Bu çalışma kısmen NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562 tarafından desteklenmiştir; ABD Gazi İşleri Bakanlığı&#39;ndan Merhere İnceleme Ödülü I01 BX002356; Craig H Neilsen Vakfı 296749; Indiana Spinal Cord ve Beyin Hasarı Araştırma Vakfı ve Mari Hulman George Teşvik Fonu (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Indiana Eyaleti ISDH 13679 (XW); Ve NeuroCures Vakfı.

Tüm cerrahi ve hayvan taşıma prosedürleri, Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu (Ulusal Araştırma Konseyi) ve Indiana Üniversitesi Tıp Fakültesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi Kılavuzları kapsamında onaylanmış şekilde gerçekleştirildi. 1. Hayvanı Hazırlama ve T10 Spinal Laminektomi Yapma <ol><li> Bir otoklavda cerrahi aletleri ve metal omurga stabilizatörünü sterilize edin. Ameliyat masasını temizleyin. Isıtma pedini 37 ° C&#39;ye ısıtın. Isıtma pedini ameliyat masasına yerleştirin ve steril cerrahi örtülerle örtün. Ameliyat boyunca steril teknik kullanın. </li><li> Bu çalışma için 10 haftalıkken kadın genç yetişkin C57 / 6J farelerini kullanın. Her hayvana bir ketamin (87.7 mg / kg) ve ksilazin (12.3 mg / kg) karışımı intraperitonal (ip) enjeksiyonu ile anestezi uygulayın. Tam bir anestezi teyit etmek için pençenin sıkışmasına neden olan bir ağrı kesici uyarılmaya tepki göstermeden onaylayın. </stro<html> ng&gt; <ol><li> Buprenorfin (0.01-0.05 mg / kg), analjezik bir ajan ve karprofen (5 mg / kg), deri altı anti-inflamatuar ilaç subkütan olarak uygulayın. </li></ol></li><li> Elektrikli bir kesme aleti kullanarak saçları torakolumbar omurganın üzerinden tıraş edin. Cildinizi betadin çözeltisi ve% 70 alkol mendili ile ovun. </li><li> Ameliyat sırasında gözlerin kurumasına engel olmak için gözlere oftalmik merhem uygulayın. </li><li> Neşterle, 9-11 . Torakal vertebral tabakaları açığa çıkarmak için hayvanın arkasında 1.5 cm&#39;lik bir orta hat cilt insizyonu yapın. Subkütan yağ dokusunu rostral olarak itin. Paraspinal kasları spinöz proseslerden ve tabakalardan uzakta, her iki taraftaki yan fasetlere doğru ayırın. </li><li> Fareyi dengeleyicinin U-şeklinde çukurunun üzerine yerleştirin ( Şekil 2A Ve 2B ). Paslanmaz çelik kolları, T10 omurunun açıktaki yüzlerinin altında iki yönlü olarak sıkıştırın (G &quot;&gt; Şekil 4A) ve kollara tutturulmuş başparmak vidalarını kullanarak sıkın ( Şekil 2A ). </li><li> Omurilik üzerinde dura materyali açığa çıkaran bir mikro ronjör kullanarak T10 spinöz prosesi ve laminayı (laminektomi) çıkarın ( Şekil 4B ). </li></ol> 2. LISA İmpaktörünü Kullanarak T10 Contozisyon Hasarını Gerçekleştirme <ol><li> Bu çalışma için sıkıştırılmış azotu 20 PSI veya 138 kPa&#39;ya ayarlamak için azot tankı üzerindeki basınç regülatörünün düğmesini çevirin ( Şekil 1A ). NOT: Basınç 10-120 PSI arasında ayarlanabilir. Daha yüksek bir basınç, daha hızlı bir darbeye neden olacaktır. 1,2 mm çaplı SCI cihaz ucu fareler için tasarlanmıştır ve sıçanlar için 2,2 mm çapında uç tasarlanmıştır. Farelerden sıçanlara geçiş yapılırken, daha büyük çaplı uç, metal uca bir halka eklenerek oluşturulabilir (kimlik 1.2 mm / oda 2.2 mm). Bu farelerde 1.2 mm uç kullandık SCItudy. Kullanmadan önce SCI ucunu sterilize edin. </li><li> Yazılımı başlatmak için bilgisayarı açın. Çarpıcı ucunu tamamen uzatılmış konuma getirmek için Düğme 1&#39;i ( Şekil 1B ) basınız ( Şekil 3A -1 ). NOT: Düğme 1&#39;in işlevi pnömatik silindiri elle etkinleştirmek veya devre dışı bırakmaktır. </li><li> Sahne üzerine U şeklindeki kap fareyle yerleştirin ( Şekil 2B ). Montaj parçasının başparmak vidalarını sıkarak sahneyi yerinde sabitleyin ( Şekil 2B ). </li><li> &quot;SET SIFIR DÜZEYİ&quot; alanının (yeşil) altında, &quot;OKUMAYI BAŞLAT&quot; düğmesini tıklatarak ( ªekil 3A ), tamamen uzatılmış plançer ucuna olan mesafeyi ölçen bir lazer sensörü ile sıfır seviyesini ayarlayın. Mesafe, bu bölgedeki &quot;Aralık&quot; parametresinde gösterilecektir ( Şekil 3A ). &quot;Sıfırlama&quot; düğmesini tıklayın ( Şekil 3A&#39;da gösterilen 8.951 mm) mm cinsinden bir sayı görünecektir. </li><li> Darbe ucunu geri çekmek için Düğme 1&#39;e ( Şekil 1B ) basınız ( Şekil 3B -1 , bir üst ok ile gösterilmiştir) ve Bağlantı Vidası 1&#39;in kilidini açınız ( Şekil 2B ). Vidayı lazer ışını yolundan uzaklaştıracak doğru konuma çekin ( Şekil 3B -1 , yanal ok ile gösterilir) ve vidayı kilitlemek için vidayı saat yönünde 90 derece çevirin. </li><li> Lazer ışını maruz kalan dorsal spinal kordun merkezine odaklamak için ön ve yan mikroişlemcileri ( Şekil 1C ) ayarlayarak sahne hareket ettirin. Yaralanma yerinin hedeflenmesinden sonra, &quot;HATA YAPMAYIN&quot; başlığı altındaki &quot;OKUMAYI BAŞLAT&quot; düğmesine tıklayarak doku mesafesini ölçünEVEL &quot;bölgesi (mavi) ( Şekil 3B ve 3B-1 ). </li><li> İstenilen yer değiştirme parametresine ( örneğin, &quot;Yaralanma&quot; parametre kutusunda gösterilen 0.500 mm&#39;ye) ulaşmak için &quot;YARALANIN SEVİYESİNİ ALIN&quot; alanına dikey mikro sürücüyle ( Şekil 1C ) sensör ve omurilik arasındaki mesafeyi yavaşça ayarlayın (Mavi) ( Şekil 3B ). <ol><li> Arzu edilen yaralanma yer değiştirmesine erişildiğinde, doku mesafesini kaydedin ( örneğin, &quot;Aralık&quot; parametre kutusunda gösterilen 8.451 mm) ( Şekil 3B ). İstenen yer değiştirmeyi (Yaralanma) = uç mesafesi (Sıfır) - doku mesafesini (Aralık) ( Şekil 3B ) tanımlayın. İstenilen yaralanma ( örn. 0.500 mm doku deplasmanı) ulaşıldığında ( Şekil 3B ), &quot;HATA ZİDİRLATMASI&quot; alanının altındaki &quot;HATALARINIZI KONTROL EDİN&quot; düğmesine tıklayın.Yaralanma ayarlayın. </li></ol></li><li> Vidayı 1 saat 90 ° döndürerek vidanın kilidini açın, çarpma ucunu lazer ışınının yörüngesine geri itin ( Şekil 3C -1 , okla gösterilen yönde) ve vidayı saat yönünde 90 ° döndürerek kilitleyin. </li><li> Etkiyi uygulamak için kırmızı &quot;RUN DENEY&quot; bölgesinin altındaki Çalıştır düğmesini tıklayın ( Şekil 3C ). Bu bölgenin altındaki parametre kutuları, yaralanma zamanı, kuvvet (mV), hız (m / s) ve yaralanma yer değiştirmesi (mm) ( Şekil 3C ) gösterecektir. </li><li> Tüm yaralanma verileri kaydedildikten ve kaydedildikten sonra, sahnedeki fareyle U şeklindeki yalakayı çıkarın. Cerrahi bir mikroskop altında omurilik hasarını görsel olarak onaylayın ( Şekil 4C ). </li><li> Paravertebral kasları, yüzeyel fasyayı ve cildi, 3-0 ipekle sürekli sütür kullanarak dikin (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Enjekte etmek1 mL% 0.9&#39;luk salin ile hidrasyon için subkutan yoldan alın ve tam bir bilinç elde edilinceye kadar sıcaklık kontrollü bir ped üzerine koyun. Fare, erişilebilir yiyecek ve su içeren kafese yerleştirin. </li><li> Ameliyat sonrası bakım için, spontan mesane işeme dönene kadar mesaneyi manuel olarak ifade edin. Analjezik için, 2 gün süreyle 8-12 saat / gün Buprenorfin (0.05-2.0 mg / kg, SQ) enjekte edin. Mesane enfeksiyonu ortaya çıkarsa, 7-10 gün süreyle Baytril (SQ, 5-10 mg / kg, 0.1 mL, günlük 1 doz) enjekte edin. Bölgesel / sistemik enfeksiyon ortaya çıkarsa, 4 gün boyunca Gentamisin (SQ, 5-8 mg / kg, 1 mL steril tuzlu suda her 8-12 saatte seyreltilir) enjekte edin. </li><li> SCI&#39;den 14 gün sonra dikiş iplerini çıkartın. </li><li> Hasar sonrası 42. günde, fareler perfüzyon yoluyla kurban edilecek. 1.2 olarak uygun anestezi yapıldıktan sonra, 0.01 M PBS&#39;de 30 ml (0.01M) fosfat tamponlu salin (PBS) ve 30 ml% 4 paraformaldehid ile perfüze edilecektir. Lezyon epik dahil omuriliğin bir santimetresiBölümleme ve histolojik analizler için toplanır ve işlenir. </li></ol>

<ol><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li>
<li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+in+the+rat%3A+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li>
<li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li>
<li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury%3A+Characterization+of+a+force-defined+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li>
<li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+spinal+cord+injury%3A+a+dynamic+and+verifiable+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li>
<li>Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYoung%2C+W+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).</li>
<li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJakeman%2C+LB+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).</li>
<li>Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aScheff%2C+S+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).</li>
<li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6373138">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li>
<li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li>
<li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://jamanetwork.com/journals/jama/article-abstract/448138">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li>
<li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li>
<li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surg.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li>
<li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li>
</ol>

Christopher B. Shields, MD, Louisville Impactor System, LLC tarafından üretilen Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı&#39;nın (LISA) mülkiyetindedir.

1911&#39;de Allen, köpekler 12&#39;nin maruz kalmış omurilik kordlarında yaralanmalara neden olmak için sabit bir ağırlık kullanarak ilk ağırlık düşüş modelini tarif etti. Benzer düşme düşüş modelleri, NYU / MASCIS çarpma tertibatı 3 , 6 , 13 , 14 dahil olmak üzere Allen modeline dayalı olarak geliştirildi. Ağırlık düşüş modeline ek olarak, diğer SCI cihazları da oluşturuldu. OSU / ESCID 5 , 7 modeli yaralanma şiddetini kontrol etmek için bir doku değiştirme mekanizması kullanır ve IH modeli 4,8, kademeli bir SCI oluşturmak için kuvvet kullanır. Bu sistemlerde, vertebral stabilizasyon, burun ve kaudal spinöz proseslerin hasar alanına sıkıştırılmasıyla elde edilir. Bu cihazlar, özellikle 0.33 - 0.9 m / s (NYU / MASCIS), 0.148 m / s (OSU / ESCID) düşük yaralanma hızları kullanırlar;Ve 0.13 m / s (İH). Rstral ve kaudal spinöz prosesleri stabilize etmek, çarpma esnasında omurga esnekliği ve omurga hareketine neden olabilir ve bu da yaralanma hassasiyetini etkileyebilir. LISA yöntemi, özellikle omurga instabilitesi ve düşük yaralanma hızı açısından mevcut modellerin eksikliklerinin üstesinden gelmeye çalışmaktadır. Bu yöntem, bilateral faset stabilizasyonunu kullanır ve yaralanma ile ilişkili hareket eserlerinden kaçınır. Bu cihaz, 0.5-2 m / s 11 , 15 arasında ayarlanabilen yüksek etkili bir hız kullanmaktadır. Lazer sensörü ESCID modelinde kullanılan Ling Vibratör&#39;den daha ileri seviyedeydi ve doku temasını gerektirmeden omuriliğin yüzeyinden olan mesafeyi hassas bir şekilde ölçer. Model başlangıçta sıçan SCI üretmek üzere geliştirildi ve şimdi farelerde ve insan olmayan primatlarda 16 değişiklikler yaparak SCI üretmek üzere uyarlandı. Omurga stAbilizasyon, tüm deneysel SCI yöntemlerinde, özellikle doku yer değiştirme modellerinde değişkenliği azaltır. Lazer mesafe sensörü, solunum hareketleri sırasında omuriliğin doku yer değiştirmesinin büyüklüğünü belirler. Lazerin odaklandığı omuriliğin burulma noktasının vurduğu aynı noktanın olması önemlidir. Bu adım, çarpma uçları ve lazer ışını hizalandığında kalibrasyon adımı ( Şekil 3 ) sırasında gerçekleştirilir. Bu modelin potansiyel zayıflığı, dokuların yer değiştirmesinin büyüklüğünün dura yüzeyinden ölçülmesidir. Dura kalınlığı hayvanlar arasında ihmal edilebilir bir fark oluştursa da, beyin omurilik sıvısı (BOS) ile doldurulmuş subaraknoid alanda belirgin değişkenlik olabilir. Yaralanma sonuçlarındaki değişkenlik, küçük doku yer değiştirmesini kullanarak çok hafif bir kontüzyon yaralanması üretirken ortaya çıkabilir. Genel olarak, yaralanmanın tutarlılığı esas olarak bağlıdırDoku deplasmanının doğruluğuna ve ayrıca pistonun hızı ve doku temas süresine bağlıdır. Doku yer değiştirmesi aralığı geniş (doğruluk: 0-10 ± 0.005 mm). Kemirgenlerde ve insan olmayan primatlardaki daha önceki pilot verilere ve yayınlanmış bilgiye dayanarak, SC&#39;nin ön-arka çapının% 20&#39;lik bir yer değiştirmesi hafif bir SCI,% 30-40&#39;lık bir yer değiştirme orta SCI ve% 50&#39;den fazla yer değiştirme üretir 1 m / s hızında şiddetli SCI üretir. Hayvan türüne bağlı olarak hafif farklılıklar olacaktır. Bekleme süresi, bir zaman rölesi kullanarak 0 ila 5 saniye arasında ayarlanabilir. Çalışmamızda, bekleme süresi 300 ms olarak ayarlanmıştır. Bu, NYU ve IH modelleri de dahil olmak üzere diğer SCI aygıtlarının bekleme sürelerini çoğaltmak için kolayca ayarlanabilir. Özetle, yetişkin farelerde kontüzif SCI&#39;ye yer değiştirme tabanlı bir model geliştirdik. Model, bilateral spinal yamtakları stabilize etmek için kordondan kaçınarak U şeklinde bir stabilizatör kullanırKord bezi yüzeyinin lazer kılavuzlu ölçümü ile ilişkili hareket eserleridir. Bu model 0.5-2 m / s&#39;lik yüksek hızlı kord yaralanmaları üretebilir. Lazer sensörü, hız ve çarpma yüzeyine olan uzaklığı belirlemek için geleneksel yöntemden daha doğrudur. Model omurilik yaralanmalarını hafiften şiddetliye kadar her seviyede üretebilir. Değiştirildiğinde, bu cihaz sıçanlarda ve insan olmayan primatlar gibi büyük hayvanlarda da yaralanmalara neden olabilir.

İnsanlarda meydana gelen en yaygın omurilik yaralanması (SCI) kontra SCI 1&#39;dir . SCI&#39;yi takiben yaralanma mekanizmalarını ve çeşitli terapötik stratejileri araştırmak için kemirgenlerde kesin, tutarlı ve tekrarlanabilir kontüzif SCI modeli gereklidir. Deneysel SCI araştırmasında 2 , 3 , 4 , 5 , 6 numaralı çeşitli yaralanma üreten mekanizmalara sahip birçok omurilik kasılması yaralanma modelleri kullanılmıştır. Özellikle ağırlık düşüşüne dayalı New York Üniversitesi (NYU) / Çok Merkezli Hayvan Spinal Kord Yaralanması Araştırmaları (MASCIS) çarpma tertibatı 3 , 6 , Ohio State Üniversitesi (OSU) çarpma / elektromanyetik SCI cihazı (ESCID) 5 , 7 , birD Sonsuz Ufuk (IH) çarpma tertibatı 4 , 8 - SCI araştırma alanında yaygın şekilde kabul edilmektedir. NYU / MASCIS darbe alıcısı veya eşdeğeri , birden fazla yaralanma şiddeti 3 , 6 yaratmak için hedef omuriliğe farklı yüksekliklerden sabit bir ağırlık düşürerek yaralanma meydana getirir. OSU / ESCID, doku yer değiştirmesini başlatarak yaralanmaya neden olur 5 , 7 . IH darbe üreteci omurilik 4 , 8&#39;e farklı kuvvetler uygulayarak yaralanır. Her impaktör, yaralanma sonuçlarını etkileyen önemli bir parametre olan farklı bir hız kullanır. NYU / MASCIS cihazı, 0.33-0.9 m / s aralığında hızlar üretir. IH cihazının maksimum hızı 0,13 m / s 4&#39;tür . OSU / ESCID çarpma tertibatı 0.148 m / s sabit bir hıza sahiptir 5 . Özellikle,Se modelleri, klinik hızlarda gözlemlenenden daha düşük olup, genellikle 1.0 m / s 9&#39;u aşmaktadır. Burada, yüksek çarpma hızı 10 olan farelerde SCI üretmek için, Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı (LISA) adı verilen yeni bir yer değiştirme tabanlı kirletici SCI cihazı sunuyoruz. Bu sistem, sabit, tekrarlanabilir bir SCI üretilmesine olanak sağlayarak, omurgayı yaralanma yerine sıkıca sabitleyen bir omurgalı sabitleyici içerir. Cihazın lazer sensörü, doku yer değiştirmesinin kesin olarak belirlenmesini ve sonuçta ortaya çıkan SCI şiddetini sağlar. Omurilik ile temas noktasındaki pistonun hızı 0.5 ila 2 m / s arasında ayarlanabilir. Bu yaralanma parametreleri, klinik olarak görülen travmatik SCI&#39;yi yakından taklit eder.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

Tutarlı ve tekrarlanabilir kontüzif omurilik hasarı (SCI) üretmek, deney hayvanları arasındaki davranışsal ve histolojik değişkenliklerin en aza indirgenmesi için önemlidir. Farklı mekanizmaları kullanarak yaralanmalar üretmek için çeşitli kasık SCI modelleri geliştirildi. SCI şiddeti belirli bir ağırlığın düştüğü yüksekliğe, yaralanma kuvvetine veya omuriliğin yer değiştirmesine dayanır. Bu çalışmada, yaralanma hızı ve doğruluğu yüksek bir yer değiştirme tabanlı SCI oluşturabilen yeni bir fare kontüzif SCI cihazı, Louisville Yaralanma Sistemi Aparatı (LISA) çarpma aracı tanıtıyoruz. Bu sistem kademeli ve tekrar üretilebilir yaralanmalar üretmek için gelişmiş yazılımla birlikte lazer mesafe sensörlerini kullanmaktadır. Adım adım prosedürü göstermek için farelerde 10. torasik vertebra (T10) seviyesinde kontrast SCI uyguladık. Model ayrıca servikal ve lomber spinal seviyelerine de uygulanabilir.

Bu cihaz beş ana bileşenden oluşur: (1) çarpma uçlu bir gövde ( Şekil 1C ), (2) yazılımlı bir bilgisayar ( Şekil 1B ), (3) bir elektrik kontrol kutusu ( Şekil 1B ), (4) a Vertebral stabilizatör ( Şekil 2A ) ve (5) pnömatik kontrol sistemi için sıkıştırılmış hava ( Şekil 1A ). Hassas doku yer değiştirmesini başlatmak için sistem, tamamen uzatılmış piston ipucu ve hedeflenen omurilik dorsal yüzeyi arasındaki mesafeyi ölçmek için bir lazer sensörüne güvenir. Yazılım, lazer ışınının yalnızca çarpma tertibatının yansıtıcı yüzeyine ulaşması nedeniyle ucu 4 mm kalınlığında tutmaktadır ( Şekil 2B ve Şekil 3A -1 ). Piston ucunun yerleştirilebileceği iki konum vardır: (1) iN Lazer ışınının yolunda ( Şekil 3A -1 ) veya (2) lazer ışınından uzaktaki yanal bir konumda ( Şekil 3B -1 ). Piston lazer ışını yolundayken ( Şekil 3A -1 ) çarpma tertibatının ucundan mesafeyi ölçer ve uzatma ve geri çekme arasındaki hareket esnasında çarpma ucunun hızını izler. Piston, lazer ışını yolundan uzaktaki yanal konumdayken ( Şekil 3B -1 ), lazer ile omurilik arasındaki mesafe ölçülür. Vertebral stabilizatörümüzü kullanarak T10 vertebranın stabilize edilmesi, işlemin ayrılmaz bir bileşenidir ( Şekil 2A ) 10 , 11 . Lazer sensörünü kullanarak güvenilir uzaklık ölçümleri,Hedef varlığı, hareket varsa bozulabilir. Bu sistemin doğruluğunu ve tutarlılığını belirlemek için, 8 fareye 0.5 mm yer değiştirme yaralanmaları yapıldı. Bu hayvanlar, ± 0.001 mm (± SD) bir deplasman değişkenliği göstererek, sistemin son derecede doğru ve tekrarlanabilir olduğunu gösteriyor. Şekil 4 , stabilizördeki ( Şekil 4A ) hareketsizleştirilmiş hedef vertebrayı ve cerrahi bir mikroskop altında kontüzyona ( Şekil 4B ) ve sonra ( Şekil 4C ) maruz kalan T10 omuriliğini göstermektedir. Basınçlı havanın basıncı, yaralanma anındaki çarpma kuvvetinin hızını kontrol eder. Verilerimiz, 138 kPa basınçta çarpma hızının 0.81 ± 0.0345 m / s (ortalama ± SD) olduğunu göstermektedir. Elektrik kutusu kumandaları üzerindeki düğme ( Şekil 1B )Yaralanmayı takiben ip kablosu temasının süresi (bekleme süresi) ve 0 ila 5,000 ms arasında ayarlanabilir. Çoğu deneyde ip ucu kalma süresi, 0.32 ± 0.0147 s (ortalama ± SD) olarak belirlenmiştir ( Şekil 5 ). Bu cihazı kullanarak ciddiyetle bağlı kontüzif yaralanmalar yetişkin farelerde 0 mm (sahte kontrol), 0.2 mm (hafif yaralanma), 0.5 mm (orta derecede yaralanma) ve 0.8 mm (ciddi yaralanma) doku yer değiştirmeleri ile üretilebilir ( Şekil 6 ). <img alt="Şekil 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Şekil 1: Louisville Yaralanma Sistem Aleti (LISA). ( A ) Sistem çarpma tertibatı, bir kontrol sistemi ve bir basınçlı hava kaynağı içermektedir. ( B ) Kontrol sistemi bir kontrol kutusu ve bir dizüstü bilgisayar içermektedir. Kontrol kutusunun yazılım ve kontrol düğmeleri kullanıcıyaYaralanma parametrelerini söyle. ( C ) Lazer sensörü cihazın ana bileşenidir ve yaralanma hedefinin pozisyonunu, omurgadan sensöre olan mesafeyi ve yaralanma hızını ölçer. Darbe ucunun hızlı aşağı ve yukarı hareketi basınçlı hava ile sağlanmaktadır. Hasarın yeri ve doku yer değiştirmesinin ciddiyeti, hareketi üç boyutlu kontrol eden mikroişlemciler tarafından ayarlanır. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="şekil 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Şekil 2: Stabilizatör ve Fare Tutacağı. ( A ) Omurga sabitleyicileri, farenin omurgasını tutmak için U şeklinde bir çukur ve iki metal koldan oluşur. ( B ) Stabilizatör daha sonra çarpma tertibatı üzerine monte edilir. TO kırmızı çizgi lazer ışınının yolunu belirtir. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Şekil 3: Bir Contusive SCI Oluşturma Metodu. ( A - C ) Üç yaralanma parametresi / bölgesi olan Grafik Kullanıcı Arayüzü (GUI) yazılımı gösterilmiştir. ( A , A-1 ) Yeşil bölge (SET ZERO LEVEL) pistonu ucunun mesafesini kalibre eder. Kırmızı çizgi, lazer ışınının yolunu belirtir. ( B , B-1 ) Mavi bölge yaralanma seviyesini ayarlamak için kullanılır (SET JOUR LEVEL). Darbe cihazı yukarı kaldırılır ve lazer ışının sıfır seviyesini ayarlamak için omuriliğin sırt yüzeyine erişmesini sağlamak için yanlamasına sağa doğru hareket ettirilir. Kırmızı çizgi lazer b&#39;yi gösterir<html> Eam yolu. ( C , C-1 ) Darbeden önce, ucu yaralanmayı (RUN) gerçekleştirmek için ucu geri lazer ışınına yönlendirilir. Yaralanma parametreleri kırmızı bölgenin altındadır (RUN DENEYİ). Kırmızı çizgi, lazer ışınının yolunu belirtir. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Şekil 4: Yaralanmaya Maruz Kalma ve Değerlendirme. ( A ) Omurga sabitleyicisinin metal kolları T10 omurgasını stabilize eder. ( B ) omuriliği açığa çıkarmak için T10 laminektomi, sırt damarları açıkça görüldü. ( C ) Omuriliğin dorsal yüzeyindeki darbe kaynaklı kontüzyon (ok) yaralanmayı teyit eder. Ölçek çubuğu = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bu figürde daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız. <img alt="Şekil 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Şekil 5: Yaralanma Parametreleri. Tutarlı yaralanma parametreleri, doku yer değiştirmesi (mm), yaralanma hızı (m / s) ve uç kalış süresi (ler) i içerir. N = 8, Ortalama ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Şekil 6: Histolojik Değerlendirme. Spinal kordların, Cresyl Violet ve Eosin ile boyanan temsili kesitleri, ( A ) sahte (0 mm), ( B ) hafif (0.2 mm), ( C) </stronG&gt;) orta (0.5 mm) ve ( D ) şiddetli (0.8 mm) kontüzif SKY&#39;leri T10&#39;da LISA cihazı kullandı. Yaralanma merkezindeki görüntüler çekildi. Ölçek çubuğu = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Yetişkin farelerde tutarlı bir kontüzif omurilik yaralanması üretebilen doku yer değiştirme tabanlı kontüzyon omurilik hasarı modelini sunuyoruz.

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Görüntüleme.  Indiana University School of Medicine.  Yetişkin farelerde tutarlı bir kontüzif omurilik yaralanması üretebilen doku yer değiştirme tabanlı kontüzyon omurilik hasarı modelini sunuyoruz. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Tıp

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Farelerde Kontrollü Servikal yırtığı Sakatlık

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Bir Yenidoğan Fare Omurilik Sıkıştırma Yaralanması Modeli

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Farelerde Tam Traneksiyon Tipi Spinal Kord Yaralanması İndüksiyonu

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Nörobilim

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Minimal İnvaziv Bir Tekniğe Dayalı Bir Fare Kontüzyonu Omurilik Yaralanması Modelinin Oluşturulması

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

C57BL/6J Farede Santral Kord Sendromu Modelinin Kurulması

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Doğru Fare Modelleri için Omurilik Yaralanması Konkontüzyon Cihazı

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Yazar Spotlight: Omurilik Yaralanması Araştırmalarındaki Yeniliklere Bakış

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Farelerde Kontüsif Omurilik Yaralanması Modeli için Otomatik Çarpma Tertibatı

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

Farelerde Doku Yerinden Olma Esaslı Taşan Spinal Kord Yaralanması Modeli

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Sonsuz Horizon Darbeli kullanarak tek taraflı Servikal Spinal Kord Yaralanması bir Contusive Modeli

Farelerde Kontrollü Servikal yırtığı Sakatlık

Omurilik Yaralanması Deneysel Kontuzif Modelinde Sinir Kök Hücre Nakli

Omurilik Sıkıştırma Yaralanma Kalibre Forseps Modeli

Bir Yenidoğan Fare Omurilik Sıkıştırma Yaralanması Modeli

Farelerde Tam Traneksiyon Tipi Spinal Kord Yaralanması İndüksiyonu

Minimal İnvaziv Bir Tekniğe Dayalı Bir Fare Kontüzyonu Omurilik Yaralanması Modelinin Oluşturulması

C57BL/6J Farede Santral Kord Sendromu Modelinin Kurulması

Farelerde Kontüsif Omurilik Yaralanması Modeli için Otomatik Çarpma Tertibatı

Farelerde Kontüsif Omurilik Yaralanması Modeli için Otomatik Çarpma Tertibatı