Bu çalışma kısmen NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562 tarafından desteklenmiştir; ABD Gazi İşleri Bakanlığı&#39;ndan Merhere İnceleme Ödülü I01 BX002356; Craig H Neilsen Vakfı 296749; Indiana Spinal Cord ve Beyin Hasarı Araştırma Vakfı ve Mari Hulman George Teşvik Fonu (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Indiana Eyaleti ISDH 13679 (XW); Ve NeuroCures Vakfı.

Tüm cerrahi ve hayvan taşıma prosedürleri, Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu (Ulusal Araştırma Konseyi) ve Indiana Üniversitesi Tıp Fakültesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi Kılavuzları kapsamında onaylanmış şekilde gerçekleştirildi. 1. Hayvanı Hazırlama ve T10 Spinal Laminektomi Yapma <ol><li> Bir otoklavda cerrahi aletleri ve metal omurga stabilizatörünü sterilize edin. Ameliyat masasını temizleyin. Isıtma pedini 37 ° C&#39;ye ısıtın. Isıtma pedini ameliyat masasına yerleştirin ve steril cerrahi örtülerle örtün. Ameliyat boyunca steril teknik kullanın. </li><li> Bu çalışma için 10 haftalıkken kadın genç yetişkin C57 / 6J farelerini kullanın. Her hayvana bir ketamin (87.7 mg / kg) ve ksilazin (12.3 mg / kg) karışımı intraperitonal (ip) enjeksiyonu ile anestezi uygulayın. Tam bir anestezi teyit etmek için pençenin sıkışmasına neden olan bir ağrı kesici uyarılmaya tepki göstermeden onaylayın. </stro<html> ng&gt; <ol><li> Buprenorfin (0.01-0.05 mg / kg), analjezik bir ajan ve karprofen (5 mg / kg), deri altı anti-inflamatuar ilaç subkütan olarak uygulayın. </li></ol></li><li> Elektrikli bir kesme aleti kullanarak saçları torakolumbar omurganın üzerinden tıraş edin. Cildinizi betadin çözeltisi ve% 70 alkol mendili ile ovun. </li><li> Ameliyat sırasında gözlerin kurumasına engel olmak için gözlere oftalmik merhem uygulayın. </li><li> Neşterle, 9-11 . Torakal vertebral tabakaları açığa çıkarmak için hayvanın arkasında 1.5 cm&#39;lik bir orta hat cilt insizyonu yapın. Subkütan yağ dokusunu rostral olarak itin. Paraspinal kasları spinöz proseslerden ve tabakalardan uzakta, her iki taraftaki yan fasetlere doğru ayırın. </li><li> Fareyi dengeleyicinin U-şeklinde çukurunun üzerine yerleştirin ( Şekil 2A Ve 2B ). Paslanmaz çelik kolları, T10 omurunun açıktaki yüzlerinin altında iki yönlü olarak sıkıştırın (G &quot;&gt; Şekil 4A) ve kollara tutturulmuş başparmak vidalarını kullanarak sıkın ( Şekil 2A ). </li><li> Omurilik üzerinde dura materyali açığa çıkaran bir mikro ronjör kullanarak T10 spinöz prosesi ve laminayı (laminektomi) çıkarın ( Şekil 4B ). </li></ol> 2. LISA İmpaktörünü Kullanarak T10 Contozisyon Hasarını Gerçekleştirme <ol><li> Bu çalışma için sıkıştırılmış azotu 20 PSI veya 138 kPa&#39;ya ayarlamak için azot tankı üzerindeki basınç regülatörünün düğmesini çevirin ( Şekil 1A ). NOT: Basınç 10-120 PSI arasında ayarlanabilir. Daha yüksek bir basınç, daha hızlı bir darbeye neden olacaktır. 1,2 mm çaplı SCI cihaz ucu fareler için tasarlanmıştır ve sıçanlar için 2,2 mm çapında uç tasarlanmıştır. Farelerden sıçanlara geçiş yapılırken, daha büyük çaplı uç, metal uca bir halka eklenerek oluşturulabilir (kimlik 1.2 mm / oda 2.2 mm). Bu farelerde 1.2 mm uç kullandık SCItudy. Kullanmadan önce SCI ucunu sterilize edin. </li><li> Yazılımı başlatmak için bilgisayarı açın. Çarpıcı ucunu tamamen uzatılmış konuma getirmek için Düğme 1&#39;i ( Şekil 1B ) basınız ( Şekil 3A -1 ). NOT: Düğme 1&#39;in işlevi pnömatik silindiri elle etkinleştirmek veya devre dışı bırakmaktır. </li><li> Sahne üzerine U şeklindeki kap fareyle yerleştirin ( Şekil 2B ). Montaj parçasının başparmak vidalarını sıkarak sahneyi yerinde sabitleyin ( Şekil 2B ). </li><li> &quot;SET SIFIR DÜZEYİ&quot; alanının (yeşil) altında, &quot;OKUMAYI BAŞLAT&quot; düğmesini tıklatarak ( ªekil 3A ), tamamen uzatılmış plançer ucuna olan mesafeyi ölçen bir lazer sensörü ile sıfır seviyesini ayarlayın. Mesafe, bu bölgedeki &quot;Aralık&quot; parametresinde gösterilecektir ( Şekil 3A ). &quot;Sıfırlama&quot; düğmesini tıklayın ( Şekil 3A&#39;da gösterilen 8.951 mm) mm cinsinden bir sayı görünecektir. </li><li> Darbe ucunu geri çekmek için Düğme 1&#39;e ( Şekil 1B ) basınız ( Şekil 3B -1 , bir üst ok ile gösterilmiştir) ve Bağlantı Vidası 1&#39;in kilidini açınız ( Şekil 2B ). Vidayı lazer ışını yolundan uzaklaştıracak doğru konuma çekin ( Şekil 3B -1 , yanal ok ile gösterilir) ve vidayı kilitlemek için vidayı saat yönünde 90 derece çevirin. </li><li> Lazer ışını maruz kalan dorsal spinal kordun merkezine odaklamak için ön ve yan mikroişlemcileri ( Şekil 1C ) ayarlayarak sahne hareket ettirin. Yaralanma yerinin hedeflenmesinden sonra, &quot;HATA YAPMAYIN&quot; başlığı altındaki &quot;OKUMAYI BAŞLAT&quot; düğmesine tıklayarak doku mesafesini ölçünEVEL &quot;bölgesi (mavi) ( Şekil 3B ve 3B-1 ). </li><li> İstenilen yer değiştirme parametresine ( örneğin, &quot;Yaralanma&quot; parametre kutusunda gösterilen 0.500 mm&#39;ye) ulaşmak için &quot;YARALANIN SEVİYESİNİ ALIN&quot; alanına dikey mikro sürücüyle ( Şekil 1C ) sensör ve omurilik arasındaki mesafeyi yavaşça ayarlayın (Mavi) ( Şekil 3B ). <ol><li> Arzu edilen yaralanma yer değiştirmesine erişildiğinde, doku mesafesini kaydedin ( örneğin, &quot;Aralık&quot; parametre kutusunda gösterilen 8.451 mm) ( Şekil 3B ). İstenen yer değiştirmeyi (Yaralanma) = uç mesafesi (Sıfır) - doku mesafesini (Aralık) ( Şekil 3B ) tanımlayın. İstenilen yaralanma ( örn. 0.500 mm doku deplasmanı) ulaşıldığında ( Şekil 3B ), &quot;HATA ZİDİRLATMASI&quot; alanının altındaki &quot;HATALARINIZI KONTROL EDİN&quot; düğmesine tıklayın.Yaralanma ayarlayın. </li></ol></li><li> Vidayı 1 saat 90 ° döndürerek vidanın kilidini açın, çarpma ucunu lazer ışınının yörüngesine geri itin ( Şekil 3C -1 , okla gösterilen yönde) ve vidayı saat yönünde 90 ° döndürerek kilitleyin. </li><li> Etkiyi uygulamak için kırmızı &quot;RUN DENEY&quot; bölgesinin altındaki Çalıştır düğmesini tıklayın ( Şekil 3C ). Bu bölgenin altındaki parametre kutuları, yaralanma zamanı, kuvvet (mV), hız (m / s) ve yaralanma yer değiştirmesi (mm) ( Şekil 3C ) gösterecektir. </li><li> Tüm yaralanma verileri kaydedildikten ve kaydedildikten sonra, sahnedeki fareyle U şeklindeki yalakayı çıkarın. Cerrahi bir mikroskop altında omurilik hasarını görsel olarak onaylayın ( Şekil 4C ). </li><li> Paravertebral kasları, yüzeyel fasyayı ve cildi, 3-0 ipekle sürekli sütür kullanarak dikin (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Enjekte etmek1 mL% 0.9&#39;luk salin ile hidrasyon için subkutan yoldan alın ve tam bir bilinç elde edilinceye kadar sıcaklık kontrollü bir ped üzerine koyun. Fare, erişilebilir yiyecek ve su içeren kafese yerleştirin. </li><li> Ameliyat sonrası bakım için, spontan mesane işeme dönene kadar mesaneyi manuel olarak ifade edin. Analjezik için, 2 gün süreyle 8-12 saat / gün Buprenorfin (0.05-2.0 mg / kg, SQ) enjekte edin. Mesane enfeksiyonu ortaya çıkarsa, 7-10 gün süreyle Baytril (SQ, 5-10 mg / kg, 0.1 mL, günlük 1 doz) enjekte edin. Bölgesel / sistemik enfeksiyon ortaya çıkarsa, 4 gün boyunca Gentamisin (SQ, 5-8 mg / kg, 1 mL steril tuzlu suda her 8-12 saatte seyreltilir) enjekte edin. </li><li> SCI&#39;den 14 gün sonra dikiş iplerini çıkartın. </li><li> Hasar sonrası 42. günde, fareler perfüzyon yoluyla kurban edilecek. 1.2 olarak uygun anestezi yapıldıktan sonra, 0.01 M PBS&#39;de 30 ml (0.01M) fosfat tamponlu salin (PBS) ve 30 ml% 4 paraformaldehid ile perfüze edilecektir. Lezyon epik dahil omuriliğin bir santimetresiBölümleme ve histolojik analizler için toplanır ve işlenir. </li></ol>

<ol>
	<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+models.">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li><li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+in+the+rat:+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment.">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li><li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat.">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li><li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury:+Characterization+of+a+force-defined+injury+device.">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li><li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury:+a+dynamic+and+verifiable+injury+device.">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li><li>Young, W., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MASCIS+spinal+cord+contusion+model.">MASCIS spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 411-422 (2009).</li><li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ohio+State+University+ESCID+spinal+cord+contusion+model.">The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 433-448 (2009).</li><li>Scheff, S., Roberts, K. N., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery+of+experimental+lesion+of+spinal+cord+equivalent+to+crush+injury+of+fracture+dislocation+of+spinal+column.+A+preliminary+report.">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li><li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse.">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li><li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

Christopher B. Shields, MD, Louisville Impactor System, LLC tarafından üretilen Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı&#39;nın (LISA) mülkiyetindedir.

1911&#39;de Allen, köpekler 12&#39;nin maruz kalmış omurilik kordlarında yaralanmalara neden olmak için sabit bir ağırlık kullanarak ilk ağırlık düşüş modelini tarif etti. Benzer düşme düşüş modelleri, NYU / MASCIS çarpma tertibatı 3 , 6 , 13 , 14 dahil olmak üzere Allen modeline dayalı olarak geliştirildi. Ağırlık düşüş modeline ek olarak, diğer SCI cihazları da oluşturuldu. OSU / ESCID 5 , 7 modeli yaralanma şiddetini kontrol etmek için bir doku değiştirme mekanizması kullanır ve IH modeli 4,8, kademeli bir SCI oluşturmak için kuvvet kullanır. Bu sistemlerde, vertebral stabilizasyon, burun ve kaudal spinöz proseslerin hasar alanına sıkıştırılmasıyla elde edilir. Bu cihazlar, özellikle 0.33 - 0.9 m / s (NYU / MASCIS), 0.148 m / s (OSU / ESCID) düşük yaralanma hızları kullanırlar;Ve 0.13 m / s (İH). Rstral ve kaudal spinöz prosesleri stabilize etmek, çarpma esnasında omurga esnekliği ve omurga hareketine neden olabilir ve bu da yaralanma hassasiyetini etkileyebilir. LISA yöntemi, özellikle omurga instabilitesi ve düşük yaralanma hızı açısından mevcut modellerin eksikliklerinin üstesinden gelmeye çalışmaktadır. Bu yöntem, bilateral faset stabilizasyonunu kullanır ve yaralanma ile ilişkili hareket eserlerinden kaçınır. Bu cihaz, 0.5-2 m / s 11 , 15 arasında ayarlanabilen yüksek etkili bir hız kullanmaktadır. Lazer sensörü ESCID modelinde kullanılan Ling Vibratör&#39;den daha ileri seviyedeydi ve doku temasını gerektirmeden omuriliğin yüzeyinden olan mesafeyi hassas bir şekilde ölçer. Model başlangıçta sıçan SCI üretmek üzere geliştirildi ve şimdi farelerde ve insan olmayan primatlarda 16 değişiklikler yaparak SCI üretmek üzere uyarlandı. Omurga stAbilizasyon, tüm deneysel SCI yöntemlerinde, özellikle doku yer değiştirme modellerinde değişkenliği azaltır. Lazer mesafe sensörü, solunum hareketleri sırasında omuriliğin doku yer değiştirmesinin büyüklüğünü belirler. Lazerin odaklandığı omuriliğin burulma noktasının vurduğu aynı noktanın olması önemlidir. Bu adım, çarpma uçları ve lazer ışını hizalandığında kalibrasyon adımı ( Şekil 3 ) sırasında gerçekleştirilir. Bu modelin potansiyel zayıflığı, dokuların yer değiştirmesinin büyüklüğünün dura yüzeyinden ölçülmesidir. Dura kalınlığı hayvanlar arasında ihmal edilebilir bir fark oluştursa da, beyin omurilik sıvısı (BOS) ile doldurulmuş subaraknoid alanda belirgin değişkenlik olabilir. Yaralanma sonuçlarındaki değişkenlik, küçük doku yer değiştirmesini kullanarak çok hafif bir kontüzyon yaralanması üretirken ortaya çıkabilir. Genel olarak, yaralanmanın tutarlılığı esas olarak bağlıdırDoku deplasmanının doğruluğuna ve ayrıca pistonun hızı ve doku temas süresine bağlıdır. Doku yer değiştirmesi aralığı geniş (doğruluk: 0-10 ± 0.005 mm). Kemirgenlerde ve insan olmayan primatlardaki daha önceki pilot verilere ve yayınlanmış bilgiye dayanarak, SC&#39;nin ön-arka çapının% 20&#39;lik bir yer değiştirmesi hafif bir SCI,% 30-40&#39;lık bir yer değiştirme orta SCI ve% 50&#39;den fazla yer değiştirme üretir 1 m / s hızında şiddetli SCI üretir. Hayvan türüne bağlı olarak hafif farklılıklar olacaktır. Bekleme süresi, bir zaman rölesi kullanarak 0 ila 5 saniye arasında ayarlanabilir. Çalışmamızda, bekleme süresi 300 ms olarak ayarlanmıştır. Bu, NYU ve IH modelleri de dahil olmak üzere diğer SCI aygıtlarının bekleme sürelerini çoğaltmak için kolayca ayarlanabilir. Özetle, yetişkin farelerde kontüzif SCI&#39;ye yer değiştirme tabanlı bir model geliştirdik. Model, bilateral spinal yamtakları stabilize etmek için kordondan kaçınarak U şeklinde bir stabilizatör kullanırKord bezi yüzeyinin lazer kılavuzlu ölçümü ile ilişkili hareket eserleridir. Bu model 0.5-2 m / s&#39;lik yüksek hızlı kord yaralanmaları üretebilir. Lazer sensörü, hız ve çarpma yüzeyine olan uzaklığı belirlemek için geleneksel yöntemden daha doğrudur. Model omurilik yaralanmalarını hafiften şiddetliye kadar her seviyede üretebilir. Değiştirildiğinde, bu cihaz sıçanlarda ve insan olmayan primatlar gibi büyük hayvanlarda da yaralanmalara neden olabilir.

İnsanlarda meydana gelen en yaygın omurilik yaralanması (SCI) kontra SCI 1&#39;dir . SCI&#39;yi takiben yaralanma mekanizmalarını ve çeşitli terapötik stratejileri araştırmak için kemirgenlerde kesin, tutarlı ve tekrarlanabilir kontüzif SCI modeli gereklidir. Deneysel SCI araştırmasında 2 , 3 , 4 , 5 , 6 numaralı çeşitli yaralanma üreten mekanizmalara sahip birçok omurilik kasılması yaralanma modelleri kullanılmıştır. Özellikle ağırlık düşüşüne dayalı New York Üniversitesi (NYU) / Çok Merkezli Hayvan Spinal Kord Yaralanması Araştırmaları (MASCIS) çarpma tertibatı 3 , 6 , Ohio State Üniversitesi (OSU) çarpma / elektromanyetik SCI cihazı (ESCID) 5 , 7 , birD Sonsuz Ufuk (IH) çarpma tertibatı 4 , 8 - SCI araştırma alanında yaygın şekilde kabul edilmektedir. NYU / MASCIS darbe alıcısı veya eşdeğeri , birden fazla yaralanma şiddeti 3 , 6 yaratmak için hedef omuriliğe farklı yüksekliklerden sabit bir ağırlık düşürerek yaralanma meydana getirir. OSU / ESCID, doku yer değiştirmesini başlatarak yaralanmaya neden olur 5 , 7 . IH darbe üreteci omurilik 4 , 8&#39;e farklı kuvvetler uygulayarak yaralanır. Her impaktör, yaralanma sonuçlarını etkileyen önemli bir parametre olan farklı bir hız kullanır. NYU / MASCIS cihazı, 0.33-0.9 m / s aralığında hızlar üretir. IH cihazının maksimum hızı 0,13 m / s 4&#39;tür . OSU / ESCID çarpma tertibatı 0.148 m / s sabit bir hıza sahiptir 5 . Özellikle,Se modelleri, klinik hızlarda gözlemlenenden daha düşük olup, genellikle 1.0 m / s 9&#39;u aşmaktadır. Burada, yüksek çarpma hızı 10 olan farelerde SCI üretmek için, Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı (LISA) adı verilen yeni bir yer değiştirme tabanlı kirletici SCI cihazı sunuyoruz. Bu sistem, sabit, tekrarlanabilir bir SCI üretilmesine olanak sağlayarak, omurgayı yaralanma yerine sıkıca sabitleyen bir omurgalı sabitleyici içerir. Cihazın lazer sensörü, doku yer değiştirmesinin kesin olarak belirlenmesini ve sonuçta ortaya çıkan SCI şiddetini sağlar. Omurilik ile temas noktasındaki pistonun hızı 0.5 ila 2 m / s arasında ayarlanabilir. Bu yaralanma parametreleri, klinik olarak görülen travmatik SCI&#39;yi yakından taklit eder.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="928">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine (7.2mg/ml)/Xylazine (0.475mg/ml)/Acepromazine</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td>
			<td style="width:247px;">Anesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Buprenorphine(0.03mg/ml)</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-891-9756</td>
			<td>Pain relief agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofen</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-844-7425</td>
			<td>antibiotic agent</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">19-027132</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dukal Gauze Sponges</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">22-415-490</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Decon Ethanol 200 Proof</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">04-355-450</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1ml NORM-JECT</td>
			<td style="width:219px;">HENKE SASS WOLF</td>
			<td style="width:248px;">D-78532</td>
			<td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10ml Syringe</td>
			<td style="width:219px;">TERUMO</td>
			<td style="width:248px;">REF SS-10L</td>
			<td>for saline injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Artificial Tears Eye Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-870-5261</td>
			<td>provent eyes from dry</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Antiobiotic Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-877-0876</td>
			<td>provent surgery cut from infection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton Tipped Applicators</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:248px;">1006015</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Instrument Sterilizer</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">18000-50</td>
			<td>for sterilizing surgery tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine Forceps</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">11223-20</td>
			<td>grasp tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">10003-12</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel Blade #15</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">10015-00</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hemostat</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">13004-14</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rongeur</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">16021-14</td>
			<td>laminectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agricola Retractor</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">17005-04</td>
			<td>keep the surgery view open</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">14040-10</td>
			<td>for muscle seperated from spine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile sutures</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">12051-10</td>
			<td>skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Vertebral stabilizer</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Stabilize and expose the vertebra</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">LISA</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

Tutarlı ve tekrarlanabilir kontüzif omurilik hasarı (SCI) üretmek, deney hayvanları arasındaki davranışsal ve histolojik değişkenliklerin en aza indirgenmesi için önemlidir. Farklı mekanizmaları kullanarak yaralanmalar üretmek için çeşitli kasık SCI modelleri geliştirildi. SCI şiddeti belirli bir ağırlığın düştüğü yüksekliğe, yaralanma kuvvetine veya omuriliğin yer değiştirmesine dayanır. Bu çalışmada, yaralanma hızı ve doğruluğu yüksek bir yer değiştirme tabanlı SCI oluşturabilen yeni bir fare kontüzif SCI cihazı, Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı (LISA) çarpma aracı tanıtıyoruz. Bu sistem kademeli ve tekrar üretilebilir yaralanmalar üretmek için gelişmiş yazılımla birlikte lazer mesafe sensörlerini kullanmaktadır. Adım adım prosedürü göstermek için farelerde 10. torasik vertebra (T10) seviyesinde kontrast SCI uyguladık. Model ayrıca servikal ve lomber spinal seviyelerine de uygulanabilir.

Bu cihaz beş ana bileşenden oluşur: (1) çarpma uçlu bir gövde ( Şekil 1C ), (2) yazılımlı bir bilgisayar ( Şekil 1B ), (3) bir elektrik kontrol kutusu ( Şekil 1B ), (4) a Vertebral stabilizatör ( Şekil 2A ) ve (5) pnömatik kontrol sistemi için sıkıştırılmış hava ( Şekil 1A ). Hassas doku yer değiştirmesini başlatmak için sistem, tamamen uzatılmış piston ipucu ve hedeflenen omurilik dorsal yüzeyi arasındaki mesafeyi ölçmek için bir lazer sensörüne güvenir. Yazılım, lazer ışınının yalnızca çarpma tertibatının yansıtıcı yüzeyine ulaşması nedeniyle ucu 4 mm kalınlığında tutmaktadır ( Şekil 2B ve Şekil 3A -1 ). Piston ucunun yerleştirilebileceği iki konum vardır: (1) iN Lazer ışınının yolunda ( Şekil 3A -1 ) veya (2) lazer ışınından uzaktaki yanal bir konumda ( Şekil 3B -1 ). Piston lazer ışını yolundayken ( Şekil 3A -1 ) çarpma tertibatının ucundan mesafeyi ölçer ve uzatma ve geri çekme arasındaki hareket esnasında çarpma ucunun hızını izler. Piston, lazer ışını yolundan uzaktaki yanal konumdayken ( Şekil 3B -1 ), lazer ile omurilik arasındaki mesafe ölçülür. Vertebral stabilizatörümüzü kullanarak T10 vertebranın stabilize edilmesi, işlemin ayrılmaz bir bileşenidir ( Şekil 2A ) 10 , 11 . Lazer sensörünü kullanarak güvenilir uzaklık ölçümleri,Hedef varlığı, hareket varsa bozulabilir. Bu sistemin doğruluğunu ve tutarlılığını belirlemek için, 8 fareye 0.5 mm yer değiştirme yaralanmaları yapıldı. Bu hayvanlar, ± 0.001 mm (± SD) bir deplasman değişkenliği göstererek, sistemin son derecede doğru ve tekrarlanabilir olduğunu gösteriyor. Şekil 4 , stabilizördeki ( Şekil 4A ) hareketsizleştirilmiş hedef vertebrayı ve cerrahi bir mikroskop altında kontüzyona ( Şekil 4B ) ve sonra ( Şekil 4C ) maruz kalan T10 omuriliğini göstermektedir. Basınçlı havanın basıncı, yaralanma anındaki çarpma kuvvetinin hızını kontrol eder. Verilerimiz, 138 kPa basınçta çarpma hızının 0.81 ± 0.0345 m / s (ortalama ± SD) olduğunu göstermektedir. Elektrik kutusu kumandaları üzerindeki düğme ( Şekil 1B )Yaralanmayı takiben ip kablosu temasının süresi (bekleme süresi) ve 0 ila 5,000 ms arasında ayarlanabilir. Çoğu deneyde ip ucu kalma süresi, 0.32 ± 0.0147 s (ortalama ± SD) olarak belirlenmiştir ( Şekil 5 ). Bu cihazı kullanarak ciddiyetle bağlı kontüzif yaralanmalar yetişkin farelerde 0 mm (sahte kontrol), 0.2 mm (hafif yaralanma), 0.5 mm (orta derecede yaralanma) ve 0.8 mm (ciddi yaralanma) doku yer değiştirmeleri ile üretilebilir ( Şekil 6 ). <img alt="Şekil 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Şekil 1: Louisville Yaralanma Sistem Aleti (LISA). ( A ) Sistem çarpma tertibatı, bir kontrol sistemi ve bir basınçlı hava kaynağı içermektedir. ( B ) Kontrol sistemi bir kontrol kutusu ve bir dizüstü bilgisayar içermektedir. Kontrol kutusunun yazılım ve kontrol düğmeleri kullanıcıyaYaralanma parametrelerini söyle. ( C ) Lazer sensörü cihazın ana bileşenidir ve yaralanma hedefinin pozisyonunu, omurgadan sensöre olan mesafeyi ve yaralanma hızını ölçer. Darbe ucunun hızlı aşağı ve yukarı hareketi basınçlı hava ile sağlanmaktadır. Hasarın yeri ve doku yer değiştirmesinin ciddiyeti, hareketi üç boyutlu kontrol eden mikroişlemciler tarafından ayarlanır. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="şekil 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Şekil 2: Stabilizatör ve Fare Tutacağı. ( A ) Omurga sabitleyicileri, farenin omurgasını tutmak için U şeklinde bir çukur ve iki metal koldan oluşur. ( B ) Stabilizatör daha sonra çarpma tertibatı üzerine monte edilir. TO kırmızı çizgi lazer ışınının yolunu belirtir. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Şekil 3: Bir Contusive SCI Oluşturma Metodu. ( A - C ) Üç yaralanma parametresi / bölgesi olan Grafik Kullanıcı Arayüzü (GUI) yazılımı gösterilmiştir. ( A , A-1 ) Yeşil bölge (SET ZERO LEVEL) pistonu ucunun mesafesini kalibre eder. Kırmızı çizgi, lazer ışınının yolunu belirtir. ( B , B-1 ) Mavi bölge yaralanma seviyesini ayarlamak için kullanılır (SET JOUR LEVEL). Darbe cihazı yukarı kaldırılır ve lazer ışının sıfır seviyesini ayarlamak için omuriliğin sırt yüzeyine erişmesini sağlamak için yanlamasına sağa doğru hareket ettirilir. Kırmızı çizgi lazer b&#39;yi gösterir<html> Eam yolu. ( C , C-1 ) Darbeden önce, ucu yaralanmayı (RUN) gerçekleştirmek için ucu geri lazer ışınına yönlendirilir. Yaralanma parametreleri kırmızı bölgenin altındadır (RUN DENEYİ). Kırmızı çizgi, lazer ışınının yolunu belirtir. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Şekil 4: Yaralanmaya Maruz Kalma ve Değerlendirme. ( A ) Omurga sabitleyicisinin metal kolları T10 omurgasını stabilize eder. ( B ) omuriliği açığa çıkarmak için T10 laminektomi, sırt damarları açıkça görüldü. ( C ) Omuriliğin dorsal yüzeyindeki darbe kaynaklı kontüzyon (ok) yaralanmayı teyit eder. Ölçek çubuğu = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bu figürde daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız. <img alt="Şekil 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Şekil 5: Yaralanma Parametreleri. Tutarlı yaralanma parametreleri, doku yer değiştirmesi (mm), yaralanma hızı (m / s) ve uç kalış süresi (ler) i içerir. N = 8, Ortalama ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Şekil 6: Histolojik Değerlendirme. Spinal kordların, Cresyl Violet ve Eosin ile boyanan temsili kesitleri, ( A ) sahte (0 mm), ( B ) hafif (0.2 mm), ( C) </stronG&gt;) orta (0.5 mm) ve ( D ) şiddetli (0.8 mm) kontüzif SKY&#39;leri T10&#39;da LISA cihazı kullandı. Yaralanma merkezindeki görüntüler çekildi. Ölçek çubuğu = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Yetişkin farelerde tutarlı bir kontüzif omurilik yaralanması üretebilen doku yer değiştirme tabanlı kontüzyon omurilik hasarı modelini sunuyoruz.

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Görüntüleme.  Indiana University School of Medicine.  Yetişkin farelerde tutarlı bir kontüzif omurilik yaralanması üretebilen doku yer değiştirme tabanlı kontüzyon omurilik hasarı modelini sunuyoruz. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Sıçanlarda Spinal Kord Yaralanma sonrası Akut ve Kronik Dokunsal Duyu Testi

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Tıp

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Farelerde Kontrollü Servikal yırtığı Sakatlık

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Sıçanlarda Şiddetli Spinal Kord Yaralanması bir bere modeli

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Kontuzif omurilik hasarın üretmek için Yeni Bir Omurga Stabilizasyon Yöntemi

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Kronik Spinal Kord Yaralanması Bireylerde Solunum Motor Kontrol Değerlendirmesi (RMCA) kullanarak Solunum Kas Aktivasyon Değerlendirilmesi

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Travmatik Beyin Hasarı için Kontrollü Kortikal Etki Modeli

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

A Radyo-telemetrik Sistemi Omurilik transeksiyonu ve Embriyonik Nöral Hücre Greftler Kök Sıçanlarda Kardiyovasküler Fonksiyonu Monitör

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...