PFA 4%. לאפשר לרקמות להודעה תיקון-בפתרון זה למשך 24 שעות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רקמת Cryoprotect ידי דוגרים בסוכרוז 30% למשך 24 שעות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להטביע רקמות באוקטובר בקצרה, לקחת רקמה מ-30% הדגירה סוכרוז ולהסיר כל פתרון עודף. הנח את הרקמה לתוך cryomold מלא OCT ודגירה עבור שעה 1 על 4 מעלות צלזיוס. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר עובש מ4 ° C, לאשר נטייה כיוונית של הרקמה, לשים את התבנית בצלחת שטוחה של 2-methylbutane (טרום צונן עבור שעה 1 על קרח יבש) ולאפשר אוקטובר לביסוס לחלוטין. שמור על קרח יבש, אם משתמש באופן מיידי או stoמחדש ב -80 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הרקמה לתוך 20 מיקרומטר חלקי sagittal באמצעות cryostat. רקמת הר ישירות על גבי שקופיות. חנות ב -20 ° C עד שימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע כתם Hematoxylin ו Eosin (H &amp; E). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה, רעננותם הרקמה (5 דקות, 2 פעמים), כתם עם Hematoxylin (2.5 דקות), ולשטוף עם מים (1 דקות, 2 פעמים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה רקמה ב -50% ולאחר מכן 70% אתנול (3 דקות כל אחד), כתם עם Eosin (45 שניות), ומייבש על ידי דגירה ב 90% (5 שניות), 95% (5 שניות), 100% אתנול (2 דקות) , וisopropanol (2 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברור עם קסילן (5 דקות, 3 פעמים). הערה: צביעת H &amp; E תשתנה עם עובי רקמה ספציפי ותנאים. לכן, תקינה נדרשת לפני שתמשיכי עם דגימות רקמות ניסיוניות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכסות רקמה עם רצועה דקה של Permount (~ 100 מיקרומטר) וcoverslip. לחץ כלפי מטה על כל הצדדים של coverslip להבטיח חלוקה נכונה של נוזל. בואו שקופיות יבשות O / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Visualize סעיפי רקמות באמצעות תמונות מיקרוסקופ וללכוד דיגיטליות באמצעות התוכנה המצורפת. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination.">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li><li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat.">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection.">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li><li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats.">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li><li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury.">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li><li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations.">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li><li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes.">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li><li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains.">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הבחירה של מודל SCI חשובה בתכנון ניסויים כדי לקבוע את יעילותם של טיפולים למקרים של בני אדם SCI. ניסויים מסוג זה מחייבים מודל חיה שהוא מאוד לשחזור להגביל השתנות שעלולה לגרום לנתונים חד-משמעיים. הם צריכים גם להיות רלוונטיים קליניים כדי להעריך את מצבו של האדם שהם דוגמנות בצורה מדויקת. לשם כך, בחירת פציעת דחיסה או contusive על חיתוך רוחב היא יותר רלוונטי מבחינה קלינית 3. עם זאת, impactors ומנגנוני ירידה במשקל לפציעות חבלה דורשים השימוש במכונות יקרות ומסובכות. בניגוד לכך, מודל המלקחיים המכויל של SCI מנצל שונה מלקחיים כי הם קלים להרכבה מחומרי מעבדה משותפות, והניתוח דורש צעד נוסף אחד בלבד לאחר laminectomy גב סטנדרטי לחשוף את חוט השדרה. עם זאת, חסרון אחד של שימוש בשיטה זו הוא שהכח הדחיסה מיושם תמיד רוחבי ולא dorsally, כנתפס לרוב במקרים קליניים בבני אדם של 9 SCI, ופציעות דחיסה שנוצרו בשיטה להשפיע במידה מקורי, זנב גדולה יותר של רקמה מאשר דגמי חבלה 1,2. מודל זה הודגם על ידי מחוללי הטכניקה, ואותנו, כדי ליצור SCI שחזור 7,11, והוא גם מתאים לגודל של עכברים. יתר על כן, מודל פגיעה זו מאפשר לבעלי חיים כדי להיות מוערכים לאחר טיפולי ניתוח וטיפוליים באמצעות מספר רב של בדיקות התנהגותיות, כגון באסו העכבר Scale לתנועה ובדיקת שיער פון פריי, כדי לוודא שקבוצה של בעלי חיים חולקות את אותה חומרת פציעה ו7,11-13 גירעונות נוירולוגיות. גם אותם טכניקות ניתן להשתמש כדי להעריך את היעילות של טיפולים שניתנים לבעלי חיים במהלך לימודי חקירה, עמידה בקריטריונים הכלליים למודלים של בעלי חיים המשמשים להערכת טיפולים לSCI 2,7. השיטה של ​​ייצור המלקחיים מכויליםים למודל פציעה הוא פשוט ויכול להיות מושלם עם מגוון רחב של שיטות שונות. אנחנו השתמשנו בשיטת spacer 11, כפי שפורסמה על ידי 7 Plemel, וגם שינינו מלקחיים באמצעות בורג קטן, אשר לא רק מספק שיטה קלה יותר ליצירת מכשיר הדחיסה, אלא גם מאפשר לרבגוניות בהתאמת רוחב הדחיסה הסופית, של תועלת למחקרים השוואתיים. מגוון רחב של אפשרויות ביצירת המלקחיים הוא כמעט בלתי מוגבל, כל עוד spacer (ים) לספק אמצעי יציב של תמיד סגירת המלקחיים לאותו המרחק והוא יכול לעמוד מעוקר ועיקור. השיטות הניתוחיות המתוארות בסרטון הזה הן מאוד לשחזור פני משתמשים, עם זאת יש צורך לנקוט בזהירות בעת ביצוע laminectomy ותפירה של בעלי החיים לאחר ההליך שבוצע כך שחוט השדרה אינו סובל כל כוחות דחיסה נוספים שעשויים להגדיל את חומרת הפציעה ולבלבל את הניסויים עתידיים. </p&gt; עם אימון ותרגול נכונים, מודל המלקחיים המכויל של פגיעת דחיסה הוא גם מתאים לביצוע SCI בעכברים המחקים מקרים קליניים שנצפו בבני האדם 2,3,7. בשל הקלות של יצירת מלקחיים, ייצור עכברים בדרגות שונות של חומרת פציעה ניתן לעשות זאת בקלות. זה יהיה יתרון גדול להתבוננות השפעות גנטיות על SCI בדרגות שונות של חומרה בעכברים מהונדסים וכן הערכת היעילות של השתלות תאי גזע בעכברים. רוב המחקרים בספרות בוצעו על חולדות בשל גודלם, אשר בדרך כלל עושה ניתוחים קלים יותר לביצוע. עם זאת השיטה שפורסמה על ידי Plemel et al. 7 ותוארה על ידי בסרט הזה צריכה לאפשר SCI להתבצע על עכברים בקלות ושחזור גדולים.

מודלים של בעלי החיים של SCI הם כלים רבי ערך להערכת היעילות של פרדיגמות טיפוליות שנועדו למתן נזק כתוצאה מטראומה לחוט השדרה. מתוך הכרח ניסיוני, מודלים אלה חייבים לספק גירעונות לשחזור ובהתנהגויות של תנועה חושיות, להיות מתכווננת לייצר פציעות ברמות שונות של חומרה, ולהוכיח כי חומרת פציעה בקורלציה עם התואר של חסר נוירולוגים שנצפה. ישנם שלושה סוגים עיקריים של SCI עם תכונות שונות של פציעה: חיתוך רוחב, חבלה, ודחיסת 1. בקצרה, פציעת חיתוך רוחב הוא חתך לחוט השדרה, פגיעת חבלה נובעת מכוח קצר, מוקד פנה לחוט השדרה הגבי, ופציעת דחיסה מתרחשת כאשר כוח פוגעני מוחל על חוט השדרה, ויכולה להיות גם מכונה פציעה למחוץ 2. פציעות חיתוך רוחב מלאים קליניות נדירות בבני אדם 3, ואילו חבלהפציעות דחיסת ד נפוצות יותר. פציעת הדחיסה מייצרת תוצאה דומה למה שמצא בSCI אדם הנגרם על ידי, למשל, דחיסת גידול או כוחות דחיסה פוגעניים אחרים, ויכולה להתבצע באמצעות מערך פשוט של כלים. פציעות חבלה ודחיסה דומות שבשניהם כוח דחיסה ושניהם יש תכונות פתולוגיים דומות, כגון חוסר ארגון cytoarchitectonic, ולעורר תגובות אנדוגני דומות לפציעת 1,4. מודל פציעת החבלה בדרך כלל מפעיל כוח זה לחוט השדרה הגבי באמצעות מנגנון מיוחד באופן דומה למקרים של בני אדם SCI כתוצאה מנעיץ של עמוד השדרה 2,5,6. בניגוד לכך, יכולות להיות שנוצרו על ידי דחיסת פציעות מגוון רחב של שיטות הפעלת כוח dorsally או רוחבי. שיטות של פגיעת דחיסה כוללות מכוילות מלקחיים 7, קליפים פרצה 2, או הצבת משקל ישירות על חוט השדרה 8. יתרון שלקטעים מפרצת הוא שהם מסוגלים לספק כמויות שונות של כוח 9. השיטה של הוספת משקולות למשטח הגבי של חוט השדרה ישירות 8 דורשת משקל כדי להיות במקום במשך 10 דקות, באופן דרסטי להגדיל את אורכו של ניתוח וכתוצאה מכך חוסר עקביות בשל מיקום של המשקל והתנועה עקב הנשימה של בעלי חיים. בשל גודלו הקטן של עכברים, הצבת בעלי חיים במנגנונים מיוחדים שנועדו לשימוש בחולדות, כגון impactors לפציעות חבלה, עלולים להיות קשה או לגרום לפציעות עולות בקנה אחד 7. עם זאת, עכברים זמינים במגוון רחב של זנים מהונדסים, שלא כמו בעלי חיים גדולים יותר כגון חולדות או ארנבות, כי הם מאוד שימושיים עבור מחקר SCI. שיטת Plemel של שימוש במלקחיים מכוילים כדי לדחוס את חוט השדרה יוצרת SCI לשחזור ברמה גבוהה של התאמה בין חומרת פגיעה וחסרת נוירולוגי 7. מודל SCI כירורגית זהנוצר באמצעות זוג מס &#39;5 המלקחיים דומון שונה שיתקיים בנפרד במרחק שהוגדר על ידי שני אפוקסי המתכת או מכשול אחר כדי למנוע את הסגירה מלאה. מרווח מהונדס הדבר מבטיח כי המלקחיים יהיו תמיד קרובים לרוחב מסוים בניתוחים מרובים ועל ידי משתמשים שונים. יתרונה של השיטה הוא שPlemel חומרים כדי לייצר את המלקחיים מכוילים ניתן לרכוש בקלות והורכבו במעבדה ללא צורך בציוד מיוחד. מלקחיים אלה יכולים לעמוד סבבים רבים של מעוקר ועיקור, וחוסר מנגנון נפרד, מגושם מייעל ניתוחים. בסרטון הזה אנחנו מדגימים את השימוש כירורגית של זוג מלקחיים מכוילים על חוט השדרה העכבר כדי ליצור פגיעת דחיסה. אנחנו גם לענות על חששות ייחודיים הקשורים לטיפול בחיות מעבדה כבל נפצע בעמוד השדרה כדי לשפר את איכות חייהם לאחר ניתוח ולהפחית את התמותה.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

פציעות דחיסה של חוט השדרה העכברי הן מודלים של בעלי חיים רבי ערך לחקר פגיעה בעמוד השדרה חוט (SCI) וטיפול משובי השדרה. מודל המלקחיים המכויל של פגיעת דחיסה הוא עלות נוחה, נמוכה, ומודל חיה מאוד לשחזור לSCI. אנחנו השתמשנו בזוג מלקחיים שונה בהתאם לשיטה שפורסמה על ידי Plemel et al. (2008) לדחוס רוחבי של חוט השדרה עד למרחק של 0.35 מ&quot;מ. בסרטון הזה, אנו מראים laminectomy גב לחשוף את חוט השדרה, ואחרי דחיסה של חוט השדרה עם המלקחיים שונה. בסרטון, אנחנו גם לטפל בבעיות הקשורות לטיפול בחיות מעבדה משותק. מודל פגיעה זו מייצר עכברים שמפגינים ירידת ערך בתחושה, כמו גם פונקציה של תנועה hindlimb לקויה. יתר על כן, שיטה זו של פגיעה מייצרת סטיות עקביות בפתולוגיה של SCI, כפי שנקבע על ידי שיטות immunohistochemical. לאחר שצפה הווידאו הזהאיו, צופים צריכים להיות מסוגלים לקבוע את הציוד הדרוש ושיטות לייצור SCI של חומרות שונות בעכבר למחקרים על SCI ו / או טיפולים שנועדו למתן ירידת ערך לאחר פציעה.

ביצענו laminectomy על 12 עכברים (25 - 30 גרם) כפי שתואר לעיל, ואחרי לחיצות חוט השדרה ברמה של 0.25 מ&quot;מ (n = 4), מ&quot;מ 0.35 (n = 4) ו0.55 מ&quot;מ (n = 4). אנחנו הקרבנו בעלי חיים בשלוש (n = 6) ושבע (n = 6) שלאחר ימי פציעה על ידי זלוף intracardiac. חוט השדרה הוסר מעמוד השדרה, והרקמה הוכנה ומעובד כפי שתוארה לעיל. תמונות של חוט השדרה כולו צולמו במיקרוסקופ הדיגיטלי Leica EZ4 ותוכנות נלוות. תמונות של חלקי עמוד השדרה נלקחו בהגדלה 2X באמצעות מיקרוסקופ דיגיטלי אולימפוס וליווי תוכנה. מצאנו כי דחיסת חוט השדרה מייצרת פציעה עם המוקד באתר של הדחיסה (איור 1). ההשפעות של הפגיעה להאריך כמה מילימטרים בכיוונים מקורי ואת הזנב. חומרת הפציעה גדלה ככל שהמרחק בין מפרידי ירד (0.25 מ&quot;מ&gt; 0.35 מ&quot;מ&gt;0.55 מ&quot;מ, איור 2). שלושה ימים לאחר הדחיסה היו דם במוקד של הפציעה ואזורים סמוכים שלא להציג 7 ימים לאחר פציעה. לחיצות 0.25 מ&quot;מ ו -0.35 מ&quot;מ מיוצרות חלל, אך לא המודל 0.55 מ&quot;מ. לאחר 7 ימים, הגב וחומר לבן הגחון ירד במידה רבה בגודל במוקד, ארגון חומר האפור היה מעוות מאוד, וcavitation היה עקשן. שינויי cytoarchitectonical אלו מתורגמים למנוע ושינויים חושיים בהתנהגות בעלי החיים הוערך באמצעות בדיקות מתאימות כגון באסו עכבר Scale לפונקציה של תנועה ושיער וכלוריד אתיל בדיקות פון פריי לתפקוד חושי כפי שהראינו בפרסומים קודמים 8. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> איור 1. נציג תמונות של חוט השדרה שלם לפני וafפציעת ter. חוט השדרה לאחר דחיסת 0.35 מ&quot;מ חוט שדרה שלם (). (ב). חצים מצביעים על גבול של פגיעה. כוכבית indentifies מוקד של פציעה. D = הגבי, L = רוחב. בר סולם:. 0.50 מ&quot;מ <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> איור 2. נציגי תמונות של חוט השדרה עכבר לפני ואחרי פציעת דחיסה ברוחב דחיסה שונה. סעיף sagittal של חוט השדרה שליטה (א). סעיף עטרה במוקד של פציעת 0.35 מ&quot;מ SCI 7 ימים לאחר דחיסה (dpi) (ב). (C, E, G) סעיפי sagittal של חוט שדרה 3 dpi לרוחב של 0.25 , חוט השדרה 0.35 או 0.55 מ&quot;מ. (D, F, H) סעיפי sagittal של H &amp; E מוכתמתסעיף 7 dpi לרוחב של 0.25, 0.35 או 0.55 מ&quot;מ. כוכבית indentifies מוקד של פציעה. כל החלקים מוכתמים עם H &amp; E. D = הגבי, L = רוחב. בר סולם:. 1.25 מ&quot;מ <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

מכויל דגם מלקחיים של חוט השדרה דחיסת פגיעה

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.4K Views.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

אקוטי וכרוני בדיקה חושי טקטילי לאחר פגיעה בחוט השדרה של חולדות

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

דגם Contusive של פגיעה בחוט השדרה באמצעות צוואר הרחם חד צדדית Impactor אופק אינסופי

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

דגם חבורה של פגיעה בחוט השדרה חמורה בחולדות

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

הערכה של הפעלת שרירים נשימה בעזרת נשימה בקרת מנוע הערכה (RMCA) אצל אנשים עם פגיעה בחוט השדרה כרונית

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

מודל Murine של חוט השדרה הצווארי פגיעה לחקר פוסט lesional הנשימה Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

השפעת דגם קליפת המוח מבוקר לפגיעה מוחית טראומטית

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

מערכת רדיו-telemetric לפקח פונקצית לב וכלי דם אצל חולדות עם חוט השדרה חיתוך רוחב ועוברי גזע עצבי שתלי סלולארי

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

השתלת תאי גזע עצבית בדגם ניסיוני של Contusive פגיעה בחוט השדרה

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

השווה אולטראסאונד הדמיה משופרת להערכה של חוט השדרה זרימת דם בפגיעה בחוט השדרה הניסויית

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis-induced איסכמיה מיקוד כדגם של חוט השדרה פגיעה בעכברים

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...